Name: Immunodétection de la membrane externe de protéines par cytométrie en flux de mitochondries isolées (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-18T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 53 s
Description: Découvrez l'immunodétection des protéines de la membrane externe mitochondriale par cytométrie en flux sur mitochondries isolées de moelle épinière de rongeur. Cette méthode permet l'analyse simultanée de la fonction mitochondriale.

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Nous remercions Laurie Destroismaisons et Sarah Peyrard pour le support technique exceptionnelle et Dr.Alexandre Prat pour l&#39;accès au cytomètre de flux. Nous tenons également à remercier le Dr Timothy Miller pour sa contribution en ce qui concerne la suppression de la myéline des préparations. Ce travail a été financé par les Instituts canadiens de recherche (IRSC) partenariat pour la santé de recherche neuromusculaire, la Fondation canadienne pour l&#39;innovation, Société de la SLA du Canada, la Fondation Frick recherche sur la SLA, Fondation du CHUM et le Fonds de la Recherche en Santé du Québec (CVV). Les deux CVV et NA sont Chercheurs-boursiers du Fonds de la Recherche en Santé du Québec et nouveaux chercheurs des IRSC. SP est soutenu par Tim Noël de stagiaire de la Société canadienne de la SLA.

Les animaux utilisés dans cette étude ont été traitées en stricte conformité à un protocole (N08001CVsr) approuvé par le du Centre Hospitalier de l'Université de Montréal (CRCHUM) Commission institutionnelle du Centre de Recherche pour la protection des animaux qui est conforme aux normes nationales telles que définies par le Canadien Conseil de protection des animaux (CCPA). Préparer tous les réactifs nécessaires pour effectuer ce protocole (tableau 1). Tous les autres détails concernant l'équipement, les fournitures et fournisseurs peuvent être trouvés dans la liste des matériaux. <img alt="Tableau 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51887/51887table1.jpg" width="500"> Tableau 1 Compositions tampons. 1 Collection de Rat moelle épinière <ol><li> Profondément anesthésier le rat (Sprague Dawley) avec 4% isoflorane. Vérifiez anesthésie par un manque de réflexe sur le pincement de ee patte. Euthanasier le rat par décapitation par guillotine. Cette méthode d'euthanasie est préférée à d'autres, ce qui pourrait fausser la moelle épinière. </li><li> Couper la peau du dos pour exposer la colonne vertébrale. Couper la colonne vertébrale avec des ciseaux d'os juste au-dessus de l'os iliaque. Visualiser l'ouverture de la colonne vertébrale. </li><li> Insérer une seringue de 10 ml, avec une pointe de 200 ul de pipette (lié par l'intermédiaire de fusion légèrement supérieur à la flamme), rempli de solution saline tamponnée au phosphate (PBS), dans la colonne vertébrale. </li><li> Rincer la moelle épinière par l'application d'une quantité moyenne de pression sur le piston. </li><li> Si du sang est présent sur la moelle épinière, rincer avec du PBS avant de passer à l'étape suivante. NOTE: Cette méthode a également été validé pour le cerveau et le foie. Si y compris ces tissus, de recueillir la moitié du cerveau de rat euthanasié et un morceau de foie poids égal à la moelle épinière. Toutes les autres étapes restent identiques. </li></ol> 2 Isolement de la moelle épinière Mitochondria (Adapté de Vande Velde et al. 4) <ol><li> Recueillir l'ensemble de la moelle épinière et le lieu intact dans 5 ml homogénéiseur en verre avec 5 volumes (~ 3,25 ml) Homogénéisation tampons (HB). Pour une récupération optimale des mitochondries isolées, effectuer toutes les étapes sur la glace ou dans une chambre froide. Homogénéiser le tissu à la main jusqu'à ce que plus de gros morceaux de tissu restent, à environ huit coups. Placez homogénat en deux (2 ml) ou trois (1,7 ml) microtubes. Centrifugeuse de 1300 xg pendant 10 min à 4 ° C dans une microcentrifugeuse de paillasse. </li><li> Récupérer le surnageant et le placer dans un tube d'ultracentrifugation de 5 ml. Ajouter 750 pi (~ 0,5 volumes) HB au microtube contenant des pastilles et remettre en suspension le culot doucement. Répéter les étapes centrifugation et remise en suspension deux fois de plus. Piscine tous les surnageants (S1a et S1b) dans le même tube d'ultracentrifugation 5 ml ci-dessus. Cette étape sert à éliminer les petits débris. </li><li> Centrifugeuse regroupé S1 en