Name: Les injections intraveineuses de souriceaux nouveau-nés (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 17 s
Description: Apprenez une méthode non invasive d'injection intraveineuse chez les souriceaux nouveau-nés de un à deux jours. Cette technique permet de délivrer des agents thérapeutiques pour la recherche sur les maladies pédiatriques.

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Les auteurs tiennent à remercier le NINDS, FightSMA, et les familles de SMA pour un soutien financier. SEGL est pris en charge par la formation NINDS subvention # 5T32NS077984-02.

Toutes les procédures décrites dans le protocole ont été approuvés Institut pour l&#39;utilisation des animaux et du Comité de protection (IACUC) de l&#39;Université d&#39;État de l&#39;Ohio. 1. Préparation de l&#39;espace de travail <ol><li> Rassemblez glace humide pour anesthésier les souriceaux, une cage vide pour séparer le barrage de la litière, un microscope de dissection, une source de lumière qui peut être positionné à un angle à l&#39;injection (utilisation d&#39;une source lumineuse à un 90 ° &#160; angle au site d&#39;injection obscurcit la veine), une surface propre à placer l&#39;animal pour l&#39;injection, des cotons-tiges, 3/10 cc seringue à insuline avec 3/8 &quot;30 aiguille G (une par animal) et Evans à 1% de bleu de méthylène ( fait avec du tampon phosphate salin (PBS)) solution pour la formation. </li><li> Retirez le barrage à une cage séparée tout en manipulant les chiots. </li></ol> 2. Procédure d&#39;injection <ol><li> Placez un seul petit directement sur la glace humide pendant 30-60 secondes pour anesthésier l&#39;animal. Ne laissez pas til animale sur la glace trop longtemps en raison d&#39;un risque de complications liées à l&#39;hypothermie, y compris une fibrillation ventriculaire, une hypoxie tissulaire et une acidose métabolique. NOTE: Notre expérience est que 30-60 sec est suffisant pour ralentir les mouvements de chiot pour permettre l&#39;injection. Si une anesthésie profonde est nécessaire, des substances inhalées tels que 1-2% d&#39;isoflurane peut être appropriée. </li><li> Alors que l&#39;animal est sur la glace, charger la seringue avec 30 pi de colorant bleu Evans. </li><li> Lorsque l&#39;animal est complètement anesthésié, confirmé par l&#39;absence de mouvement sur la glace tout en respirant, le déplacer sous le microscope. Pour une injection droitier, face à museau de l&#39;animal vers la droite. Placer l&#39;index gauche sur le museau et la caudale médius gauche à l&#39;œuf de l&#39;oreille afin que le bourgeon oreille est entre l&#39;index et le majeur (figure 1). </li><li> Examinez juste en avant de l&#39;oreille bourgeon pour un capillaire superficiel qui se déplace lorsque la peau est manipulé. Ce capillaire est pas la cible, maisidentification est importante pour l&#39;identification de veine temporale. Ensuite, localisez un endroit sombre, sombre veine inférieure au capillaire qui reste fixe indépendamment de la position de la peau. La veine temporale apparaît sombre, fonctionne dorsal à ventral, et se jette dans la veine jugulaire (figure 1). </li><li> Entrez le veine temporale avec l&#39;aiguille biseau vers le haut. Si inséré correctement, il est possible de voir le biseau de l&#39;aiguille se remplissent de sang à travers la peau. Puis appuyer sur le piston lentement et la note de blanchiment de la veine sur le côté du visage. </li><li> Laisser l&#39;aiguille reste à l&#39;intérieur de la veine pour une ajoutée 10-15 secondes pour empêcher le reflux de la solution injectée. </li></ol> 3. Post-injection <ol><li> Après une injection proprement dite, le chiot doit virer au bleu presque immédiatement. Retirez l&#39;aiguille et utiliser la force douce à appliquer un coton-tige pour le site d&#39;injection jusqu&#39;à ce que les caillots de sang. </li><li> Surveiller le chiot pour des signes de détresse. Laisser le chiot 2-3 min à récupérer et réchauffer, recognize lorsque le chiot est conscient, debout et en mouvement, avant de revenir à la cage. Coupe des chiots dans des mains gantées de l&#39;enquêteur apporter de la chaleur approprié pour aider à la récupération si nécessaire. Sinon, placez un coussin chauffant sous la cage d&#39;accueil pour faciliter le réchauffement du chiot injecté. Généralement après une injection de colorant bleu Evans, euthanasier les chiots. Ne pas inclure colorant lors de l&#39;injection du matériel d&#39;essai. </li><li> Placez le chiot dans la cage de la maison et assurer le chiot est recouvert d&#39;une literie et / ou nestlet pour assurer réacceptation par le barrage. </li><li> Utilisez une nouvelle seringue et un coton-tige pour chaque chiot pour maintenir la stérilité. </li></ol>

