Name: La génération dtransgénique Hydra Par micro-injection dembryons (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 10 s
Description: Découvrez la création de lignées transgéniques stables chez Hydra par micro-injection d'ADN plasmidique dans des embryons. Cette méthode permet d'étudier l'expression génique et la fonction des gènes.

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Ce travail a été soutenu par une Harold &amp; Leila Y. Mathers prix G. de HL et une subvention du NIH (R24 GM080527) à RESCEJ était un boursier postdoctoral NRSA (NIH F32GM9037222) et est actuellement soutenu par une bourse de mentorat recherches pour le développement scientifique de la National Institut sur le vieillissement (K01AG04435). Nous tenons à remercier les lecteurs pour leurs commentaires utiles.

1 Préparation de l&#39;ADN plasmidique, aiguilles, et plats d&#39;injection <ol><li> Préparer l&#39;ADN de plasmide en utilisant un kit High Speed ​​Maxi ou Midi et concentrer l&#39;ADN à 2,5 mg / ml en utilisant une précipitation à l&#39;éthanol. Le culot d&#39;ADN doit être dissous dans de l&#39;eau désionisée exempte de nucléase. Stocker l&#39;ADN en 10-20 aliquotes pi à -20 ° C. (Voir le tableau supplémentaire 1 pour une liste de vecteurs disponibles) </li><li> Faire un plat d&#39;injection à l&#39;aide d&#39;agarose pour construire un creux pour la tenue des embryons dans une boîte de 100 x 15 mm Petri. <ol><li> Placez une lame de microscope 75 x 50 en verre dans une boîte de 100 x 15 mm de Petri à un angle. Verser environ 50 ml de 2% d&#39;agarose fondu dans un milieu Hydra 24 dans la boîte de Pétri. Sinon, versez l&#39;agarose dans le premier plat et flotter un &quot;moule microinjection Fish&quot; sur le dessus. </li><li> Après la solidification de l&#39;agarose, retirer la lame de verre ou le moule. Si une lame de verre a été utilisé, coupez l&#39;excès d&#39;agarose avec un bla de rasoirde pour former un mur. Verser moyen Hydra dans le plat et l&#39;utiliser immédiatement ou stocker à 4 ° C jusqu&#39;au moment de servir. Note: plats d&#39;injection peuvent être réutilisés s&#39;ils sont conservés à 4 ° C entre les utilisations. </li></ol></li><li> Tirez aiguilles de capillaires en verre borosilicate avec un filament sur l&#39;extracteur de micropipette utilisant les conditions suivantes: chauffer 525, tirez 75, vitesse 100, temps 50. magasins les aiguilles en les appuyant dans une étroite bande de terre dans une boîte de Pétri tels qu&#39;ils sont maintenue parallèlement au fond de la boîte. </li><li> Pour préparer la solution injectable, mélanger 3 ul de 2,5 mg / ml de solution d&#39;ADN plasmidique avec 2 ul de 10% de rouge de phénol. Vortex la solution brièvement, puis tourner pendant 10 min à vitesse maximale dans une microcentrifugeuse pour éliminer les particules qui pourraient obstruer l&#39;aiguille. </li><li> Sous un microscope de dissection, couper l&#39;aiguille à quelques millimètres de la pointe avec une pince pour créer une petite ouverture. Remarque: Il ya une certaine flexibilité dans la taille appropriée de l&#39;ouverturement parce que la pression peut être ajustée à l&#39;étape 3.3 pour tenir compte de cette variation. </li><li> Placer la boîte de Petri de sorte qu&#39;il tient l&#39;aiguille dans une position verticale avec la pointe vers le bas. Charger l&#39;aiguille à environ 0,5 ul d&#39;une solution d&#39;injection par aspiration du liquide dans l&#39;extrémité arrière de l&#39;aiguille. Laisser une action capillaire pour tirer la solution dans la pointe de l&#39;aiguille. </li></ol> 2 Préparation d&#39;embryons pour injection <ol><li> Sur une base quotidienne analyser la souche culture Hydra AEP pour les polypes produisant des œufs. Recueillir ces polypes et les mettre de côté dans une boîte de culture distincte. Observez ces polypes toutes les quelques heures pendant la journée pour surveiller la progression de la formation des oeufs. Lorsque les œufs briser l&#39;ectoderme et assis sur un anneau de cellules ectodermiques rentrés, ils sont prêts pour l&#39;injection 25. Placez ces polypes dans un plat avec plusieurs Hydra qui ont des testicules pendant au moins 1 heure avant l&#39;injection pour permettre la fécondation. Hydra &lt;/ Em&gt; hommes sortira sperme sans aucune manipulation particulière. </li><li> Si femelles se trouvent dans la colonie AEP avec des oeufs entièrement formées, qui sont d&#39;environ 400 pm de diamètre 25, ou de 1 à embryons au stade 8 cellules, aussi collecter ces injectable. Injecter immédiatement les embryons qui ont commencé clivage. Remarque: Il n&#39;est pas possible de faire la différence entre les