utilisant une ultracentrifugation équipé d'une pourriture à godets oscillantsou et centrifuger à 17 000 g pendant 15 min à 4 ° C. </li><li> Gardez surnageant (S2) pour un traitement ultérieur si la fraction cytosolique est d'intérêt (par exemple pour l'analyse Western blot). Remettre en suspension le culot (P2), la fraction mitochondriale brute, dans 4 ml de HB + 50 mM de KCl. Centrifuger 17 000 xg pendant 15 min à 4 ° C dans un rotor à godets oscillants. Jeter le surnageant et remettre délicatement le culot (P3) dans 800 ul HB. REMARQUE: Les mitochondries sont lavées avec mM KCl + HB 50 pour éliminer tous les contaminants associés mitochondries non spécifiques. </li><li> Dans un nouveau tube de 5 ml ultracentrifugation, ajouter exactement 800 ul d'extrait concentré (P3). </li><li> Pour ajouter ce tube, 200 pl d'iodixanol (milieu à gradient de densité), créant de ce fait une concentration finale de 12% iodixanol. Mélanger le contenu du tube en douceur, mais en profondeur par pipetage avec un P1000. L'addition d'iodixanol première, et pastille, puis remis en suspension (P3) peut être préférable pour faciliter un mélange complet. Centrifuger dans un ultracentrifuge équipé d'un godet rotor oscillant à 17 000 xg pendant 15 min à 4 ° C. </li><li> REMARQUE: foie ne contient pas de myéline et donc cette étape n'est pas nécessaire si ce n'est que le foie est en cours de traitement. Cependant, si le foie est en cours en même temps que les mitochondries du système nerveux central, il est recommandé de traiter tous les tissus également. </li><li> Aspirer la couche de myéline dans la partie supérieure du tube et retirez soigneusement et jeter le surnageant. Pellet peut être lâche. Reprendre le culot dans 4 ml HB. Centrifugeuse à nouveau à 17 000 g pendant 10 min à 4 ° C. Jeter le surnageant et remettre en suspension le culot dans 4 ml HB. Répétez la centrifugation et éliminer le surnageant. </li><li> Reprendre le culot final (P7) à 100-200 pi HB et transférer dans un tube de 1,7 ml à centrifuger. Cet échantillon contient des mitochondries isolées. </li><li> Passez à la quantification des protéines. Diluer les échantillons et la courbe standard dans 2% de dodécyl sulfate de sodium (SDS) pour assurer une solubilisation suffisante des mitochondries during protéine quantification. </li></ol> 3 immunomarquage des mitochondries isolées de cytométrie en flux <ol><li> Pour chaque mélange de coloration à tester, une pipette 25 pg de mitochondries isolées dans un tube à centrifuger de 1,7 ml. Inclure un échantillon non coloré dans chaque expérience; et pour chaque anticorps, n'oubliez pas d'inclure un échantillon pour le contrôle isotypique approprié. </li><li> Centrifuger à 17 000 g pendant 2 min à 4 ° C dans une microcentrifugeuse de paillasse. </li><li> Retirer le surnageant et remettre en suspension les mitochondries isolées dans 50 ul de tampon de mitochondries (M Buffer) additionné de 10% de BSA acide gras libre pendant 15 min à 4 ° C (étape de blocage). REMARQUE: Lors de l'étiquetage, effectuer des incubations dans un réfrigérateur à 4 ° C. </li><li> Ajouter anticorps primaire (de lapin anti-Mfn2, 20 ug par ml) au tube et incuber pendant 30 min à 4 ° C. NOTE: Déterminer la concentration optimale de chaque anticorps empiriquement par titrage. En raison de la variabilité de la concentration et / ou la purity, différents lots d'un même anticorps à partir du même fabricant, peuvent conduire à des résultats différents; donc titrage est nécessaire pour chaque nouveau lot d'anticorps. </li><li> Laver anticorps primaire non lié: Centrifugeuse à 17.000 g pendant 2 min à 4 ° C. Retirer le surnageant et remettre délicatement le culot dans 200 ul de tampon M. Centrifugeuse à 17.000 g pendant 2 min à 4 ° C. Retirer le surnageant et remettre en suspension le culot dans 50 ul M tampon. </li><li> Ajouter l'anticorps secondaire (anti-lapin d'âne IgG phycoérythrine (PE), 0,5 pg par ml) à tube et incuber les échantillons pendant 30 min à 4 ° C, à l'abri de la lumière. </li><li> Laver anticorps secondaire non lié: Centrifugeuse à 17.000 g pendant 2 min à 4 ° C. Enlever le surnageant et remettre le culot dans 200 pi M tampon. Centrifugeuse à 17.000 g pendant 2 min à 4 ° C. Retirer le surnageant et remettre en suspension le culot dans 500 ul M tampon. </li><li> Pour assurer événements sont en fait des mitochondries, taches isolé mitochondries avec unemitochondries