<ol><li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravascular+AAV9+preferentially+targets+neonatal+neurons+and+adult+astrocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes.</a> Nature. 27, 59-65 (2009).</li>
<li>Dominguez, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+scAAV9+delivery+of+a+codon-optimized+SMN1+sequence+rescues+SMA+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Human+molecular+genetics%22%5BJournal%5D)">Intravenous scAAV9 delivery of a codon-optimized SMN1 sequence rescues SMA mice.</a> Human molecular genetics. 20, 681-693 (2011).</li>
<li>Rahim, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+administration+of+AAV2%2F9+to+the+fetal+and+neonatal+mouse+leads+to+differential+targeting+of+CNS+cell+types+and+extensive+transduction+of+the+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+journal+%3A+official+publication+of+the+Federation+of+American+Societies+for+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Intravenous administration of AAV2/9 to the fetal and neonatal mouse leads to differential targeting of CNS cell types and extensive transduction of the nervous system.</a> FASEB journal : official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 25, 3505-3518 (2011).</li>
<li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rescue+of+the+spinal+muscular+atrophy+phenotype+in+a+mouse+model+by+early+postnatal+delivery+of+SMN%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Rescue of the spinal muscular atrophy phenotype in a mouse model by early postnatal delivery of SMN.</a> Nat Biotechnol. 28, 271-274 (2010).</li>
<li>Duque, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+administration+of+self-complementary+AAV9+enables+transgene+delivery+to+adult+motor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Intravenous administration of self-complementary AAV9 enables transgene delivery to adult motor neurons.</a> Mol Ther. 17, 1187-1196 (2009).</li>
<li>Bostick, B., Ghosh, A., Yue, Y., Long, C., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+AAV-9+transduction+in+mice+is+influenced+by+animal+age+but+not+by+the+route+of+administration%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Systemic AAV-9 transduction in mice is influenced by animal age but not by the route of administration.</a> Gene Ther. 14, 1605-1609 (2007).</li>
<li>Miyake, N., Miyake, K., Yamamoto, M., Hirai, Y., Shimada, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+gene+transfer+into+the+CNS+across+the+BBB+after+neonatal+systemic+delivery+of+single-stranded+AAV+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+research%22%5BJournal%5D)">Global gene transfer into the CNS across the BBB after neonatal systemic delivery of single-stranded AAV vectors.</a> Brain research. 1389, 19-26 (2011).</li>
<li>Porensky, P. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+single+administration+of+morpholino+antisense+oligomer+rescues+spinal+muscular+atrophy+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Human+molecular+genetics%22%5BJournal%5D)">A single administration of morpholino antisense oligomer rescues spinal muscular atrophy in mouse.</a> Human molecular genetics. 21, 1625-1638 (2012).</li>
<li>Hua, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+SMN+restoration+is+essential+for+long-term+rescue+of+a+severe+spinal+muscular+atrophy+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Peripheral SMN restoration is essential for long-term rescue of a severe spinal muscular atrophy mouse model.</a> Nature. 478, 123-126 (2011).</li>
<li>Kienstra, K. A., Freysdottir, D., Gonzales, N. M., Hirschi, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+neonatal+intravascular+injections%3A+modeling+newborn+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science+%3A+JAALAS%22%5BJournal%5D)">Murine neonatal intravascular injections: modeling newborn disease.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science : JAALAS. 46, 50-54 (2007).</li>
<li>Glascock, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+therapeutic+agents+through+intracerebroventricular+%28ICV%29+and+intravenous+%28IV%29+injection+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (ICV) and intravenous (IV) injection in mice.</a> J. vis. Exp. (56), (2011).</li>
<li>Sands, M. S., Barker, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+intravenous+injection+in+neonatal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+animal+science%22%5BJournal%5D)">Percutaneous intravenous injection in neonatal mice.</a> Laboratory animal science. 49, 328-330 (1999).</li>