œufs entièrement formés et zygotes unicellulaires, donc ceux-ci doivent être incubées avec des hommes avant injection. </li><li> Avant l&#39;injection, éliminer la majeure partie du tissu parental au-dessus et au-dessous de l&#39;embryon à l&#39;aide d&#39;un scalpel à lame # 15. Laisser l&#39;embryon avec seulement une petite partie de la colonne de corps fixé, à être utilisée pour manipuler l&#39;embryon avec des pinces, si nécessaire. Remarque: Le tissu qui est disséquée à partir de l&#39;embryon se régénérer et doit être sauvé à veiller à ce que les femelles restent dans la colonie Hydra. </li><li> En utilisant une pipette Pasteur, les embryons à déplacer la boîte d&#39;injection, les agencer en parallèle à la paroi de l&#39;auge agarose. </li></ol> 3 microinjection de l&#39;ADN de plasmide <ol><li> Montez le micro-injecteur sur un support magnétique qui se trouve sur une plaque de fer. Monter le support d&#39;injection, qui est la partie de la micro-injecteur qui maintient l&#39;aiguille, sur un micromanipulateur du joystick. Montez le manipulateur de joystick vers la plaque de fer, avec un support magnétique. Placer l&#39;ensemble de cette mise en place sur le côté droit d&#39;un microscope à dissection et positionner le support d&#39;injection de sorte qu&#39;il est visible dans le champ d&#39;observation. </li><li> Placer la cuvette d&#39;injection avec des embryons au microscope à dissection, orientée de telle sorte que la paroi verticale de la cuve est de l&#39;agarose à gauche. Insérez l&#39;aiguille dans le support d&#39;injection et de réduire la pointe de l&#39;aiguille dans le milieu Hydra dans le plat. </li><li> Lentement tourner le bouton de la seringue dans le sens horaire jusqu&#39;à ce que l&#39;huile minérale remplit le haut de l&#39;aiguille et un flux constant de solution d&#39;injection est observée sortant l&#39;aiguille dans le hydrun milieu. Si le courant est trop fort, baisser la pression en tournant dans le sens inverse. La pratique de cette étape afin d&#39;obtenir systématiquement une pression appropriée, qui dépend de la taille de l&#39;ouverture de l&#39;aiguille (par exemple, la façon dont l&#39;aiguille est encliqueté dans l&#39;étape 1.5). Remarque: Si le flux est trop fort, l&#39;embryon ne survivra pas l&#39;injection. </li><li> Lors de la visualisation au microscope de dissection, déplacer la coupelle d&#39;injection de sorte que le premier embryon est au centre du champ. Déplacer l&#39;aiguille de sorte qu&#39;il est en contact avec l&#39;embryon. Utiliser le micromanipulateur pour percer l&#39;embryon avec l&#39;aiguille. Remarque: La paroi verticale de l&#39;auge d&#39;agarose permet de garder l&#39;embryon d&#39;être poussé de côté par l&#39;aiguille. </li><li> Laisser la solution d&#39;injection de s&#39;écouler dans l&#39;embryon 1 ou 2 secondes, puis retirez l&#39;aiguille rapidement. Si l&#39;embryon a plus d&#39;une cellule, chaque cellule injecter individuellement. Utiliser des pinces pour réorienter l&#39;embryon à aligner la cellule suivante avec la pointe de l&#39;aiguille. </li><li> Après la première Embryo est injecté, déplacer le plat afin que la prochaine embryon est dans la position d&#39;injection et répétez la procédure; continuer jusqu&#39;à ce que tous les embryons ont été injectés. </li></ol> 4 La culture et d&#39;incubation des embryons <ol><li> Déplacer tous les embryons injectés dans un plat avec un peu Hydra qui ont des testicules (ce qui est de veiller à ce que tous les embryons sont fécondés). Incuber les embryons dans un incubateur à 18 ° C tout en continuant l&#39;embryogenèse. </li><li> Une fois l&#39;étape de la cuticule est atteint, déplacer chaque embryon injecté à un puits individuel d&#39;une plaque de 24 puits rempli de milieu Hydra. </li><li> Incuber les embryons injectés pour 2 semaines à l&#39;obscurité à 18 ° C. </li><li> Après la période d&#39;incubation de 2 semaines, vérifier chaque embryon injecté sous la loupe binoculaire. Notez tous les cas où l&#39;embryon cuticule étape a détachés du petit morceau de tissu parental et le tissu parentale a régénérés. Retirer ce polype régénéré immédiatement de sorte qu&#39;il n&#39;est pas miStaken pour un nouveau nouveau-nés. </li><li> Déplacez le plat d&#39;embryons injectés sous une lumière d&#39;aquarium à température ambiante. Vérifiez les plaques chaque jour et de recueillir des nouveau-nés. Larves nouveau-nées seront blancs parce que la couleur rose typique de polypes Hydra vient de l&#39;Artemia qu&#39;ils mangent. </li><li> Respecter les nouveau-nés sous un microscope à fluorescence pour détecter l&#39;expression du transgène. </li></ol>

