Name: Préparation de tissu du donneur de cornée pour membrane endothéliale Keratoplasty de Descemet (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 46 s
Description: Apprenez la préparation de tissu endothélial cornéen pour kératoplastie endothéliale par dissection manuelle contrôlée. Cette technique sécurisée et reproductible améliore les résultats chirurgicaux.

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1 Configuration de champs stériles <ol><li> Don tenue correcte y compris chapeau et masque. Porter des lunettes de protection lorsque dans la salle de traitement. </li><li> Préparer la zone de traitement. Lors de l&#39;utilisation d&#39;une chambre de traitement, de maintenir un fonctionnement continu du ventilateur pour créer une pression positive dans la chambre. </li><li> Rassemblez toutes les fournitures. Vérifiez les dates d&#39;expiration, intégrité de l&#39;emballage, et l&#39;indicateur de stérilisation. </li><li> Se laver les mains et enfiler des gants non stériles. </li><li> Ouvrez les kits stériles pour établir un champ stérile. Lors de l&#39;utilisation d&#39;une salle de traitement, placer les kits sur la table et ouvrir de manière aseptique les enveloppements. Ne pas utiliser les extérieurs 1 ½ pouces de l&#39;enveloppe dans le cadre du champ stérile car ce segment est considéré comme non stérile. </li><li> En utilisant une technique aseptique, ouverte et déposer des éléments stériles sur champ stérile sauf si déjà partie de la meute premade. </li><li> Déplacez microscope afin qu&#39;il soit au-dessus du champ stérile, allumer la source de lumière de microscope, et ajuster oculaires comme nécessaire. </li><li> Obtain tissu cornéen à décaper (dans les milieux de la conservation) et place à côté de la zone de traitement stérile prêt. Desserrer le bouchon de chambre d&#39;observation et laissez-le reposer sur le dessus de la visualisation base de la chambre sans filets en prise. Jeter les gants non stériles. </li><li> Ouvrir une paire de gants stériles et une blouse stérile avec une serviette. </li><li> Effectuer le lavage chirurgical. Porter une blouse stérile, puis des gants stériles. </li><li> Boîtes d&#39;instruments ouverts de sorte que toutes les fournitures sont accessibles. Ouvrir l&#39;humidité du drap imperméable à créer la zone de travail. </li><li> Fixer l&#39;aiguille à une seringue de 5 ml. L&#39;utilisation d&#39;une pince hémostatique, préparer l&#39;aiguille 30 G en plaçant une courbure de 1 mm à partir du biseau, et un autre pli de 1 mm à partir de la base (pour former une forme en &quot;S&quot;). </li><li> Monter la seringue en verre pour la coloration au bleu trypan en plaçant le piston dans la seringue et le doigt de serrage sur le piston. Fixez la canule. </li><li> Fixer la canule du flacon de solution saline équilibrée (BSS). </li><li> Séparer le poinçon de trépan à partir du bloc de videet mettre de côté. Centrer le bloc de vide à l&#39;intérieur du champ de vision du microscope. </li><li> Apportez le bloc de vide au point en ajustant les réglages du microscope. </li></ol> 2 Procédure pour la préparation de tissu du donneur <ol><li> Soulevez le capot de chambre de visualisation utilisant carré de feuille comme un obstacle. Avec l&#39;autre main et l&#39;aide de pinces, saisir délicatement cornée par sclérotique jante pour enlever la cornée. Replacez le couvercle de la chambre de visualisation. </li><li> Enfoncez complètement la seringue d&#39;aspiration, puis placez côté de l&#39;épithélium de la cornée sur le bloc de vide et de veiller à ce qu&#39;il soit centré. (Figure 1) </li><li> Bague d&#39;assise légèrement inférieure sur le bloc de vide en utilisant les messages de guidage. Engager vide lentement en libérant le piston de la seringue d&#39;aspiration. Retirer la bague de siège et mettre de côté. (Figure 2). </li><li> Effectuez une trépanation partielle de marquer par l&#39;intermédiaire de la membrane de Descemet. </li><li> Réglez microscope zoom et mise au point pour que le tissu est bien visualisée. </li><li&gt; Inclinez le bloc de vide et d&#39;utiliser une lance d&#39;écouvillon stérile placé au limbe pour éliminer le milieu excès. (Figure 3) </li><li> Placez suffisamment de tache au limbe pour