colorant fluorescent spécifique pendant 15 min à température ambiante, à l'abri de la lumière. Si une coloration d'autres paramètres fonctionnels (potentiel transmembranaire mitochondrial ou de production de superoxyde) est souhaitée, passez à l'étape 4 Si non, passez à l'étape 5 pour l'acquisition. NOTE: Il est important de vérifier que le spectre d'émission de l'anticorps secondaire est compatible avec celle des colorants fonctionnels. Par exemple, si la vérification de la pureté mitochondrial avec un colorant commercial avec des propriétés spectrales similaires à potentiel transmembranaire avec FITC et tétraméthylrhodamine ester méthylique (TMRM), un anticorps secondaire serait viable allophycocyanine (APC: Ex 650 nm / Em 660 nm). Ajouter des contrôles de compensations, à savoir, un échantillon immuno-ou teinté avec un fluorophore unique, le cas échéant. </li><li> Transférer dans un tube approprié pour le débit de chargement cytomètre. (Pour faciliter la petite taille de l'échantillon, un tube de microtitration est placé à l'intérieur 3 ml cytomètre en flux tube.) Conserver les échantillons sur la glace et procéder immédiatement àcytomètre en flux pour l'acquisition. </li></ol> 4 Dosage mitochondrial potentiel transmembranaire mitochondrial et production de superoxyde par cytométrie en flux <ol><li> Vérifiez que les mitochondries isolées ont un potentiel transmembranaire intacte par coloration avec 100 nM TMRM (Ex 548 nm / Em 574 nm) 5, à l'étape 3.8, pendant 15 min à température ambiante, à l'abri de la lumière. Pour comparaison du potentiel transmembranaire entre les échantillons et les populations, l'utilisation des concentrations inférieures / non-extinction de TMRM (1 à 30 nM), peut être plus approprié 6. <ol><li> En tant que témoin pour TMRM coloration, teinture mitochondries isolées avec 100 nM TMRM en présence de 100 uM carbonyl cyanide m-chloro phényl hydrazine (CCCP), un découpleur mitochondrial qui dépolariser les mitochondries. La concentration de CCCP nécessaire pour dépolariser les mitochondries peut être moindre si des concentrations plus faibles de colorant sont utilisés. </li></ol></li><li> Vérifiez que les mitochondries isolées produisent dismutase mitochondriale par staining avec un indicateur approprié de la superoxyde mitochondriale 7, également à l'étape 3.8, pour 15 minutes à température ambiante, à l'abri de la lumière. <ol><li> En tant que contrôle pour la production de superoxyde mitochondriale, de la teinture des mitochondries isolées de colorant en présence de 10 pM antimycine A, un inhibiteur de complexe III de la chaîne respiratoire qui va augmenter la production de superoxyde mitochondriale. </li></ol></li></ol> 5 Acquisition et analyse de immunomarquées mitochondries isolées par cytométrie en flux <ol><li> Instrument mis en place: des tensions de commutation de linéaire en mode Connectez-vous pour faciliter l'analyse des mitochondries isolées et les tensions prévues (FSC: 450; SSC: 250). Veiller à ce que les événements sont collectés dans des FSC mode A (zone), ainsi que FSC-W (largeur) et FSC-H (hauteur), pour être en mesure d'exclure doublets (c'est à dire, deux événements, en passant par le détecteur en même temps ) dans la collecte de post-analyse des données. Définissez le nombre d'événements à collecter à 100.000. Acquérir des contrôles de compensation, Le cas échéant. </li><li> L'acquisition des données: Avant l'acquisition des données, éviter vortex échantillons. Au lieu de mélanger en tapotant doucement tube. Initialement, les événements à collecter une faible pression, au cours de déclenchement. Porte sur la population totale. Ajuster les tensions d'histogrammes en conséquence, habituellement au sommet de l'échantillon non coloré correspond à la deuxième décennie (10 2). Une fois les portes sont établis, et les échantillons sont en cours de traitement, la pression peut être réglé à sa grande. </li><li> Analyse: Visualisez doublets en traçant FSC-W en fonction de FSC. Identifier les maillots et les doublets. Porte sur maillots. Sélectionnez la population mitochondriale par gating sur les événements qui sont colorées positivement avec un colorant mitochondrial sélectif. </li><li> Déterminer l'étiquetage de fond du contrôle isotypique. Utilisation de l'échantillon témoin d'isotype, déterminer le pourcentage de la population mitochondriale marquage des anticorps dirigés contre Mfn2. </li></ol>