<li>Bevan, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+heart+failure+in+the+SMNDelta7+model+of+spinal+muscular+atrophy+and+correction+by+postnatal+scAAV9-SMN+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Human+molecular+genetics%22%5BJournal%5D)">Early heart failure in the SMNDelta7 model of spinal muscular atrophy and correction by postnatal scAAV9-SMN delivery.</a> Human molecular genetics. 19, 3895-3905 (2010).</li>
<li>Valori, C. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+delivery+of+scAAV9+expressing+SMN+prolongs+survival+in+a+model+of+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Science+translational+medicine%22%5BJournal%5D)">Systemic delivery of scAAV9 expressing SMN prolongs survival in a model of spinal muscular atrophy.</a> Science translational medicine. 2, (2010).</li>
<li>Foust, K. D., Poirier, A., Pacak, C. A., Mandel, R. J., Flotte, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+intraperitoneal+or+intravenous+injections+of+recombinant+adeno-associated+virus+type+8+transduce+dorsal+root+ganglia+and+lower+motor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Neonatal intraperitoneal or intravenous injections of recombinant adeno-associated virus type 8 transduce dorsal root ganglia and lower motor neurons.</a> Hum Gene Ther. 19, 61-70 (2008).</li>
<li>Guggenbuhl, P., Grosbois, B., Chales, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gaucher+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Joint%2C+bone%2C+spine+%3A+revue+du+rhumatisme%22%5BJournal%5D)">Gaucher disease.</a> Joint, bone, spine : revue du rhumatisme. 75, 116-124 (2008).</li>
<li>Daly, T. M., Vogler, C., Levy, B., Haskins, M. E., Sands, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+gene+transfer+leads+to+widespread+correction+of+pathology+in+a+murine+model+of+lysosomal+storage+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Neonatal gene transfer leads to widespread correction of pathology in a murine model of lysosomal storage disease.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 96, 2296-2300 (1999).</li>
<li>Daly, T. M., Ohlemiller, K. K., Roberts, M. S., Vogler, C. A., Sands, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+systemic+clinical+disease+in+MPS+VII+mice+following+AAV-mediated+neonatal+gene+transfer%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Prevention of systemic clinical disease in MPS VII mice following AAV-mediated neonatal gene transfer.</a> Gene Ther. 8, 1291-1298 (2001).</li>
<li>Wang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Juvenile+neuronal+ceroid+lipofuscinoses%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+experimental+medicine+and+biology%22%5BJournal%5D)">Juvenile neuronal ceroid lipofuscinoses.</a> Advances in experimental medicine and biology. 724, 138-142 (2012).</li>
<li>Forsythe, E., Beales, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bardet-Biedl+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22European+journal+of+human+genetics%22%5BJournal%5D)">Bardet-Biedl syndrome.</a> European journal of human genetics. 21, 8-13 (2013).</li>
<li>Bevan, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+gene+delivery+in+large+species+for+targeting+spinal+cord%2C+brain%2C+and+peripheral+tissues+for+pediatric+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Systemic gene delivery in large species for targeting spinal cord, brain, and peripheral tissues for pediatric disorders.</a> Mol Ther. 19, 1971-1980 (2011).</li>
<li>Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retro-orbital+injections+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+animal%22%5BJournal%5D)">Retro-orbital injections in mice.</a> Lab animal. 40, 155-160 (2011).</li>
<li>Saunders, N. R., Joakim Ek, C., Dziegielewska, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neonatal+blood-brain+barrier+is+functionally+effective%2C+and+immaturity+does+not+explain+differential+targeting+of+AAV9%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+biotechnology%22%5BJournal%5D)">The neonatal blood-brain barrier is functionally effective, and immaturity does not explain differential targeting of AAV9.</a> Nature biotechnology. 27, 804-805 (2009).</li>
<li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapeutic+AAV9-mediated+suppression+of+mutant+SOD1+slows+disease+progression+and+extends+survival+in+models+of+inherited+ALS%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Therapeutic AAV9-mediated suppression of mutant SOD1 slows disease progression and extends survival in models of inherited ALS.</a> Mol Ther. 21, 2148-2159 (2013).</li>
</ol>

