Name: Enchevêtrement moléculaire et Electrospinnability de biopolymères (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-03T15:45:00.000+00:00
Duration: 7 min 59 s
Description: Découvrez comment évaluer l'électrospinnabilité de biopolymères comme l'amidon et le pullulan par rhéologie. Cette méthode permet de corréler la viscosité à l'électrofilage et de créer des cartes de capacité d'électrofilage.

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Ce travail est financé en partie par l&#39;Institut national de l&#39;USDA pour l&#39;alimentation et l&#39;agriculture, Programme national de l&#39;octroi des subventions, Programme national de l&#39;Initiative de recherche 71,1 exercice 2007, Grant n ° 2007-35503-18392, et les instituts nationaux de la santé, Institut pour l&#39;allergie et des maladies infectieuses , R33AI94514-03.

1. Dope Spinning Préparation <ol><li> Préparez une gamme de concentrations de biopolymères à étudier (0,1% à 30%, p / v) et assurez-vous de considérer la teneur en humidité de la poudre de biopolymère dans ces calculs. Pour chaque concentration, peser le biopolymère (amidon ou le pullulane) en poudre dans un tube à essai de 50 ml. Ajouter aqueuse de diméthylsulfoxyde (DMSO) solution et une barre d'agitation. </li><li> Placer le tube dans l'eau bouillante avec une agitation constante sur un agitateur magnétique chauffant. </li><li> Après environ 1 h, éteindre le feu et laisser refroidir la dispersion à la température ambiante. La dispersion est alors prêt pour les essais rhéologiques et électrofilage. </li></ol> 2. Steady cisaillement Rhéologie <ol><li> Faire chauffer le rhéomètre et régler la température de l'étape à 20 ° C. Calibrer l'écart entre le (mm cône 25 utilisé) sonde et la scène (plaque). </li><li> Charge 0,41 ml de la dispersion de biopolymère sur le centre de la scène et descendre la sonde pour régler la positisur (écart de 0,053 mm pour 25 mm cône). Assurez-vous que la dispersion s'étend uniformément dans l'intervalle. </li><li> Effectuer le test rhéologique avec les paramètres expérimentaux suivants: mode de balayage: log, le taux initial: 100 sec -1, le taux final: 0,1 sec -1, les points par décennie: 10, délai avant mesure: 5 secondes, mesurer le temps: 10 sec, et les directions par mesure: deux (deux dans le sens horaire et anti-horaire). </li><li> Analyser les données rhéologiques pour estimer les concentrations de dispersion appropriées pour électrofilature essais. <ol><li> Tracer les viscosités de cisaillement apparente par rapport aux taux de cisaillement en fonction de la concentration de polymère. Pour chaque courbe de débit, approximatives viscosités de cisaillement zéro, η 0, par les valeurs réelles ou extrapolées (par exemple, à de faibles concentrations où les données à faible taux de cisaillement ne sont pas fiables) pour la viscosité apparente à 0,1 sec - 1. </li><li> Calculer viscosité spécifique: η sp = (η 0 - η s)/ η s, où η s est la viscosité du solvant. </li><li> Tracer les viscosités spécifiques en fonction de la concentration. Identifier les régimes non enchevêtrées et entremêlées de semi-dilution. Le régime de semi-dilution non enchevêtrées commence à partir de l'extrémité inférieure de concentration avec une petite pente, et le régime de semi-dilution empêtré a une plus grande pente sur le régime non enchevêtrées. Modèles en loi de puissance régression Fit dans les deux régimes. Les valeurs de puissance sont les pistes (de dépendance de concentration) dans les régimes non enchevêtrées et entremêlées de semi-dilution sur un terrain log-log. L'intersection des deux lignes ajustées est la concentration d'enchevêtrement, c e. </li></ol></li></ol> 3. Électrofilage paramètre Variation <ol><li> Assembler l'installation d'électrofilage, comme illustré sur la figure 1. Charger la seringue avec la composition de dispersion approprié, par exemple, 15% (p / v) de l'amidon ou du pullulane dans 100% de DMSO, sur la pompe à seringue. Fixez le fil à haute tension (positive) à l'aiguille. Connecter le bain de coagulation contenant de l'éthanol pur à la masse en immergeant le fil de terre (négative) dans le bain. Utilisation d'un vérin de laboratoire pour régler la distance entre l'aiguille de seringue et le bain de coagulation. Immerger un treillis métallique dans le bain pour recueillir le mat de fibres après l'électrofilage. </li><li> Faites tourner la biopolymère dans le paramètre suivant varie: débit d'alimentation de 0,1 à 0,4 ml / h, la distance filature de 5 à 10 cm, et la tension de 0 à 15 kV. <ol><li> Commencer avec une distance de filage de 5 cm. Pour la première vitesse d'alimentation (0,1 ml / h), la rampe de la tension lentement de 0 V. Faites attention à la forme de la dispersion extrudé à la pointe de l'aiguille et noter lorsque la dispersion de gouttes est accéléré et allongée. </li><li> Notez la tension à laquelle un petit jet lancé à partir de la surface de la goutte, ce qui indique electrospinnability de la solution. Enregistrer la tension à laquelle un jet continu entame, le cas échéant. </li><li> Examinez la gamme complète pour chacun des trois parameters et notes conditions de filage succès. Recueillir les fibres seulement quand il ya un jet continu de la pointe. </li></ol></li><li> Après quelques minutes de collecte, de rincer le matelas de fibres avec de l'éthanol pur. Placer le matelas de fibres dans un dessiccateur contenant un agent déshydratant sous vide. </li><li> Répétez l'opération pour chaque concentration de biopolymère pour la caractérisation complète. </li></ol><img alt="Figure 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51933/51933fig1highres.jpg" width="500"> Figure 1: Représentation schématique de la configuration de l'électro-filage au mouillé. Dispersion de biopolymère est extrudé à partir d'une pompe à seringue. Un courant continu haute tension alimentation fournit la haute tension à l'aiguille émoussée et motifs du bain de coagulation. Le jet de la pointe de l'aiguille de polymère se déplace dans le droit chemin et se développe ensuite un chemin à fouetter rapide (aka fouetter instabilité). 4 Caractérisation morphologique<ol><li> Coupez un morceau de tapis de fibre séchée et l'immobiliser sur un MEB à l'aide de ruban de carbone. </li><li> Chargez l'échantillon talon dans l'instrument SEM et obtenir des images pour l'analyse. </li></ol>