colorer le bord de la membrane de Descemet marqué. Laisser la tache de rester sur l&#39;endothélium de 60 à 90 sec. (Figure 4) </li><li> Retirer tache: <ol><li> Inclinez le bloc de vide à verser la tache de la cornée et sur de la gaze. </li><li> Utilisez les lances chirurgicales pour enlever l&#39;excès de colorant de la zone limbique de la cornée, en prenant soin de ne pas toucher l&#39;endothélium. (Figure 5) </li></ol></li><li> Utilisez quelques gouttes de BSS pour rincer la cornée de solution de coloration, et des lances d&#39;écouvillons stériles à enlever l&#39;excès de BSS. (Figure 6) </li><li> Placer 1-2 gouttes de BSS sur la jante de la sclérotique pour empêcher le tissu de séchage. Répéter au besoin tout au long de la procédure. </li><li> Effectuer dissection partielle de la membrane de Descemet: <ol><li> En commençant là où le tuyau se connecters au bloc de vide, en utilisant une pince ouverte, placez un bout à l&#39;orée de la marque de pointage et de la membrane de Descemet doucement séparé et l&#39;endothélium loin du stroma. (Figure 7). </li><li> La membrane et l&#39;endothélium de Descemet séparée pas plus de 1 mm du bord marqué et continuer à 360 ° autour de dissection. (Figure 8). </li><li> Remarque emplacement des micro-déchirures en plaçant un point sur le bloc de vide avec le marqueur de la peau. REMARQUE: Si le trépan ne pénètre pas complètement à travers la membrane de Descemet, utilisez le bord biseauté de la prêts aiguille 30 G pour compléter le score par l&#39;intermédiaire de la membrane de Descemet le cas échéant, suivie d&#39;une deuxième application de la coloration au besoin. Si l&#39;adhérence de la membrane de Descemet entrave la dissection partielle, retirer l&#39;endothélium dehors de la zone trephinated au besoin. </li></ol></li><li> Utilisez une pince pour enlever les balises endothéliales qui se chevauchent la marque de pointage. </li> &lt;li&gt; Pensez à l&#39;emplacement de précédemment marqués micro larmes et faire tourner le bloc de vide, de sorte que le plus grand est à 06 heures. Cela deviendra la charnière de la trappe. </li><li> Utilisation de la pince, saisir la membrane de Descemet à 12 heures. Séparer doucement la membrane de Descemet du stroma par pelage vers la charnière. Créer la charnière par l&#39;arrêt de la séparation de 2 mm de la marque de pointage. REMARQUE: les bords périphériques de volets commenceront à défiler lors de la séparation. (Figure 9). </li><li> Déposer délicatement le rabat en place sur le stroma. Utilisez SRS et écouvillon lances à unscroll l&#39;endothélium et le retourner à sa position initiale. (Figure 10A-C) </li><li> Retirer liquide résiduel de la membrane entre stroma et de Descemet avec des lances d&#39;écouvillons stériles de sorte que le volet reste en position. (Figure 11) </li><li> Utilisez des lances d&#39;écouvillons stériles pour absorber l&#39;excès d&#39;humidité de la sclérotique près de la charnière. Utilisez le marqueur de la peau de tirer unn pointe de flèche sur le bord de la sclérotique pointant vers le centre de la charnière, enlever tout excès d&#39;encre en utilisant un écouvillon stérile lance. (Figure 12) </li><li> Relâcher le vide en appuyant sur le piston de la seringue reliée au bloc d&#39;aspiration. Alors que le vide est libéré, utiliser une pince pour retirer la cornée à partir du bloc d&#39;aspiration. </li><li> Soulevez le capot de chambre de visualisation utilisant carré de feuille comme un obstacle. Placez la cornée dans la chambre d&#39;observation, côté endothéliale, et replacez le couvercle de la chambre de visualisation. </li><li> Répétez la procédure avec étapes compagnon cornée, le cas échéant. Utiliser de la gaze pour nettoyer le bloc de vide avant de traiter le second tissu. </li><li> Serrez le couvercle (s) de la chambre de visualisation et enlever les tissus de la zone de traitement. </li><li> Décomposer le champ stérile en disposant d&#39;éléments selon le plan de gestion des déchets biologiques dangereux. Enlever les gants contaminés et robe. Se laver les mains et enfiler des gants non stériles. </li><li> Effectuer l&#39;évaluation post-coupe de la lampe à fente et la microscopie spéculaire de la cornée (s)et consigner les résultats. </li></ol>