Les auteurs ont rien à divulguer.

Livraison intravasculaire de produits à la CSN ou dans tout le corps est difficile dans les modèles murins de la maladie néonatale. Le protocole décrit est un moyen rapide, relativement non invasive à administrer par voie intraveineuse à des souris nouveau-né solutions avec les besoins en équipement minimum. Bien que le visage veine temporale peut être vu par l&#39;œil nu, les injections peuvent avoir une plus grande précision à l&#39;aide du microscope et la source lumineuse à fibre optique, en particulier pour un inje...

Livraison de médicaments pour le système nerveux central (SNC) dans des modèles murins de la maladie pédiatrique reste un défi. Les souris qui modèle états pathologiques nouveau-nés sont trop petits et des troubles de développement, et donc peut être difficile à injecter directement dans des structures appropriées au sein du CNS. Injection intravasculaire de produits thérapeutiques est une méthode bien toléré le non-invasive de produire des cellules, des médicaments ou des vecteurs viraux pour l&#39;ensemble du corps, y compris le système nerveux central et de la rétine 1-5 3,5-9. Publications antérieures décrivent injection visage de veine temporale en utilisant un transilluminateur 10,11, sans un microscope de dissection 11,12, ou nécessitant deux personnes à injecter 10. La technique d&#39;injection décrite dans le présent protocole est avantageuse car une seule personne peut injecter chiots, et la source de lumière pour voir la veine temporale ne touche pas le chiot, éliminant le besoin de ruban adhésif chirurgical ou la fixation d&#39;un chiot à une surface fixecomme un transilluminateur 11. Livraison de adéno-associé de sérotype 9 vecteur viral (AAV9) chez la souris produit une expression robuste dans les neurones et les astrocytes dans le cerveau et la moelle épinière (Figure 1). Livraison intravasculaire de vecteurs viraux dans la veine temporale superficielle du visage a été utilisé de manière fiable dans diverses études chez la souris néonatale pour traiter le trouble neuromusculaire pédiatrique amyotrophie spinale (SMA) 2,4,13,14 et finalement augmenté la durée de vie des souris traitées. L&#39;injection intravasculaire de souris néonatales vise aussi efficacement le système nerveux périphérique et les organes périphériques (Figure 2). Après l&#39;injection de l&#39;AAV, la transduction des ganglions de la racine dorsale, le foie, le cœur, le muscle squelettique, du poumon et du plexus myentérique de l&#39;intestin a été observé 1,3,6,7,15. Transduction généralisée du SNC et la périphérie rend cette méthode d&#39;idéal d&#39;injection pour les maladies nécessitant une expression globale deun transgène, comme la maladie et 16 autres lysosomales les maladies de Gaucher 17,18, la maladie de Batten et ceroid lipofuscinoses neuronales connexes, 19 et syndrome de Bardet-Biedl, une maladie génétique multisystémique avec apparition des symptômes qui se produisent dans la petite enfance 20. L&#39;injection intravasculaire dans des souris nouveau-né doit également être considérée comme une nouvelle méthode de maladies pédiatriques de l&#39;ensemble du système de modélisation. Cette technique a été traduit en plus grands modèles animaux 5,21 et injection intravasculaire existe déjà comme une méthode cliniquement acceptable de fournir des traitements. Le protocole actuel décrit une méthode simple, efficace d&#39;agents à des souris néonatales fournir par le superficiel visage temporelle veine plus tard postnatal jour 2. Injection peut être complété par un seul individu pratiqué et est bien toléré par les deux petits et des barrages. Les chiots de détresse est minime et se rétablissent rapidement. ImportanTLY, injection réussie se traduira par la livraison globale de l&#39;agent administré. Ce protocole est approprié pour la livraison de vecteurs viraux, les agents pharmaceutiques ou des cellules à des souris nouveau-nés.