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</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont rien à divulguer.

La rhéologie est un outil essentiel pour étudier le traitement des polymères, y compris le filage de fibres classiques et électrofilage 13. D&#39;après les études régulières cisaillement rhéologiques, la conformation des polymères et leurs interactions dans différents solvants peuvent être résolus (figures 2 et 3). A des concentrations suffisamment élevées pour ne pas les molécules de biopolymères se chevauchent les uns aux autres, leur dépendance à la concentration était d&#...

Électrofilage est une technique qui est capable de produire en continu de micro-fibres à l&#39;échelle nanométrique dans une grande variété de matériaux. Il a gagné en intérêt académique et industrielle 1. Bien que la configuration et la pratique de électrofilature semblent simples, la capacité de prévoir et de contrôler electrospinnability propriétés de la fibre reste un défi. La raison peut résider dans le fait qu&#39;il ya beaucoup de facteurs qui influent sur ​​le processus de électrofilature 2 et le processus, en particulier le chemin parcouru par la fibre, est chaotique 1. Souvent, une approche empirique &quot;cook-and-look&quot; est utilisé pour le dépistage des matériaux electrospinnable potentiels. Cependant, pour obtenir un meilleur contrôle sur le processus de électrofilature et les propriétés des fibres obtenues, une compréhension plus complète des mécanismes qui régissent electrospinnability est nécessaire. Plusieurs chercheurs ont constaté que l&#39;enchevêtrement moléculaire de polymères dans la solution de filage est une essential condition préalable pour l&#39;électrofilage réussie de 3 à 5. La rhéologie est un outil puissant pour sonder la conformation moléculaire et d&#39;interaction dans des dispersions de polymères. Par exemple, McKee et al. étudié la conformation moléculaire linéaire et ramifié poly (éthylène téréphtalate-co-isophtalate d&#39;éthylène), les copolymères dans un solvant contenant un mélange chloroforme / téréphtalate de diméthyle (3.7, v / v), et a déterminé que la concentration en polymère doit être 2-2.5x la concentration d&#39;enchevêtrement pour électrofilature succès 4. Il est actuellement un regain d&#39;intérêt dans les fibres de biopolymères en raison de leurs avantages en biodégradabilité, la biocompatibilité et de renouvellement vis-à-vis de leurs homologues synthétiques. Pourtant, les praticiens sont confrontés à de nombreux défis découlant généralement de leur complexité structurelle, de la difficulté dans le traitement thermique et les propriétés mécaniques inférieures. Amidon, qui se trouve dans les tissus végétaux, est among biopolymères les plus abondants et bon marché sur la terre. Fibres d&#39;amidon pur fabriqués en utilisant un appareil d&#39;électro-filage au mouillé ont été récemment décrit 6. Le pullulane est un polysaccharide linéaire de façon extracellulaire produite par certaines bactéries. L&#39;alternance régulière de (1 → 4) et (1 → 6) glucosidiques sont soupçonnés d&#39;être responsables de plusieurs propriétés distinctives de pullulane, y compris une excellente fibre / filmogène capacité 7,8. Électrofilage de fibres de dispersion aqueuse de pullulane a été rapportée par plusieurs chercheurs 9,10. Dans nos publications antérieures, le electrospinnability de deux biopolymères, amidon 11 et 12 pullulane, a été discutée. Ce rapport met l&#39;accent sur la démonstration du protocole pour l&#39;utilisation de principes rhéologiques à l&#39;enquête de la electrospinnability de ces deux biopolymères.

<table><tbody><tr><td>Gélose 80 amidon</td><td>Ingrédion</td><td></td><td>Utilisé tel quel</td></tr><tr><td>Pullulan</td><td>Hayashibara Co. Ltd</td><td></td><td>Utilisé tel quel</td></tr><tr><td>Diméthyl sulfoxyde BDH</td><td>Chemicals</td><td>BDH1115-4LP</td><td></td></tr><tr><td>Éthanol</td><td>VWR International</td><td>89125-172</td><td>200 proof</td></tr><tr><td>Rheometer</td><td>TA Instruments</td><td>ARES&nbsp ;</td><td>Géométrie du cône et de la plaque de 50 mm</td></tr><tr><td>Seringue (10 ml)</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>309604</td><td>Seringue avec Luer-Lok&reg ; Astuce</td></tr><tr><td>Générateur haute tension</td><td>Gamma High Voltage Research, Inc.</td>Pompe à seringue <td>ES40P</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Hamilton Company</td><td>81620</td><td></td></tr><tr><td>Microscope électronique à balayage environnemental</td><td>FEI Company</td><td>Quanta 200</td><td>pour fibres d’amidon</td></tr><tr><td>Microscope électronique à balayage environnemental</td><td>Phenom-World</td><td>Phenom G2 Pro</td><td>pour fibres de pullulan</td></tr></tbody></table>