<ol><li>Fernandez, M., Afshari, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+Keratoplasty%3A+From+DLEK+to+DMEK%5BTitle%5D)+AND+%22Middle+East+African+Journal+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Endothelial Keratoplasty: From DLEK to DMEK.</a> Middle East African Journal of Ophthalmology. 17 (1), 5-8 (2010).</li>
<li>Kruse, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Stepwise+Approach+to+Donor+Preparation+and+Insertion+Increases+Safety+and+Outcome+of+Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">A Stepwise Approach to Donor Preparation and Insertion Increases Safety and Outcome of Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty.</a> Cornea. 30 (5), 580-587 (2011).</li>
<li>Dapena, I., Moutsouris, K., Droutsas, K., Ham, L., van Dijk, K., Melles, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardized+%27No-Touch%27+Technique+for+Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Standardized 'No-Touch' Technique for Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty.</a> Archives of Ophthalmology. 129, 88-94 (2011).</li>
<li>Tourtas, T., Laaser, K., Bachmann, B., Cursiefen, C., Kruse, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty+versus+Descemet+Stripping+Automated+Endothelial+Keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty versus Descemet Stripping Automated Endothelial Keratoplasty.</a> American Journal of Ophthalmology. 153 (6), 1082-1090 (2012).</li>
<li>Guerra, F., Anshu, A., Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+Keratoplasty%3A+fellow+eyes+comparison+of+Descemet+stripping+automated+endothelial+keratoplasty+and+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">Endothelial Keratoplasty: fellow eyes comparison of Descemet stripping automated endothelial keratoplasty and Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 30 (12), 1382-1386 (2011).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%222012+Eye+Banking+Statistical+Report%3A+Surgical+Use+and+Indications+for+Corneal+Transplant+Statistical+Report+Analysis%22">2012 Eye Banking Statistical Report: Surgical Use and Indications for Corneal Transplant Statistical Report Analysis</a>. , Eye-Bank Association of America. (2012).</li>
<li>Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Descemet%27s+stripping+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Descemet's stripping endothelial keratoplasty.</a> Current Opinion Ophthalmology. 18 (4), 290-294 (2007).</li>
<li>Woodward, M., Titus, M., Mavin, K., Shtein, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+Donor+Tissue+Preparation+for+Endothelial+Keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty.</a> Journal of Visualized Experiments. (64), e3847(2012).</li>
<li>Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Descemet%27s+membrane+endothelial+keratoplasty+surgery%3A+update+on+the+evidence+and+hurdles+to+acceptance%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Descemet's membrane endothelial keratoplasty surgery: update on the evidence and hurdles to acceptance.</a> Current Opinion Ophthalmology. 24 (4), 329-335 (2013).</li>
<li>Venzano, D., Pagani, P., Randazzo, N., Cabiddu, F., Traverrso, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Descemet+Membrane+air-bubble+separation+in+donor+cornea%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cataract+and+Refractive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Descemet Membrane air-bubble separation in donor cornea.</a> Journal of Cataract and Refractive Surgery. 36 (12), 2022-2027 (2010).</li>
<li>Price, F., Price, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPrice%2C+F+%22DSEK%3A+What+you+need+to+know+about+endothelial+keratoplasty%22">DSEK: What you need to know about endothelial keratoplasty</a>. , SLACK Inc.. Thorofare, NJ. (2009).</li>
<li>Studeny, P., Sivekova, D., Lieheova, K., Vokrojova, M., Kuchynka, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hybrid+technique+of+lamellar+keratoplasty+%28DMEK-S%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Hybrid technique of lamellar keratoplasty (DMEK-S).</a> Journal of Ophthalmology. 2013, 2013.254383(2013).</li>
<li>Muraine, M., Gueudry, J., He, Z., Piselli, S., Lefevre, S., Toubeau, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+technique+for+the+preparation+of+corneal+grafts+for+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Novel technique for the preparation of corneal grafts for Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> American Journal of Ophthalmology. 156 (5), 851-859 (2013).</li>
<li>Lie, J. T., Birbal, R., Ham, L., van der Wees, J., Melles, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+tissue+preparation+for+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cataract+Refractive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Donor tissue preparation for Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Journal of Cataract Refractive Surgery. 34 (9), 1578-1583 (2008).</li>
<li>Kruse, F. E., Laaser, K., Cursiefen, C., Heindl, L. M., Schlotzer-Schrehardt, U., Riss, S., Bachmann, B. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+stepwise+approach+to+donor+preparation+and+insertion+increases+safety+and+outcome+of+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">A stepwise approach to donor preparation and insertion increases safety and outcome of Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 30 (5), 580-587 (2011).</li>
<li>Rudolph, M., Kaaser, L., Bachmann, B., Cursiefen, C., Epstein, D., Kruse, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+higher-order+aberrations+after+Descemet%E2%80%99s+membrane+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Corneal higher-order aberrations after Descemet’s membrane endothelial keratoplasty.</a> Ophthalmology. 119 (3), 528-535 (2012).</li>
<li>Price, F., Price, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">Evolution of endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 32, 28-32 (2013).</li>
<li>Dapena, I., Dapena, L., Dirisamer, M., Ham, L., Melles, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+acuity+and+endothelial+cell+density+following+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty+%28DMEK%29%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Soc+Esp+Oftalmol%22%5BJournal%5D)">Visual acuity and endothelial cell density following Descemet membrane endothelial keratoplasty (DMEK).</a> Arch Soc Esp Oftalmol. 86 (12), 395-401 (2011).</li>
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Hassan Tausif et le Dr Navasuja Chandrasekaran n&#39;ont rien à divulguer. Drs. Mian, Shtein, et Woodward sont les directeurs médicaux de la Banque Michigan yeux. M. Mavin, M. Titus, et Mme Johnson sont des employés de Midwest banques d&#39;yeux.