<table><tbody><tr><td>Seringue à insuline Thinpro</td><td>Terumo</td><td>SS30M3009</td><td>3/10 cc, aiguille 3/8", 30 G, 1 par souris</td></tr><tr><td>Colorant bleu Evans</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E2129</td><td>Diluer à 1 % avec 1x applicateurs à pointe de coton salin tamponné au phosphate</td></tr><tr><td></td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-101</td><td></td></tr><tr><td>Source lumineuse à fibre optique</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-562-36</td><td></td></tr><tr><td>Dissection microscope</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

les injections intraveineuses de souriceaux nouveau-nés

Intravenous Injections in Neonatal Mice

L&#39;injection intraveineuse est une manière cliniquement applicable à délivrer thérapeutique. Pour les rongeurs adultes et les grands animaux, des injections intraveineuses sont techniquement réalisables et routine. Toutefois, certains modèles de souris peuvent avoir l&#39;apparition précoce de la maladie avec une progression rapide qui rend l&#39;administration de thérapies potentielles difficile. La veine temporale (ou faciale) est juste en avant de l&#39;oreille bourgeon chez la souris et est clairement visible pour les deux premiers jours après la naissance de chaque côté de la tête à l&#39;aide d&#39;un microscope à dissection. Au cours de cette fenêtre, la veine temporale peut être injecté avec des volumes allant jusqu&#39;à 50 ul. L&#39;injection est sûr et bien toléré par les deux petits et des barrages. Une procédure typique d&#39;injection est achevé dans les 1-2 min, après quoi le chiot est renvoyée à la cage d&#39;accueil. Le troisième jour après la naissance de la veine est difficile de visualiser et de la procédure d&#39;injection devient techniquement fiables. Cette technique a été utilisée pour la livraison d&#39;un virus adéno-associé (AAV) vectRUP, qui à son tour peut fournir, l&#39;expression du transgène stable presque corps à l&#39;échelle de la vie de l&#39;animal en fonction du sérotype viral choisi.

Lors d'une injection correcte, la veine doit momentanément tourner clair, ou blanchir. Si l'injection de colorant l'ensemble du chiot doit virer au bleu en quelques secondes. Si une injection incorrecte a eu lieu, il ya souvent un bolus sous-cutané concentré dans la tête ou du cou et injectant peut fuir du site d'injection. Injections inappropriées peuvent également entraîner l'apparition d'ecchymoses autour de la gorge. Les chiots qui reçoivent des injections sous-cutanées (par exemple l'injection n'a pas été ...

Les modèles animaux de la maladie pédiatrique peuvent éprouver précoce et la progression de la maladie agressive. Cliniquement l&#39;administration du traitement pertinent de jeunes modèles de souris peut être techniquement difficile. Ce protocole décrit une méthode d&#39;injection intraveineuse non-invasive pour les souris nouveau-nés dans les deux premiers jours après la naissance de la vie.

Les injections intraveineuses de souriceaux nouveau-nés

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are ...