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<li>Abad, M. F., Di Benedetto, G., Magalhães, P. J., Filippin, L., Pozzan, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+pH+monitored+by+a+new+engineered+green+fluorescent+protein+mutant%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial pH monitored by a new engineered green fluorescent protein mutant.</a> J Biol Chem. 279, 11521-11529 (2004).</li>
<li>Murphy, A. N., Bredesen, D., Cortopassi, G., Wang, E., Fiskum, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bcl-2+potentiates+the+maximal+calcium+uptake+capacity+of+neural+cell+mitochondria%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Bcl-2 potentiates the maximal calcium uptake capacity of neural cell mitochondria.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 93, 9893-9898 (1996).</li>
<li>Tantama, M., Martinez-François, J. R., Mongeon, R., Yellen, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+energy+status+in+live+cells+with+a+fluorescent+biosensor+of+the+intracellular+ATP-to-ADP+ratio%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Imaging energy status in live cells with a fluorescent biosensor of the intracellular ATP-to-ADP ratio.</a> Nat Commun. 4, 2550(2013).</li>
</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à divulguer.

Il est de plus en plus évident que les mitochondries sont des acteurs clés dans les deux physiologie normale et la maladie. Bien immuno peut déterminer quelles protéines se trouvent dans les mitochondries ou à la surface des mitochondries dans un certain état, cette méthode des rapports sur la moyenne de l&#39;ensemble de la population. Cette méthode ne peut pas donner d&#39;informations sur l&#39;abondance relative des sous-populations ou sous-ensembles mitochondriales. Bien qu&#39;il ait été supposé précédemment que t...

Les mitochondries sont des organites très dynamiques qui subissent de multiples séries de fission et de fusion, sont transportés vers les sites de forte demande d&#39;énergie et répondre rapidement aux stimuli physiologiques 1. Comme il est de plus en plus reconnu que les mitochondries dans différents tissus, même différents compartiments cellulaires, ont des profils fonctionnels distincts, de nouvelles méthodes sont nécessaires pour identifier ces sous-ensembles mitochondriales distinctes. Microscopie fournit un moyen par lequel les mitochondries individuels peuvent être visualisés et la présence d&#39;une protéine ou à des mitochondries peut être déterminée par immunofluorescence 2. Cependant, l&#39;analyse quantitative par cette méthode demande beaucoup de travail et est plus appropriée pour des expériences utilisant des lignées cellulaires immortalisées ou primaires. L&#39;étude des mitochondries individu provenant de tissus est beaucoup plus difficile et la plupart des méthodes ne permettent pas d&#39;identifier facilement les sous-ensembles mitochondriales en même temps que l&#39;évaation de la fonction mitochondriale 3. Afin de remédier à cet obstacle, une nouvelle méthode pour immunolabel mitochondries isolées de tissus de rongeurs et par la suite analysées par cytométrie de flux a été développé. Ceci permet la détection rapide et la quantification des protéines localisées sur la membrane externe des mitochondries, ce qui par rapport à l&#39;analyse par microscopie, est beaucoup moins de travail et permet l&#39;analyse de milliers de mitochondries dans un seul échantillon. Cet essai peut être appliqué pour contrôler le sort et la quantité relative des mitochondries des protéines de la membrane externe qui sont censés être constitutivement présent à la mitochondrie, le recrutement de protéines de la surface mitochondriale, ou la détection de protéines mislocalized vers les mitochondries dans des conditions pathologiques. En outre, l&#39;incorporation de colorants indicateurs fluorescents conventionnels permet l&#39;évaluation simultanée de certains aspects de la fonction mitochondriale dans des mitochondries distinctesous-populations.