<ol><li>Wittlieb, J., Khalturin, K., Lohmann, J. U., Anton-Erxleben, F., Bosch, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgenic+Hydra+allow+in+vivo+tracking+of+individual+stem+cells+during+morphogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Transgenic Hydra allow in vivo tracking of individual stem cells during morphogenesis.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 6208-6211 (2006).</li>
<li>Glauber, K. M., Dana, C. E., Steele, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydra%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Hydra.</a> Curr Biol. 20, 964-965 (2010).</li>
<li>Holstein, T. W., Hobmayer, E., David, C. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pattern+of+epithelial+cell+cycling+in+hydra%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Pattern of epithelial cell cycling in hydra.</a> Dev Biol. 148, 602-611 (1991).</li>
<li>Dubel, S., Hoffmeister, S. A., Schaller, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+pathways+of+ectodermal+epithelial+cells+in+hydra%5BTitle%5D)+AND+%22Differentiation%22%5BJournal%5D)">Differentiation pathways of ectodermal epithelial cells in hydra.</a> Differentiation. 35, 181-189 (1987).</li>
<li>Khalturin, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgenic+stem+cells+in+Hydra+reveal+an+early+evolutionary+origin+for+key+elements+controlling+self-renewal+and+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Transgenic stem cells in Hydra reveal an early evolutionary origin for key elements controlling self-renewal and differentiation.</a> Dev Biol. 309, 32-44 (2007).</li>
<li>Bosch, T., David, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+Cells+of+Hydra+magnipapillata+can+differentiate+into+somatic+cells+and+germ+line+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Stem Cells of Hydra magnipapillata can differentiate into somatic cells and germ line cells.</a> Dev Biol. 121, 182-191 (1987).</li>
<li>David, C. N., Murphy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+interstitial+stem+cells+in+hydra+by+cloning%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Characterization of interstitial stem cells in hydra by cloning.</a> Dev Biol. 58, 372-383 (1977).</li>
<li>Chapman, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dynamic+genome+of+Hydra%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">The dynamic genome of Hydra.</a> Nature. 464, 592-596 (2010).</li>
<li>Boehm, A. M., Bosch, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Migration+of+multipotent+interstitial+stem+cells+in+Hydra%5BTitle%5D)+AND+%22Zoology+%28Jena%29%22%5BJournal%5D)">Migration of multipotent interstitial stem cells in Hydra.</a> Zoology (Jena). 115, 275-282 (2012).</li>
<li>Glauber, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+small+molecule+screen+identifies+a+novel+compound+that+induces+a+homeotic+transformation+in+Hydra%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">A small molecule screen identifies a novel compound that induces a homeotic transformation in Hydra.</a> Development. 140, 4788-4796 (2013).</li>
<li>Siebert, S., Anton-Erxleben, F., Bosch, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+type+complexity+in+the+basal+metazoan+Hydra+is+maintained+by+both+stem+cell+based+mechanisms+and+transdifferentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Cell type complexity in the basal metazoan Hydra is maintained by both stem cell based mechanisms and transdifferentiation.</a> Dev Biol. 313, 13-24 (2008).</li>
<li>Anton-Erxleben, F., Thomas, A., Wittlieb, J., Fraune, S., Bosch, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasticity+of+epithelial+cell+shape+in+response+to+upstream+signals%3A+a+whole-organism+study+using+transgenic+Hydra%5BTitle%5D)+AND+%22Zoology+%28Jena%29%22%5BJournal%5D)">Plasticity of epithelial cell shape in response to upstream signals: a whole-organism study using transgenic Hydra.</a> Zoology (Jena). 112, 185-194 (2009).</li>
<li>Hemmrich, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+signatures+of+the+three+stem+cell+lineages+in+Hydra+and+the+emergence+of+stem+cell+function+at+the+base+of+multicellularity%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Biol+Evol%22%5BJournal%5D)">Molecular signatures of the three stem cell lineages in Hydra and the emergence of stem cell function at the base of multicellularity.</a> Mol Biol Evol. , (2012).</li>