La couche de cellules endothéliales de la cornée joue un rôle critique dans le maintien de la clarté de la cornée par déshydratation. Maladies des cellules endothéliales peuvent entraîner une déficience visuelle importante. DMEK vise à remplacer les cellules endothéliales malades avec un greffon du donneur constitué de membrane et endothéliale couche de cellules de Descemet. la préparation des tissus du donneur avec un DM intact et nombre de cellules endothéliales adéquate sont essentiels à la survie du tissu greffé. Dé...

Endothéliale Keratoplasty (EK) a rapidement remplacé kératoplastie (PKP) que la procédure de choix pour le traitement de maladies endothéliales qui représentent plus de 50% de toutes les transplantations effectuées aux États-Unis en 2012 6. PKP est limitée par la réhabilitation visuelle prolongée à haute astigmatisme et l&#39;instabilité de réfraction, la perte de l&#39;intégrité du globe et les complications liées à la suture. Procédures d&#39;EK de première génération, y compris en profondeur lamellaire endothéliale Keratoplasty (DLEK) impliqués dissection manuelle de stroma cornéen avec la transplantation de l&#39;épaisseur des tissus du donneur partielle. Ces procédures ont réussi à transplanter des tissus de l&#39;endothélium des bailleurs de fonds, tout en maintenant une surface de la cornée intacte mais étaient techniquement difficile et conduit à limiter la meilleure acuité visuelle corrigée en raison de l&#39;interface lamellaire de la cornée irrégulière 1. La procédure d&#39;EK de choix actuel est Décapage endothéliale Keratoplasty de Descemet (DSEK) qui offre clar cornéelité avec une récupération plus rapide de la vision, minimise l&#39;erreur de réfraction postopératoire et l&#39;astigmatisme, et diminue le risque de déhiscence de la plaie traumatique tout en maintenant la surface de la cornée 7. Cette procédure implique l&#39;ablation de la membrane de Descemet et de l&#39;endothélium malade et le remplacement partiel de donneur d&#39;épaisseur du tissu de la cornée comprenant une nouvelle couche de cellules endothéliales. La cornée du donneur est disséqué avec un microkératome pour préparer le tissu transplanté est postérieure 8. Préparation du tissu du donneur par les oculaires banques a contribué à la croissance rapide et, sans doute, le succès de cette procédure. L&#39;augmentation de 16 fois près de procédures DSEK aux États-Unis entre 2005 et 2012 correspond à près de la moitié du tissu en cours de préparation par les oculaires banques 6. Bien DSEK peut améliorer l&#39;acuité visuelle de 20/40 ou mieux, la plupart des patients n&#39;atteignent pas 20/20 vision grâce à l&#39;interface du stroma brume et la lumière accruedisperser de l&#39;ajout de donneur stroma tissu 7. La technique chirurgicale EK a progressé à membrane endothéliale Keratoplasty de Descemet (DMEK) qui implique la transplantation de la membrane (DM) et l&#39;endothélium de Descemet seul bailleur de fonds. Cette procédure a une plus grande proportion de patients qui atteignent 20/20 vision, la récupération visuelle plus rapide, et un moindre risque de rejet endothélial 9. Cependant, la préparation de tissu du donneur est plus difficile en raison des dimensions plus fines greffés.