<table><tbody><tr><td>Rats</td><td>Charles River</td><td>Code de souche 400</td><td>Des rats mâles ou femelles adultes (9 semaines à 18 semaines) peuvent être utilisés pour le protocole d’isolement. Le poids des rats dépend du sexe et de l’âge (les mâles entre 300 et 500 g et les femelles entre 200 et 350 g) sont généralement utilisés.</td></tr><tr><td>Homogénéisateur de dénonciation</td><td>Kontes Glass Co.&nbsp ;</td><td>885450-0022</td><td>Duall 22</td></tr><tr><td>Microcentrifugeuse</td><td>Thermo Scientific</td><td></td><td>Sorvall Legend Micro 17 R</td></tr><tr><td>Ultra-Clear Ultra-Clear Ultra-Centrifugeuse</td><td>Beckman Coulter</td><td>344057</td><td>Transparent, à paroi mince.</td></tr><tr><td>Sorvall Ultracentrifuge</td><td>Thermo Scientific</td><td></td><td>Sorvall WX UltraSeries</td></tr><tr><td>AH-650 rotor et godets&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Thermo Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Opti-prep</td><td>Axis-Shield</td><td>1114542</td><td>Iodixanol, gradient de densité moyen</td></tr><tr><td>Sans acides gras Sérum bovin Albumine</td><td>Sigma</td><td>A8806</td><td>Doit être exempt d’acides gras pour les mitochondries</td></tr><tr><td>Succinate de sodium dibasique hexahydraté&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Sigma</td><td>S9637</td><td></td></tr><tr><td>Anticorps anti-mitofusine de lapin</td><td>Sigma</td><td>M6319</td><td></td></tr><tr><td>IgG</td><td>de lapin Jackson Immuno Research&nbsp ;</td><td>011-000-003</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Rabbit IgG PE</td><td>eBioscience</td><td>12-4739-81</td><td></td></tr><tr><td>Tube de titrage micro</td><td>Bio-Rad</td><td>223-9391</td><td>Pour l’acquisition d’échantillons par cytométrie en flux&nbsp ;</td></tr><tr><td>MitoTrackerGreen (MTG)</td><td>Invitrogen</td><td>M7514</td><td>100 nM : Ex 490 nm/Em 516 nm</td></tr><tr><td>TMRM</td><td>Invitrogen</td><td>T668</td><td>100 nM : Ex 548 nm/Em 574 nm</td></tr><tr><td>CCCP</td><td>Sigma</td><td>C2759</td><td></td></tr><tr><td>MitoSOX Red</td><td>Invitrogen</td><td>M36008</td><td>5 &micro ; M : Ex 540 nm/Em 600 nm</td></tr><tr><td>Antimycine A</td><td>Sigma</td><td>A8874</td><td></td></tr><tr><td>LSR II cytomètre en flux</td><td>BD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BD FACSDiva Software</td><td>BD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>FlowJo</td><td>TreeStar Inc.</td><td></td><td>Logiciel utilisé pour l’analyse</td></tr><tr><td>Kit de dosage des protéines BCA&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Le test Pierce/Thermo Scientific</td><td>23225</td><td>Bradford n’est pas recommandé car il n’est pas compatible avec des concentrations élevées de SDS</td></tr></tbody></table>

immunodétection de la membrane externe de protéines par cytométrie en flux de mitochondries isolées

Immunodetection of Outer Membrane Proteins by Flow Cytometry of Isolated Mitochondria