L’objectif global de cette procédure est d’administrer par voie intraveineuse un article de test à une souris nouveau-née. Pour ce faire, il faut d’abord identifier les souris âgées d’un à deux jours à traiter. La deuxième étape consiste à préparer les matériaux d’injection.Ensuite, l’injection est effectuée. La dernière étape consiste à rendre les souris traitées et réveillées à leur mère. En fin de compte, un test en aval est nécessaire pour déterminer si l’article testé a l’effet souhaité.En général, les personnes qui ne connaissent pas cette méthode ont le plus de mal à identifier et à cibler la veine appropriée. Pour commencer, rassemblez tout le matériel nécessaire à la procédure d’injection. De plus, préparez un colorant bleu Evans à 1 % dans du PBS et une seringue à insuline avec une aiguille de calibre 30 par animal à injecter.Ensuite, retirez la digue dans une cage séparée tout en manipulant les chiots. Quand vous êtes prêt. Placez un seul petit directement sur de la glace humide pendant 30 à 60 secondes.Pour anesthésier. Ne laissez pas l’animal sur la glace trop longtemps en raison du risque de complications liées à l’hypothermie pendant que l’animal est sur la glace. Seringue Lotus avec 30 microlitres de colorant bleu d’Evan.Lorsque l’animal est complètement anesthésié, ce qui est confirmé par l’absence de mouvement sur la glace tout en respirant, passez-le au microscope pour une injection de la main droite, placez le museau de l’animal au bon endroit. L’index gauche sur le museau et le majeur gauche dorlotés contre l’écouteur de sorte que l’écouteur se trouve entre l’index et le majeur. Examinez juste à l’avant de l’écouteur pour un capillaire superficiel qui se déplace lorsque la peau est manipulée.Ce capillaire n’est pas la cible. Cependant, l’identification est importante pour l’identification de la veine temporale. Ensuite, localisez une veine sombre et ombragée inférieure au capillaire qui reste fixe quelle que soit la position de la peau.La veine temporale apparaît ombragée, s’étend du dos au ventral et alimente la veine jugulaire. Entrez dans la veine temporale avec le biseau de l’aiguille vers le haut. S’il est correctement inséré.Il est possible de voir le biseau de l’aiguille se remplir de sang à travers la peau. Ensuite, appuyez lentement sur le piston et notez le blanchiment de la veine sur le côté du visage. Laissez l’aiguille rester dans la veine pendant 10 à 15 secondes supplémentaires pour éviter le reflux de l’injection.Après une bonne injection, le chiot devrait devenir bleu. Presque immédiatement. Retirez l’aiguille et appliquez une force douce sur le site d’injection avec un coton-tige jusqu’à ce que le sang coagule.Laissez le chiot récupérer et se réchauffer. Confirmez que le chiot est conscient, droit et en mouvement. Avant de retourner dans la cage, les chiots peuvent être mis en coupe dans les mains gantées de l’enquêteur pour fournir une chaleur appropriée pour aider à la récupération.Vous pouvez également placer un coussin chauffant sous la cage de la maison pour faciliter le réchauffement du chiot injecté. Remettez le chiot dans la cage de la maison et couvrez-le de litière. Pour assurer l’acceptation finale par la mère, utilisez une nouvelle seringue et un coton-tige pour chaque petit afin de maintenir la stérilité après l’injection intraveineuse d’un nouveau-né L’expression du transgène A V nine Inod GFP est observée dans tout le cerveau, y compris le striatum antérieur, ainsi que le pont et le cervelet.L’expression de la GFP est également détectée dans la moelle épinière et est observée dans les motoneurones de la colonne vertébrale et les neurones des ganglions de la racine dorsale. L’immunofluorescence de la GFP est détectable chez la souris adulte, le cœur et le foie après injection intraveineuse néonatale d’une GFP auto-complémentaire A A V neuf. En comparaison, l’expression de la GFP est absente dans le cœur et le foie des souris injectées une fois maîtrisées.Cette technique devrait prendre de trois à cinq minutes par animal. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’effectuer des injections intraveineuses chez des souris nouveau-nées.

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Cet article illustre deux méthodes très différentes d'injection: 1) dans le cerveau (intracérébroventriculaire) et 2) systémique (intraveineuse) d'introduire des agents thérapeutiques dans le système nerveux central de souris néonatales.

Délivrance d&#39;agents thérapeutiques à travers intracérébroventriculaire (ICV) et intraveineuse (IV) par injection chez la souris

Source : Seman, B. G., et al. Un modèle d’imagerie néonatale de septicémie bactérienne à Gram négatif. J. Vis. Exp. (2020)La vidéo présente un modèle murin néonatal pour étudier l’infection systémique à l’aide de bactéries bioluminescentes encapsulées. Les nouveau-nés sont injectés avec des suspensions bactériennes à forte ou faible dose et sont renvoyés à leur mère pour des soins postnataux. Les bactéries encapsulées échappent à la détection immunitaire précoce, se propagent systémiquement et...