<li>Juliano, C. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PIWI+proteins+and+PIWI-interacting+RNAs+function+in+Hydra+somatic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">PIWI proteins and PIWI-interacting RNAs function in Hydra somatic stem cells.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 111, 337-342 (2014).</li>
<li>Nishimiya-Fujisawa, C., Kobayashi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Germline+stem+cells+and+sex+determination+in+Hydra%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Germline stem cells and sex determination in Hydra.</a> Int J Dev Biol. 56, 499-508 (2012).</li>
<li>Milde, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+taxonomically+restricted+genes+in+a+phylum-restricted+cell+type%5BTitle%5D)+AND+%22Genome+Biol%22%5BJournal%5D)">Characterization of taxonomically restricted genes in a phylum-restricted cell type.</a> Genome Biol. 10, 8(2009).</li>
<li>Nakamura, Y., Tsiairis, C. D., Ozbek, S., Holstein, T. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autoregulatory+and+repressive+inputs+localize+Hydra+Wnt3+to+the+head+organizer%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Autoregulatory and repressive inputs localize Hydra Wnt3 to the head organizer.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 108, 9137-9142 (2011).</li>
<li>Gee, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((beta-catenin+plays+a+central+role+in+setting+up+the+head+organizer+in+hydra%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">beta-catenin plays a central role in setting up the head organizer in hydra.</a> Dev Biol. 340, 116-124 (2010).</li>
<li>Fraune, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+an+early+branching+metazoan%2C+bacterial+colonization+of+the+embryo+is+controlled+by+maternal+antimicrobial+peptides%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">In an early branching metazoan, bacterial colonization of the embryo is controlled by maternal antimicrobial peptides.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 18067-18072 (2010).</li>
<li>Bridge, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FoxO+and+stress+responses+in+the+cnidarian+Hydra+vulgaris%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">FoxO and stress responses in the cnidarian Hydra vulgaris.</a> PLoS One. 5, e11686(2010).</li>
<li>Boehm, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FoxO+is+a+critical+regulator+of+stem+cell+maintenance+in+immortal+Hydra%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">FoxO is a critical regulator of stem cell maintenance in immortal Hydra.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 109, 19697-19702 (2012).</li>
<li>Franzenburg, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MyD88-deficient+Hydra+reveal+an+ancient+function+of+TLR+signaling+in+sensing+bacterial+colonizers%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">MyD88-deficient Hydra reveal an ancient function of TLR signaling in sensing bacterial colonizers.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 109, 19374-19379 (2012).</li>
<li>Dana, C. E., Glauber, K. M., Chan, T. A., Bridge, D. M., Steele, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incorporation+of+a+horizontally+transferred+gene+into+an+operon+during+cnidarian+evolution%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Incorporation of a horizontally transferred gene into an operon during cnidarian evolution.</a> PLoS One. 7, e31643(2012).</li>
<li>Lenhoff, H. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLenhoff%2C+HM+%22Hydra%3A+Research+Methods%22">Hydra: Research Methods</a>. Lenhoff, H. M. , Plenum Press. Ch. 4 29-34 (1983).</li>
<li>Miller, M. A., Technau, U., Smith, K. M., Steele, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oocyte+development+in+Hydra+involves+selection+from+competent+precursor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Oocyte development in Hydra involves selection from competent precursor cells.</a> Dev Biol. 224, 326-338 (2000).</li>
<li>Lenhoff, H. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLenhoff%2C+HM+%22Hydra%3A+Research+Methods%22">Hydra: Research Methods</a>. Lenhoff, H. M. , Plenum Press. Ch. 8 53-62 (1983).</li>
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Les auteurs n’ont rien à révéler