<table><tbody><tr><td>VisionBlue</td><td>D.O.R.C., Zuiland, Pays-Bas</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Poinçon à vide Barron</td><td>Katena, Denville, New Jersey</td><td>K20-2112</td><td></td></tr></tbody></table>

préparation de tissu du donneur de cornée pour membrane endothéliale keratoplasty de descemet

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

Membrane Endothelial Keratoplasty de Descemet (DMEK) est une forme de greffe de cornée dans laquelle seule une couche de cellules unique, l&#39;endothélium cornéen, avec sa membrane basale (la membrane de Descemet) est introduit sur ​​postérieure du stroma du destinataire 3. Contrairement à dénuder automatique endothéliale Keratoplasty de Descemet (DSAEK), où plus stroma du donneur est introduit, aucune interface anormal stroma-à-stroma est créé. En conséquence, l&#39;anatomie naturelle de la cornée est conservée autant que possible permettant d&#39;améliorer le temps de récupération de l&#39;acuité visuelle et 4. Endothéliale Keratoplasty (EK) est la procédure de choix pour le traitement de la dysfonction endothéliale. Les avantages de EK comprennent la récupération rapide de la vision, de la préservation de l&#39;intégrité oculaire et le changement de réfraction minime en raison de l&#39;utilisation d&#39;une petite incision périphérique 1. DSAEK utilise le tissu du donneur préparé avec stroma d&#39;épaisseur partielle et l&#39;endothélium. Le succ rapideess et l&#39;utilisation de cette procédure peut être attribuée à la disponibilité de l&#39;œil-banque de tissus prédécoupés préparé. Les avantages de la préparation yeux banque de tissus de donneurs comprennent l&#39;élimination de la nécessité d&#39;un équipement spécialisé dans la salle d&#39;opération et la disponibilité des back up de tissu du donneur en cas de perforation de tissu lors de la préparation. En outre, la préparation du volume élevé de tissu du donneur par des techniciens œil bancaires peut fournir une meilleure qualité de tissu du donneur. DSAEK peut avoir limité la meilleure acuité visuelle corrigée en raison de la création d&#39;une interface de stroma entre le donateur et bénéficiaire cornée. L&#39;élimination de cette interface avec la transplantation de la membrane et de l&#39;endothélium seul bailleur de fonds de Descemet dans DMEK peut améliorer les résultats visuels et de réduire les complications après EK 5. Similaire à DSAEK, le succès à long terme et l&#39;acceptation de DMEK dépend de la facilité de la disponibilité de prédécoupée, eye-banque, a préparé le tissu du donneur. Nous présentons ici une approche par étapes pour la préparation de tissu du donneur qui peuvent réduire certaines barriteurs oculaires banques font face dans la fourniture de greffons DMEK.

Séparation adéquate des DM et de l'endothélium de stroma est essentiel dans la préparation des tissus prédécoupés pour DMEK. Cinquante cornées de donneurs avec un âge moyen de 65 ± 6 ans (extrêmes: 55-75), mort en temps de traitement de 5,9 ± 2,3 jours (extrêmes 1-10) et de la densité des cellules endothéliales (DPE) de 2616 ± 321 cellules / mm 2 ( gamme 2,049-3,247) ont été utilisés pour évaluer la faisabilité et la reproductibilité de la technique de préparation chirurgicale par deux techniciens de la banqu...