enchevêtrement moléculaire et electrospinnability de biopolymères

Molecular Entanglement and Electrospinnability of Biopolymers

Électrofilage est une technique pour fabriquer des micro fascinant de fibres à l&#39;échelle nanométrique dans une grande variété de matériaux. Pour biopolymères, enchevêtrement moléculaire des polymères constitutifs de la solution de filage a été trouvé à être une condition préalable essentielle pour électrofilature succès. La rhéologie est un outil puissant pour sonder la conformation moléculaire et l&#39;interaction des biopolymères. Dans ce rapport, nous démontrons le protocole à utiliser pour évaluer la rhéologie electrospinnability de deux biopolymères, de l&#39;amidon et le pullulane, de leur sulfoxyde de diméthyle (DMSO) / dispersion d&#39;eau. Bien formés amidon et fibres de pullulane avec des diamètres moyens dans la submicronique pour ordre du micron ont été obtenus. Electrospinnability a été évaluée par observation visuelle et microscopique des fibres formées. En corrélant les propriétés rhéologiques des dispersions à leur electrospinnability, nous démontrons que la conformation moléculaire, enchevêtrement moléculaire et la viscosité de cisaillement affectent tous élusrospinning. La rhéologie est non seulement utile dans le choix du système de solvant et d&#39;optimisation de processus, mais également à la compréhension du mécanisme de formation de la fibre à un niveau moléculaire.

les courbes d'écoulement des dispersions de biopolymères, en fonction de la concentration du biopolymère et la concentration en solvant DMSO ont été obtenus. Deux figures représentatives montrent les courbes d'écoulement de l'amidon (figure 2A) et le pullulane (figure 2B) en fonction de leur concentration dans le solvant de DMSO pur. Les viscosités spécifiques ont été tracées par rapport à la concentration de biopolymère (figure 3A pour l'amidon et la figure 3B<...

Électrofilage est une technique utilisée pour fabriquer fascinant de micro-fibres à l&#39;échelle nanométrique dans une grande variété de matériaux. Enchevêtrement moléculaire des polymères constitutifs de la solution de filage est essentiel pour la réussite électrofilage. Nous présentons un protocole pour l&#39;utilisation de la rhéologie d&#39;évaluer la electrospinnability de deux biopolymères, amidon et pullulane.

Enchevêtrement moléculaire et Electrospinnability de biopolymères

Electrospinning is a fascinating technique to fabricate micro- to nano-scale fibers from a wide variety of materials. For biopolymers, molecular ...