Hydra reproduit régulièrement de façon asexuée, mais nécessite des stimuli environnementaux pour commencer gamètes producteurs. Ces stimuli ne sont pas bien définis pour la plupart des espèces Hydra et peuvent différer d&#39;une souche à. Un obstacle important à la production de transgéniques Hydra est l&#39;obtention d&#39;embryons sur une base régulière, car il peut être difficile dans un environnement de laboratoire pour induire Hydra pour devenir sexuelle. La souche 25 ...

Hydra a été utilisée pour étudier la régénération, la formation de structures, et les cellules souches pour environ 250 ans 2 Hydra a un plan de corps simple composé de trois lignées cellulaires:. Épithélial ectodermique, endodermique épithéliale et interstitielle. Le corps tubulaire est formé par la ectodermiques et endodermiques lignées épithéliales, dont chacun est une couche cellulaire unique. Toutes les cellules épithéliales de la colonne de corps sont mitotique. Lorsque les cellules épithéliales sont déplacés dans les extrémités 3, la tête (bouche et les tentacules) à l&#39;extrémité buccale ou le pied (disque de base) à la fin aborale, ils arrêtent dans la phase G2 du cycle cellulaire et de changer le destin des cellules 4. Les cellules de la lignée interstitiel se trouvent dans les interstices entre les cellules epitheliales. Cette lignée est supporté par des cellules souches multipotentes qui sont situés dans la couche épithéliale de la colonne ectodermique du corps 5. Les cellules souches interstitielles donnent naissance à trois cel somatiquel (les nerfs, les types de cellules de la glande, et nématocytes) et les cellules germinales 6,7. En tant que membre de l&#39;embranchement des cnidaires, le groupe frère de tous bilaterians, Hydra peut faire la lumière sur les processus biologiques fondamentaux communs chez les animaux multicellulaires. Jusqu&#39;à récemment, ces efforts ont été entravés par le manque de méthodes fiables pour la perturbation de la fonction des gènes. Cependant, avec le développement de la méthodologie transgénique 1, nous sommes maintenant en mesure de profiter pleinement de Hydra à acquérir une meilleure compréhension des mécanismes de base communs aux animaux multicellulaires, tels que la fonction des cellules souches, la régénération et la structuration. Hydra lignées transgéniques sont créées par l&#39;injection d&#39;ADN plasmidique dans des embryons, ce qui conduit à une intégration aléatoire et d&#39;expression chimère selon une fréquence importante des nouveau-nés. Une ligne avec une expression uniforme dans une lignée particulière peut être établie par multiplication asexuée. La capacité à se propager par clonage Transgenic Hydra lignes est un avantage par rapport à la majorité des modèles animaux, que l&#39;on peut propager que par reproduction sexuée. En outre, les cellules transgéniques peuvent être facilement suivis in vivo en raison de la transparence de l&#39;animal et de l&#39;absence de protéines fluorescentes endogènes 8. Au cours des sept années écoulées depuis les premières lignes Hydra transgéniques ont été faites 1, ces lignes ont été utilisés pour une variété d&#39;applications. L&#39;expression de protéines fluorescentes dans différents types de cellules a permis de suivre le mouvement des cellules, observer les changements dans la forme des cellules, et de suivre le destin des cellules à la fois dans des conditions de type sauvage et après perturbation chimique 1,5,9-12. En outre, l&#39;expression de protéines fluorescentes différentes dans les différentes lignées pour FACS permet l&#39;isolement de populations de cellules spécifiques. Cette technique a été utilisée pour le séquençage des ARNm spécifiques de cellules souches de lignée spécifique et de petits ARN 13,14. Bien que le promoteur del&#39;un des deux gènes d&#39;actine Hydra a été le plus largement utilisé, un des promoteurs spécifiques peu de type de cellule ont été identifiés et utilisés pour diriger l&#39;expression de la GFP dans transgénique Hydra 9,11,15,16. Dans le futur, les promoteurs spécifiques du type cellulaire permettront l&#39;observation et la collecte de tout type de cellule spécifique. En outre, une approche transgénique a été utilisé avec succès pour définir les éléments régulateurs agissant en cis du promoteur WNT3 17. Le développement de méthodes transgéniques à Hydra fournit une approche robuste pour tester la fonction des gènes par l&#39;expression ectopique, la surexpression et démontable. Les animaux transgéniques ont été faites qui expriment des protéines étiquetées par fluorescence afin d&#39;examiner à la fois la fonction et la localisation cellulaire 18-20. En outre, l&#39;expression d&#39;épingles à cheveux d&#39;ARN dans la région 3&#39;UTR d&#39;un transgène de la GFP conduit à knockdown de gènes cibles 21,22. Dans ces approches GFP est nécessaire pour identifieret suivre le tissu transgénique lors de la création de la lignée transgénique. Cependant, il est probable que dans certains cas, la molécule de GFP interférerait avec la fonction de la protéine marquée. Une étude récente démontre que les gènes Hydra peuvent être disposés dans une configuration de l&#39;opéron, c&#39;est à dire, la transcription polycistronique sont réalisés, qui sont ensuite séparés par plus de trans-épissage et la traduction dirigeant séparément 23. En plaçant un gène codant pour une protéine ou un ARN en épingle à cheveux dans la position en amont de l&#39;opéron et un gène de la protéine fluorescente dans la position en aval, on peut suivre le tissu transgénique sans avoir à étiqueter le gène codant pour la protéine ou de l&#39;ARN en épingle à cheveux. Cette méthode a été utilisée pour exprimer un ARN en épingle à cheveux dans une configuration de l&#39;opéron avec DsRed2 pour atteindre gène knockdown 14.