Les méthodes de détection et de surveiller mitochondriales composants extérieurs de protéines membranaires dans les tissus animaux sont essentiels pour étudier la physiologie mitochondriale et la physiopathologie. Ce protocole décrit une technique où les mitochondries isolées à partir de tissus de rongeurs sont immunomarquées et analysées par cytométrie en flux. Les mitochondries sont isolées à partir de moelle épinière de rongeurs et soumis à une étape d&#39;enrichissement rapide de manière à éliminer la myéline, un contaminant majeur des fractions mitochondriales préparés à partir de tissu nerveux. Mitochondries isolées sont ensuite marquées avec un anticorps de choix et un anticorps secondaire conjugué à fluorescence. Analyse par cytométrie en flux vérifie la pureté relative de préparations mitochondriales par coloration avec un colorant spécifique des mitochondries, suivie de la détection et la quantification de la protéine immuno-. Cette technique est rapide, quantifiable et à haut débit, ce qui permet l&#39;analyse de centaines de milliers de mitochondries par échantillon. Il est applicable à évaluer roman proteins à la surface mitochondriale dans des conditions physiologiques normales, ainsi que les protéines qui peuvent devenir mislocalized à cet organite pendant pathologie. Fait important, cette méthode peut être couplé à des colorants fluorescents indicateurs de rendre compte de certaines activités de sous-populations mitochondriales et pour les mitochondries est possible à partir du système nerveux central (cerveau et moelle épinière), ainsi que le foie.

Les mitochondries dérivées de la moelle épinière chez le rat peuvent être immunomarquées avec un anticorps cible à Mitofusin2 (Mfn2), une protéine impliquée dans la fusion de la membrane externe des mitochondries 8. Suite à l'isolation et l'étiquetage avec un anticorps spécifique Mfn2 et un anticorps secondaire conjugué à fluorescence, les mitochondries sont traitées par cytométrie de flux (figure 1). Suite à l'acquisition de données, les échantillons sont analysés en utilisant la cytométrie ...

Décrit ici est un procédé pour détecter et quantifier les protéines de la membrane externe des mitochondries par immunomarquage des mitochondries isolées à partir de tissus et l&#39;analyse par cytométrie en flux rongeur. Cette méthode peut être étendue à évaluer les aspects fonctionnels des sous-populations mitochondriales.

Immunodétection de la membrane externe de protéines par cytométrie en flux de mitochondries isolées

Methods to detect and monitor mitochondrial outer membrane protein components in animal tissues are vital to study mitochondrial physiology and ...

L’objectif principal de cette procédure est d’immuno-marquer les protéines d’intérêt sur la membrane mitochondriale du RE avec un anticorps de votre choix et de les analyser en même temps que la fonction mitochondriale. Pour ce faire, il suffit d’abord de prélever les tissus d’intérêt tels que le cerveau, la moelle épinière ou le foie d’un rat. La deuxième étape consiste à isoler les mitochondries du tissu, en l’occurrence la moelle épinière.La moelle épinière est homogénéisée par une danse. L’homogénéisateur et d’autres organites et débris cellulaires sont éliminés par une série d’étapes de centrifugation jusqu’à ce qu’un palais mitochondrial brut soit atteint. La myéline, un contaminant majeur du tissu nerveux central, est éliminée en mélangeant les mitochondries avec une solution de préparation et de centrifusion à 12 %. Ensuite, les mitochondries isolées sont marquées avec un anticorps primaire de choix, suivi d’un anticorps secondaire conjugué à un Fluor.La dernière étape consiste à ajouter des colorants fluorescents pour confirmer l’identité mitochondriale ou plutôt les paramètres fonctionnels. En fin de compte, la cytométrie en flux est utilisée pour montrer l’abondance rela

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Cette vidéo démontre le marquage des cellules neuronales avec des anticorps pour les complexes de la chaîne respiratoire mitochondriale, la protéine associée à l’ADN mitochondrial et la protéine de la membrane externe mitochondriale, suivi d’une cytométrie en flux pour quantifier leurs niveaux.