Kératoplastie endothéliale est une technique chirurgicale en constante évolution que les avancées se traduisent par la transplantation de greffons les plus fines avec chaque succession 1. Ici, nous présentons une technique de dissection du tissu à commande manuelle pour permettre une séparation sûre et reproductible de l&#39;endothélium et les membranes de Descemet de donateurs boutons cornéosclérale pour la transplantation 2.

Préparation de tissu du donneur de cornée pour membrane endothéliale Keratoplasty de Descemet

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, ...

L’objectif global de cette procédure est de préparer le tissu endothélial de Demas pour l’insertion du DMEC. Ceci est accompli en effectuant d’abord une trépanation partielle et en appliquant une teinture afin de la visualiser. Ensuite, une dissection partielle à 360 degrés au niveau de la ligne TATed est effectuée entre le stroma S et la membrane demas.Ensuite, la membrane Demas est décollée manuellement du lit stromal, ne laissant qu’une petite charnière attachée. Enfin, la membrane Demas est renvoyée dans le lit stromal et tout liquide résiduel entre eux est éliminé. En fin de compte, la plastie endothéliale endothéliale à membrane Demas utilisant des préparations de tissus prédécoupés est une forme sûre et reproductible de dissection manuelle contrôlée des tissus utilisée pour traiter les maladies endothéliales.Le principal avantage de la banque d’yeux préparant le tissu donneur de plastie endothéliale décimée est qu’elle réduit le risque de perte de tissu dans la préparation et améliore l’efficacité dans la salle d’opération pour le chirurgien. Généralement, les chirurgiens dans chacune de ces techniques peuvent avoir du mal au début car ils peuvent avoir du mal à éviter la déchirure de la membrane de Demas, en particulier lors de la dissection partielle et du décapage visuel de cette technique est essentielle car les étapes de séparation sont difficiles à décrire. En particulier, la délimitation réussie entre les déses et le stroma sera démontrée par Lauren Johnson, responsable du traitement des tissus du laboratoire Midwest Ibis, Michigan.Pour commencer à préparer le tissu endothélial de Demas, portez la tenue appropriée, y compris une casquette et un masque, et portez des lunettes de protection dans la salle de traitement. Préparez la salle de traitement en allumant d’abord le ventilateur pour créer une pression positive. Organisez toutes les fournitures, en vous assurant de vérifier les dates de péremption, l’intégrité des emballages et des indicateurs de stérilisation avec les mains fraîchement lavées, et tout en portant des gants stériles, établissez un champ stérile en ouvrant les emballages de manière aseptique.Évitez d’utiliser le pouce et demi extérieur de l’emballage dans le cadre du champ stérile car cette partie est considérée comme non stérile, déposez les articles stériles sur le champ stérile. Ensuite, placez le microscope au-dessus du champ stérile. Allumez la source lumineuse et ajustez les oculaires si nécessaire tout en prélevant le tissu cornéen à épiler.Placez-le à côté de la zone de traitement stérile préparée. Desserrez le capuchon de la chambre d’observation et posez-le sur le dessus de la chambre d’observation sans fil engagé et jetez les gants non stériles. Ensuite, ouvrez une paire de gants stériles et une blouse stérile avec une serviette.Effectuez un gommage chirurgical avant de mettre la blouse stérile puis les gants stériles. Ouvrez les boîtes d’instruments de manière à ce que toutes les fournitures soient accessibles et ouvrez un rideau perméable à l’humidité imp pour créer la zone de travail. Assemblez la seringue en verre pour la tache lâche trian en plaçant le piston dans la seringue et en serrant le piston avec le doigt.Fixez une canule à la seringue trian blue et une seconde canule au flacon de solution saline équilibrée. Séparez le poinçon de raffinage TR du bloc d’aspiration et mettez-le de côté. Centrez ensuite le bloc d’aspirateur dans le champ de vision du microscope avant d’ajuster les paramètres du microscope pour faire la mise au point sur le bloc d’aspirateur.À l’aide d’une équerre en aluminium comme barrière, soulevez le couvercle de la chambre d’observation avec la main opposée et à l’aide d’une pince. Saisissez la cornée par le bord de la sclérotique pour retirer la cornée du support de stockage. Replacez ensuite le couvercle de la chambre de visualisation, enfoncez complètement une seringue d’aspiration.Placez ensuite la cornée, côté épithélial vers le bas, sur le bloc d’aspiration et assurez-vous qu’il est centré. À l’aide des poteaux de guidage, abaissez doucement l’anneau d’assise sur le bloc d’aspiration. Retirez l’anneau d’assise et mettez-le de côté avec le tissu focalisé et bien visualisé au microscope.Effectuez une trépanation partielle pour marquer à travers la membrane