<table><tbody><tr><td>AEP Hydra Strain</td><td></td><td></td><td>Email : Celina Juliano à celina.juliano@yale.edu ou Hiroshi Shimizu bubuchin2006@yahoo.co.jp</td></tr><tr><td>High Speed Maxi Kit</td><td>Qiagen</td><td>12662</td><td></td></tr><tr><td>100 x 15 mm Boîtes de Pétri</td><td>BD Falcon</td><td>351029</td><td></td></tr><tr><td>75 x 50 mm Verre Microscope</td><td>Slide Sigma</td><td>CLS294775X50</td><td></td></tr><tr><td>Microinjection Fish Mold</td><td>IBI Scientific</td><td>FM-600</td><td></td></tr><tr><td>Verre borosilicaté avec</td><td>filament Sutter Instrument</td><td>BF100-50-10</td><td>D.E. : 1,0 mm, D.I. : 0,50 mm, longueur 10 cm</td></tr><tr><td>Flaming/Brown Micropipette</td><td>Puller Sutter Instrument</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>Phenol Red</td><td>Sigma</td><td>P3532</td><td></td></tr><tr><td>Jewelers Forceps, Durmont #5</td><td>Sigma</td><td>F6521</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel Blade #15</td><td>Fisher</td><td>50-822-421</td><td></td></tr><tr><td>Huile minérale</td><td>Sigma</td><td>M8410-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Microinjecteur</td><td>Narishige</td><td>IM-9B</td><td></td></tr><tr><td>Support magnétique</td><td>Narishige</td><td>GJ-1</td><td></td></tr><tr><td>Plaque de fer</td><td>Narishige</td><td>IP</td><td></td></tr><tr><td>Joystick Micromanipulateur</td><td>Narishige</td><td>MN-151</td><td></td></tr></tbody></table>