Modéliser l’infection chez les souris néonatales à l’aide de bactéries bioluminescentes encapsulées

Cette vidéo montre le processus d’injection intraventriculaire pour étudier la distribution du cytomégalovirus murin (MCMV) dans le cerveau de souris néonatale. La MCMV, conçue pour exprimer une protéine fluorescente verte améliorée (EGFP) pour la visibilité, est injectée dans le ventricule latéral du cerveau d'un bébé souris. Le virus injecté circule dans le liquide céphalo-rachidien, infectant les cellules de la région périventriculaire, y compris la zone marginale, le plexus choroïde et la...

Injection intra-ventriculaire intra-ventriculaire pour analyser la distribution du cytomégalovirus murin dans le cerveau d’une souris néonatale

Le cytomégalovirus (HCMV) infection humaine des nouveau-nés représentent une cause importante de déficience mentale, mais les événements moléculaires conduisant à la pathogenèse induite par le virus sont encore mal compris. Pour étudier la dynamique de l'infection du cerveau, nous avons adapté animal...

Utilisation d&#39;<em&gt; In vivo</em&gt; Imagerie à suivre la progression de cytomégalovirus souris une infection expérimentale chez les prématurés

Ici, nous démontrons une technique de transduction neuronale généralisée par injection intraventriculaire d’un virus adéno-associé dans le cerveau de souris néonatale.  Cette méthode offre un moyen rapide et facile d’obtenir l’expression à vie des transgènes délivrés par le virus.

Injection virale intracérébro du cerveau de souris nouveau-né pour la transduction neuronale persistante et généralisée

Ici, nous décrivons une méthode simple d’injection intraventriculaire et intravasculaire de particules virales ou de microbilles fluorescentes dans le cerveau de souris néonatale. Le modèle de localisation du virus et des nanoparticules a pu être détecté par évaluation microscopique ou par hybridation in situ.

Intracérébroventriculaire et intravasculaire Injection de particules virales et fluorescentes microbilles dans le cerveau néonatal

Les auteurs décrivent un protocole permettant d’effectuer une transplantation in utero (IUT) par voies intraveineuse et amniotique d’injection dans le modèle murin. Ce protocole peut être utilisé pour introduire des cellules, vecteurs viraux et autres substances dans l’environnement unique de tolérance immunitaire fœtal.

Intraveineuse amniotique et In Utero une Transplantation chez le modèle murin

Ici, une approche simple et rapide pour effectuer des injections intra-ventriculaires chez la souris en utilisant une approche à main levée (c’est-à-dire sans dispositif stéréotaxique) est décrite.

Injections intracérébrales intra-ventriculaires à main levée chez la souris

Ce protocole vise à démontrer une voie d’administration veineuse reproductible qui peut être utilisée chez le rat et la souris tout au long de la période néonatale. Cette procédure est importante pour les études précliniques sur les rongeurs qui souhaitent refléter l’administration de médicaments dans les unités de soins néonatals, principalement par voie intraveineuse.

Un modèle d’injection veineuse rétroorbitaire chez un rongeur néonatal

Le présent protocole décrit les instructions étape par étape pour effectuer des injections intrathécales chez les souris néonatales pour l’édition de gènes et l’administration de médicaments.

Injection intrathécale de souris nouveau-née pour l’édition du génome et l’administration de médicaments

Ce protocole démontre l’injection de veines temporales pour la délivrance par voie intraveineuse de cellules cancéreuses pédiatriques à des souris néonatales, permettant une modélisation précise et reproductible des réponses immunitaires précoces contre le cancer. La méthode permet d’évaluer l’impact des interventions, telles que l’immunomodulation ou la thérapie, lorsqu’elles sont appliquées pendant la période néonatale.

Un modèle de transplantation intraveineuse néonatale pour l’évaluation des activités immunitaires précoces contre les cellules cancéreuses

Apprenez une méthode non invasive d'injection intraveineuse chez les souriceaux nouveau-nés de un à deux jours. Cette technique permet de délivrer des agents thérapeutiques pour la recherche sur les maladies pédiatriques.

Les injections intraveineuses de souriceaux nouveau-nés

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