de demas. Inclinez le bloc d’aspiration et utilisez une lance d’écouvillon stérile placée au niveau du limbe pour enlever l’excès de fluide. Ensuite, placez suffisamment de teinture au niveau du limbe pour tacher le bord de la marque.La membrane Demas permet à la tache de rester sur l’endothélium pendant 60 à 90 secondes. Ensuite, utilisez les lances chirurgicales pour enlever l’excès de coloration de la zone limbique de la cornée. En prenant soin de ne pas toucher l’endothélium avec quelques gouttes de BSS.Rincez la cornée de la solution colorante et utilisez des lances stériles pour éliminer l’excès de BSS. Placez ensuite une à deux gouttes de BSS sur le bord de la sclérotique pour éviter que le tissu ne se dessèche. Répétez au besoin tout au long de la procédure pour effectuer une dissection partielle de la membrane du desme avec une pince ouverte, placez une pointe sur le bord de la marque de rainure et séparez doucement la membrane du desme et l’endothélium du stroma.Séparez la membrane et l’endothélium du descemet, à moins d’un à deux millimètres du bord rainuré, et continuez la dissection à 360 degrés autour. Notez l’emplacement de toute micro-déchirure à l’aide d’un marqueur cutané pour placer un point sur le bloc d’aspiration. Utilisez des pinces pour retirer toutes les étiquettes endothéliales qui chevauchent la marque de score.Localisez ensuite les micro-déchirures précédemment marquées et faites pivoter le bloc d’aspiration de sorte que la plus grande soit à six heures. Celui-ci deviendra la charnière du volet. Ensuite, à l’aide de la pince, saisissez la membrane SMA à 12 heures.Puis séparé doucement du stroma S en le pelant vers la charnière. Créez la charnière en arrêtant la séparation à deux millimètres de la marque. Remettez doucement le rabat en place sur le stroma S.Utilisez des lances BSS et des lances d’écouvillonnage pour décerner l’endothélium et le ramener à sa position initiale. Retirez le liquide résiduel entre la membrane du demas et le stroma afin que le rabat reste en position. Absorbez tout excès d’humidité de la sclérotique près de la charnière.À l’aide d’un marqueur de peau, dessinez une pointe de flèche sur le bord de la sclérotique, en la pointant vers le centre de la charnière et retirez tout excès d’encre. Relâchez le vide en appuyant sur le piston de la seringue reliée au bloc de vide pendant que le vide est désengagé. À l’aide d’une pince, retirez la cornée du bloc d’aspiration à l’aide d’une équerre en aluminium comme barrière.Soulevez le couvercle de la chambre de visualisation. Placez la cornée dans la chambre d’observation, côté endothélial vers le haut. Remettez le couvercle en place et serrez-le.Enfin, après avoir retiré le tissu de la zone de traitement et décomposé le champ stérile conformément au protocole de texte, effectuez une évaluation à la lampe à fente post-coupe et une microscopie spéculaire des cornées et enregistrez les résultats. 50 cornées de donneurs d’un âge moyen de plus ou moins six ans décès à un temps de traitement de 5,9 plus ou moins 2,3 jours, et une densité de cellules endothéliales ou ECD de 2 616 plus ou moins 321 cellules par centimètre carré ont été utilisées pour évaluer la faisabilité et la reproductibilité de la technique de préparation chirurgicale. Le taux de réussite était de 72 % dans les 25 premiers cas et est passé à 80 % dans la seconde moitié avec un taux de réussite global de 76 %.L’âge du donneur, le décès par rapport au temps de traitement et l’ECD n’étaient pas corrélés avec la préparation réussie des tissus. Le DPE post-préparation de 2 676 plus ou moins 284 n’était pas significativement différent de celui de pré-préparation. DPE. Des déchirures du DM et une perte cellulaire sévère ont été infructueuses.Ces cas étaient également associés à une difficulté à remonter le tissu et à une coloration incomplète du dm Edge iBank. L’évaluation des résultats des patients à partir de neuf procédures DEC effectuées par cinq chirurgiens a indiqué qu’un cas avait une luxation à un jour et une semaine sans besoin de bouillonnement L’acuité visuelle à un jour variait de 2 400 à la perception de la lumière et à une amélioration d’une semaine à 2 103. Une fois maîtrisée, cette procédure peut être effectuée en aussi peu que 20 minutes, et avec de la pratique, le temps pendant lequel le tissu reste hors du support d’origine peut être aussi court que 10 minutes.Lors de cette procédure, il est important d’obtenir du tissu cornéen de donneurs âgés de plus de 45 ans. Cela minimise le risque de déchirure de la membrane de l’abeille. À la suite de cette procédure, un traitement supplémentaire peut être effectué, tel que l’application de marquages d’orientation, qui identifient quel côté est le côté stromal de la membrane après son développement.Cette technique a ouvert la voie à une acceptation rapide du DMEC par les chirurgiens de la cornée.