la génération d'transgénique hydra par micro-injection d'embryons

Generation of Transgenic Hydra by Embryo Microinjection

En tant que membre de l’embranchement des Cnidaires, le groupe frère de tous les bilatériens, Hydra peut faire la lumière sur les processus biologiques fondamentaux partagés entre les animaux multicellulaires. Hydra est utilisé comme modèle pour l’étude de la régénération, de la formation de motifs et des cellules souches. Cependant, les efforts de recherche ont été entravés par l’absence d’une méthode fiable pour les perturbations génétiques afin d’étudier la fonction moléculaire. Le développement des méthodes transgéniques a revitalisé l’étude de la biologie de l’hydre 1. Transgenic Hydra permet le suivi des cellules vivantes, le tri pour produire des populations de cellules pures pour l’analyse biochimique, la manipulation de la fonction des gènes par knockdown et surexpression, et l’analyse de la fonction promotrice. L’ADN plasmidique injecté dans les embryons à un stade précoce s’intègre aléatoirement dans le génome au début du développement. Il en résulte des nouveau-nés qui expriment des transgènes dans des plaques de tissu dans une ou plusieurs des trois lignées (épithéliale ectodermique, épithéliale endodermique ou interstitielle). Le taux de réussite de l’obtention d’un nouveau-né avec des tissus transgéniques se situe entre 10 % et 20 %. La propagation asexuée du nouveau-né transgénique est utilisée pour établir une lignée transgénique uniforme dans une lignée particulière. La génération d’Hydra transgénique est étonnamment simple et robuste, et nous décrivons ici un protocole qui peut être facilement mis en œuvre à faible coût.

L'établissement de lignes Hydra transgéniques Nourrir les nouveau-nés transgéniques tous les 2-3 jours avec des nauplii d'Artemia. Les nouveau-nés parfois ne mangent pas pendant un jour ou deux après l'éclosion. Certaines larves nouveau-nées seront jamais manger, et ne seront donc pas survivre. Si le nouveau-nés est transgénique soit dans l'ectoderme (figure 1A) ou tissu épithélial endodermique, permettre à l'animal de bourgeon et de recueillir les bourgeons q...

Les Hydra transgéniques stables sont fabriqués par micro-injection d’ADN plasmidique dans les embryons, suivie d’une intégration génomique aléatoire et d’une propagation asexuée pour établir une lignée uniforme. Les hydres transgéniques sont utilisées pour suivre les mouvements cellulaires, surexprimer les gènes, étudier la fonction du promoteur ou inhiber l’expression des gènes à l’aide de l’ARNi.

La génération d'transgénique Hydra Par micro-injection d'embryons

As a member of the phylum Cnidaria, the sister group to all bilaterians, Hydra can shed light on fundamental biological processes shared among ...

L’objectif global de cette procédure est de micro-injecter de l’ADN plasmatique dans des embryons d’hydre pour produire des lignées transgéniques. Pour ce faire, il suffit de préparer d’abord une solution d’ADN plasmatique et de la charger dans une aiguille d’injection. Ensuite, la solution d’ADN plasmatique est injectée dans des embryons d’hydre entre le un et le huitième stade cellulaire.Ensuite, les embryons d’hydre sont laissés se développer et éclore et les juvéniles avec des tissus transgéniques sont sélectionnés. L’étape finale consiste à produire une lignée transgénique uniforme par bourgeonnement asexué de l’animal transgénique d’origine. En fin de compte, la microscopie à fluorescence est utilisée pour visualiser l’expression transgénique chez l’hydre.Cette méthode a été conçue pour les chercheurs qui souhaitent fabriquer des lignes hydroélectriques transgéniques à faible coût, permettant ainsi une application plus large de cette technologie utile, à la fois pour les chercheurs actuels en hydroélectricité, mais aussi pour ceux qui veulent simplement commencer à utiliser ce modèle. Les hydres transgéniques sont utilisées pour étudier la dynamique des tissus, la localisatio

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Dans cette vidéo, Nijole Jasinskiene démontre la méthodologie employée pour générer transgéniques moustiques Aedes aegypti, vecteurs de la dengue. Les techniques pour la préparation correcte des aiguilles de microinjection, desséchants embryons, et effectuant la microinjection sont démontrés.

Microinjection d&#39;embryons aegypti a. Pour obtenir les moustiques transgéniques

L'expression ectopique est une technique permettant d'éclaircir le rôle des microARN dans le développement du cerveau. Cependant, le ciblage des zones spécifiques à l'aide de l'électroporation in ovo est un défi. Ici, nous montrons de manière efficace à des régions du mésencéphale ventral et dorsal sélectivement l'électroporation.