Mesure de plusieurs paramètres mitochondriaux dans les neurones à l’aide de la cytométrie en flux

La comparaison du potentiel de membrane mitochondriale entre les échantillons fournit des informations précieuses sur l’état cellulaire. Les étapes détaillées de l’isolement des mitochondries et de l’évaluation de la réponse aux inhibiteurs et aux découpleurs à l’aide de la fluorescence sont décrites. La méthode et l’utilité de ce protocole sont illustrées par l’utilisation d’une culture cellulaire et d’un modèle animal de stress cellulaire.

Isolement et analyse fonctionnelle des mitochondries de cellules cultivées et de tissus de souris

Nous présentons ici un protocole qui utilise JC-1 colorant pour évaluer le potentiel de la membrane mitochondriale des cellules après avoir été exposés à une hypoxie/réoxygénation avec ou sans agent de protection.

Un test Flow Cytometry pour mesurer le potentiel de Membrane Mitochondrial dans les Myocytes cardiaques après l’hypoxie/réoxygénation

Mitophagy, la dégradation sélective des mitochondries, a été impliquée dans l’homéostasie mitochondriale et est déréglementé dans diverses maladies humaines. Cependant, les méthodes expérimentales commodes pour mesurer l’activité de mitophagy sont très limitées. Ici, nous fournissons une analyse sensible pour mesurer l’activité mitophagy à l’aide de cytométrie en flux.

Mesure sensible des Mitophagy par Flow Cytometry à l’aide de la fonction du pH Fluorescent journaliste mt-Keima

Cet article illustre une méthode puissante pour quantifier les mitochondries ou lysosomes dans les cellules vivantes. La combinaison de colorants spécifiques lysosome ou mitochondries avec des anticorps fluorescent conjugués contre marqueurs de surface permet la quantification de ces organites chez les populations de cellules mixtes, comme les cellules primaires récoltées dans des échantillons de tissus, en utilisant cytométrie en flux multicolore.

Multicolor Flow Cytometry-basé Quantification des mitochondries et des Lysosomes dans les cellules T

Cet article décrit un protocole de cytométrie de flux basé sur FRET pour quantifier l'auto-assemblage de protéine dans les deux cellules de S. cerevisiae et de HEK293T.

Détection et caractérisation de l'auto-assemblage des protéines in Vivo par la cytométrie des flux

Les pompes à efflux xénobiotiques sont très actives dans les cellules hématopoïétiques des tiges et des progéniteurs (HSPC) et provoquent l'extrusion de TMRM, un colorant fluorescent potentiel de membrane mitochondriale. Ici, nous présentons un protocole pour mesurer avec précision le potentiel de membrane mitochondriale dans HSPCs par TMRM en présence de Verapamil, un inhibiteur de pompe d'efflux.

Améliorer la précision de l'évaluation cytométrique du débit du potentiel de membrane mitochondriale dans les cellules hématopoïétiques de tige et d'ancêtre grâce à l'inhibition des pompes d'Efflux

Nous présentons un protocole en deux étapes pour l’isolement de mitochondries de haute qualité qui est compatible avec la découverte et la quantification des protéines à l’échelle du protéome. Notre protocole ne nécessite pas de génie génétique et convient donc à l’étude des mitochondries de toutes les cellules et tissus primaires.

Isolement sans marquage en deux étapes des mitochondries pour améliorer la découverte et la quantification des protéines

Les sites de contact mitochondrial sont des complexes protéiques qui interagissent avec les protéines membranaires internes et externes mitochondriales. Ces sites sont essentiels pour la communication entre les membranes mitochondriales et, par conséquent, entre le cytosol et la matrice mitochondriale. Nous décrivons ici une méthode permettant d’identifier les candidats éligibles à cette classe spécifique de protéines.

Une méthode améliorée pour isoler les sites de contact mitochondrial

Ici est décrit la procédure de mise en œuvre dans le Groupe Membrane Biology Caffrey structurale et fonctionnelle de mettre en place manuellement des essais de cristallisation des protéines membranaires dans des mésophases lipidique.

Cristallisant protéines membranaires pour déterminer la structure à l&#39;aide mésophases lipidique

Découvrez l'immunodétection des protéines de la membrane externe mitochondriale par cytométrie en flux sur mitochondries isolées de moelle épinière de rongeur. Cette méthode permet l'analyse simultanée de la fonction mitochondriale.

Immunodétection de la membrane externe de protéines par cytométrie en flux de mitochondries isolées

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