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Le document décrit une technique simplifiée pour la cornée d'accise et d'éviscérer les tissus rétiniens du globe oculaire de l'homme donneurs cadavériques. La technique décrite ici aidera à accises tissus de bonne qualité pour être utilisés aux fins de transplantation, la chirurgie ou de recherche sans endommager les autres tissus du globe oculaire.

Une technique simplifiée pour<em&gt; In situ</emExcision&gt; de la cornée et éviscération du tissu rétinien de globe oculaire humain

Endothéliale greffe de cornée est une technique chirurgicale pour le traitement des maladies de la cornée postérieures. Mécanique dissection microkératome pour préparer les résultats de tissus en plus minces, les greffes plus symétriques avec la perte de cellules endothéliales et moins de meilleurs résultats. Les dissections peuvent être effectués à la banque des yeux avant la chirurgie de transplantation de la cornée.

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Combinaison de Microstéréolithographie et Électrofilage à produire des membranes Equipé Niches pour la régénération de la cornée

Les souris ont été utilisées comme modèle pour étudier de nombreuses formes de transplantation, y compris la greffe de cornée.  Nous décrivons dans ce rapport un modèle murin pour la transplantation cornéenne aiguë et tardive.

Murin de transplantation de la cornée: Un modèle pour étudier la forme la plus courante de la transplantation d&#39;organes solides

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Un «All-laser&quot; Endothelial Transplant

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Ce protocole décrit un roman en trois dimensions in vitro model, où les cellules du stroma cornéens et différenciés de cellules neuronales sont élevées ensemble afin d’aider à l’examen et la compréhension des interactions entre les deux types cellulaires.

Ingénierie du tissu cornéen : Un In Vitro modèle des Interactions stroma-nerf de la cornée humaine

Nous décrivons l’utilisation de la microscopie par cohérence optique plein champ comme méthode d’évaluation de haute qualité du stroma cornéen du donneur. Ce protocole peut être utilisé pour identifier les caractéristiques indicatives de la santé ou de la maladie, et vise à améliorer le dépistage et la sélection des tissus du donneur, et donc les résultats de la kératoplastie.

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Le Stripping Only de Descemet est une procédure expérimentale dans laquelle les patients atteints de guttase cornéenne centrale résultant d’une dystrophie cornéenne endothéliale de Fuchs ont la membrane de Descemet dépouillée pour que les cellules périphériques régénèrent la couche endothéliale. Nous présentons une nouvelle méthodologie simulant le DSO dans les cornées humaines dystrophiques ex vivo avec une guérison accélérée stimulée par eFGF1 (NM141).

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Préparation de tissu du donneur de cornée pour membrane endothéliale Keratoplasty de Descemet

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