Dans Expression in ovo de microARN dans ventrale Poussin mésencéphale

Etudier les premiers événements de la progression de cellules prénéoplasiques et l'interaction immunitaire innée des cellules est essentiel pour comprendre et traiter le cancer. Ici, nous décrivons une méthode pour induire une condition transformations de cellules epitheliales et de la formation d'image en temps réel de l'interaction subséquente immunitaire inné avec des cellules exprimant HRAS G12V cellules de la peau chez les larves de poisson zèbre.

Imagerie en direct d&#39;Innate immunitaire et prénéoplasiques Interactions cellulaires L&#39;utilisation d&#39;un système d&#39;expression / UAS inductible Gal4 dans des larves de poisson zèbre peau

Suivi en direct des progéniteurs rétiniens WT individuels dans des contextes génétiques distincts permet l'évaluation de la contribution de la signalisation non-autonome cellule pendant la neurogenèse. Ici, une combinaison de knock - down de gènes, la génération par la transplantation d' embryons chimères et in vivo d' imagerie confocale time-lapse a été utilisé à cette fin.

Imagerie in vivo de Transgenic Gene Expression en Retinal individuelle progéniteurs dans chimériques Zebrafish Embryons à étudier cellulaires Influences non autonomes

Microinjection d’embryons Nasonia vitripennis est un procédé essentiel pour générer des modifications héréditaires génome. Décrite ici est une procédure détaillée pour la microinjection et la transplantation d’embryons Nasonia vitripennis , ce qui facilitera grandement la manipulation du génome futur chez cet organisme.

Microinjection de l’embryon et de la Technique de Transplantation pour la Manipulation du génome Nasonia vitripennis

Utilisant un Cas9 préassemblé complexe ribonucléoprotéique (RNP) est une méthode puissante pour l’édition de génome précis et efficace. Ici, nous mettons en évidence son utilité dans un large éventail de cellules et des organismes, y compris des cellules humaines primaires et les deux classiques et de nouveaux organismes modèles.

Génome améliorée d’édition avec Cas9 ribonucléoprotéique dans diverses cellules et des organismes

Nous présentons ici des protocoles pour la collecte et microinjecting maïs precellular embryons de la chrysomèle des racines du afin d’effectuer des analyses génomiques fonctionnelles telles que la transformation de la lignée germinale et CRISPR/Cas9-génome édition.

Microinjection de Western chrysomèle des racines du maïs, Diabrotica virgifera virgifera, embryons de Transformation de la lignée germinale, ou d’édition de génome CRISPR/Cas9

Ce protocole décrit les procédures de micro-injection pour les embryons de Culex quinquefasciatus qui sont optimisées pour fonctionner avec les outils d’édition de gènes CRISPR/Cas9. Cette technique peut générer efficacement des mutations germinales héréditaires spécifiques au site qui peuvent être utilisées pour construire des technologies génétiques dans ce vecteur de maladie peu étudié.

Techniques de microinjection embryonnaire pour une mutagénèse efficace spécifique au site chez Culex quinquefasciatus

De nombreuses caractéristiques de l’eusocialité des insectes reposent sur la communication au sein de la colonie et la division du travail. La manipulation génétique des gènes régulateurs clés dans les embryons de fourmis par micro-injection et mutagénèse médiée par CRISPR donne un aperçu de la nature du comportement altruiste chez les insectes eusociaux.

Injections d’embryons pour la mutagenèse médiée par CRISPR dans le saltateur Harpegnathos de fourmi

Dans ce protocole, nous décrivons comment injecter le lentivirus à la cavité amniotique de la souris à E7.5, conduisant à une transduction uniforme de toute la plaque neurale, avec des effets néfastes minimes sur la survie ou le développement embryonnaire.

Ciblage de la plaque neurale murine par nano-injection in utero (NEPTUNE) au jour embryonnaire 7,5

Cet article prend l’exemple de la transgenèse médiée par l’intégrase phiC31 chez la drosophile et présente un protocole optimisé pour la micro-injection embryonnaire, une étape cruciale pour la création de mouches transgéniques.

Microinjection embryonnaire pour la transgenèse chez la drosophile

Découvrez la création de lignées transgéniques stables chez Hydra par micro-injection d'ADN plasmidique dans des embryons. Cette méthode permet d'étudier l'expression génique et la fonction des gènes.

La génération d'transgénique Hydra Par micro-injection d'embryons

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