L’objectif général de cette procédure est d’utiliser des études radiologiques pour évaluer la capacité de spin électroélectrique des biopolymères. Pour ce faire, il prépare d’abord des dispersions de biopolymères dans un solvant. La deuxième étape consiste à effectuer des tests de radiologie pure sur les dispersions.Ensuite, les dispersions sont soumises à l’électro-rotation et leur capacité d’électro-spin est observée. La dernière étape consiste à corréler les données de viscosité pure avec la capacité d’électro-spin. En fin de compte, une carte de capacité d’électrospin peut être construite en fonction de la concentration du biopolymère et de la composition du solvant.Bien que la méthode puisse donner un aperçu de l’effet de l’interaction moléculaire sur la capacité d’électrospin de l’amidon et du polluant, elle peut également être appliquée à l’électro-filage d’autres systèmes polymères. Commencez le protocole en préparant une gamme de concentrations massiques de biopolymères. Produisez des échantillons avec des concentrations massiques de 0,1 à 30 % en pesant d’abord la poudre de biopolymère dans un tube à essai de 50 millilitres.Pour cette vidéo, l’amidon montré ici ou polan est utilisé, tenez compte de la teneur en humidité de la poudre avant d’ajouter une solution aqueuse de diméthylsulfoxyde. Une fois cela fait, mettez un agitateur dans la solution de biopolymère. Placez le tube à essai dans un bécher contenant suffisamment d’eau pour immerger l’échantillon.Placez-le sur un agitateur magnétique ou une plaque chauffante et commencez à remuer constamment tout en portant l’eau à ébullition. Maintenez cela pendant environ une heure. Lorsque l’heure est écoulée, éteignez le feu et laissez la dispersion refroidir à température ambiante.Une fois à température ambiante, la dispersion est prête pour les tests radiologiques et l’électrofilage. Avant les tests radiologiques, réchauffez le RET et réglez la température de l’étage à 20 degrés Celsius. Installez une sonde conique de 25 millimètres et calibrez l’espace entre celle-ci et la platine.Quand vous êtes prêt. Chargez 0,41 millilitre de dispersion de biopolymère au centre de la scène. Assurez-vous que la dispersion est au centre de la scène.Abaissez la sonde pour régler la position. Assurez-vous que la dispersion se répartit uniformément dans l’espace. Effectuez l’essai radiologique en mode logarithmique, en commençant à un taux de cisaillement de 100 par seconde et en terminant à 0,1 par seconde.Effectuez des mesures dans le sens des aiguilles d’une montre et dans le sens inverse des aiguilles d’une montre après avoir testé différentes concentrations de polymères. Tracez la viscosité apparente en fonction du taux de cisaillement pour chaque concentration sur le même graphique que dans ce graphique pour l’amidon jellos 80 dans du DMSO pur à 20 degrés Celsius. C’est l’intrigue analogue pour Polan.Utilisez les données pour estimer les viscosités de cisaillement zéro à partir de celles-ci, déterminez et tracez la viscosité spécifique du solvant en fonction de la concentration à l’aide du tracé de l’amidon JELLOS 80. À titre d’exemple, la région avec la pente la plus petite est le régime non intriqué semi-dilué. La région avec la pente la plus grande est le régime d’intrication semi-diluée.L’intersection des deux lignes ajustées est la concentration d’intrication de l’amidon dans le DMSO pur est de 6,88 %La concentration d’intrication dans le Polan dans le DMSO pur est de 4,3 %L’étape suivante consiste à assembler l’installation d’électro-filage, ce qui se fait dans une hotte pour plus de sécurité. Il s’agit d’un pousse-seringue sur un support qui peut être réglé verticalement. La pompe accueille une seringue avec une aiguille émoussée orientée verticalement.Ceux-ci sont placés au-dessus d’un bain de coagulation contenant de l’éthanol pur. Utilisez une alimentation CC haute tension et fixez un fil à sa borne de terre et étendez-le au bain de coagulation. Pour mettre à la terre le bain de coagulation.Plongez l’autre extrémité du fil dans l’éthanol et fixez-le. Ensuite, retirez la seringue de la pompe et remplissez-la d’une composition de dispersion supérieure à la concentration d’enchevêtrement identifiée. Dans les expériences radiologiques, montez la seringue sur la pompe.Ensuite, étendez un fil à partir de la borne positive de l’alimentation haute tension et fixez-le à l’aiguille de la seringue avant l’électro-filage. Insérez un treillis métallique dans le bain pour recueillir le tapis de fibres. Réglez également la distance entre la pointe de l’aiguille et la surface du bain de coagulation.La distance de rotation commence par une distance de rotation de sept centimètres. Réglez le débit d’alimentation de la pompe à seringue à 0,1 millilitre par heure. Ensuite, en commençant à zéro volts, augmentez lentement la tension jusqu’à un maximum de 15 kilovolts.Faites attention à la forme de la dispersion extrudée au niveau de la pointe de l’aiguille, lorsque la dispersion goutte à goutte est accélérée puis allongée. Poursuivez l’expérience en explorant la gamme de vitesses d’alimentation en tension de 0,1 à 0,4 millilitres par heure et les distances de rotation de cinq à 10 centimètres. Si un jet continu est initié à partir de la pointe, l’électro-filage a été réalisé, laissez les fibres s’accumuler dans le bain.Assurez-vous d’enregistrer les paramètres et de collecter les fibres. Rincez le tapis de fibres collecté avec de l’éthanol pur. Placez-le ensuite dans un dessiccateur contenant un déshydratant sous vide.Une fois que la capacité de spin de l’électros a été démontrée, passez à une autre dispersion et répétez les étapes jusqu’à ce que chaque concentration de biopolymère ait été testée. Il s’agit d’une image au microscope électronique à balayage de fibres bien formées produites par électro-filage de la dispersion polonaise. La dispersion a formé un jet stable et continu et a donné des fibres lisses sans gouttelettes.En revanche, il s’agit de fibres de spon mal formées. Notez les minuscules gouttelettes qui résultent de l’incapacité de la dispersion à former un jet stable. Des résultats similaires ont été obtenus avec de l’amidon de jellos 80.Notez que les fibres épaisses à surface rugueuse résultent d’une dispersion trop visqueuse pour développer une instabilité par fouettage. L’électrofilage a été tenté pour une gamme de dispersions de polan et d’amidon. Ces graphiques résument l’évaluation de la capacité de spin de l’électros en fonction du DMSO, de la concentration en solvant et de la concentration du biopolymère en dispersion.La bonne capacité de rotation de l’électros est indiquée par des cercles. La mauvaise capacité de rotation de l’électros est marquée par des diamants. Le X est des dispersions marquées pour lesquelles l’électro-filage n’a pas pu être réalisé.Les concentrations d’intrication sont approximativement étiquetées. Les zones ombrées représentent grossièrement les régions d’électro-spinn. N’oubliez pas que travailler avec une haute tension d’électro-filage peut être extrêmement dangereux.Donc, pendant que vous effectuez la procédure, prenez des précautions, comme vous assurer que l’application s’entraîne correctement à la terre, travaillez le capot du film et évitez les courtes positions de rotation.

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Procédé pour l'auto-intégration de séchage induite par des biopolymères megamolecular sur l'interface air-liquide cristallin est fournie ici. Cette méthodologie sera utile non seulement pour comprendre les potentiels macroscopiques de biopolymères, mais aussi comme une méthode d'évaluation des matériaux souples dans les domaines biomédical et environnemental.

Méthodes pour l&#39;auto-intégration de Megamolecular biopolymères sur le séchage à l&#39;air-LC Interface

Polymères semi-flexibles affichent des propriétés mécaniques uniques qui sont largement appliquées par les systèmes vivants. Toutefois, des études systématiques sur les biopolymères sont limitées puisque les propriétés telles que la rigidité de polymère sont inaccessibles. Ce manuscrit décrit comment cette limitation est contournée par programmable ADN nanotubes, permettant des études expérimentales sur l’impact de la rigidité du filament.

Nanotubes d’ADN comme un outil polyvalent pour l’étude des polymères semi-flexibles

Ce protocole sert de guide complet pour fabriquer par électrofilage avec polymère se fond dans un mode d’écriture directe. Systématiquement, nous décrire le processus et définir les paramètres appropriés pour la réalisation d’architectures ciblées échafaudage.

Faire fondre électrofilage écrit d’échafaudages Poly(ε-caprolactone) en trois dimensions avec des Morphologies contrôlables pour les Applications de génie tissulaire

Cet article décrit une technique simple pour enrober des nanofibres de PAN électrofilées avec des polymères électroactifs par dépôt en phase vapeur. Les effets de l’oxydant FeCl₃ sur le dépôt de revêtements de poly(3,4-éthylènedioxythiophène) sur le PAN ont été étudiés afin de comprendre et d’optimiser la croissance des polymères, le diamètre des fibres et la résistance mécanique globale des tapis de nanofibres.

Dépôt en phase vapeur de poly(3,4-éthylènedioxythiophène) électroactif sur des nanofibres de polymère électrofilées

Imagerie de vie de fluorescence (FLIM) a émergé comme une technique essentielle pour l'image de l'environnement et l'interaction des protéines spécifiques et des colorants dans les cellules vivantes. FLIM des rotors moléculaires fluorescents permet de cartographier de la viscosité dans les cellules vivantes.

Imagerie de vie de fluorescence des rotors moléculaires dans les cellules vivantes

Découvrez comment évaluer l'électrospinnabilité de biopolymères comme l'amidon et le pullulan par rhéologie. Cette méthode permet de corréler la viscosité à l'électrofilage et de créer des cartes de capacité d'électrofilage.

Enchevêtrement moléculaire et Electrospinnability de biopolymères

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