Name: Stimulation optogenetic du nerf auditif (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-08T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 53 s
Description: Découvrez la stimulation optogénétique du nerf auditif chez la souris pour la recherche en neurosciences auditives. Cette méthode améliore la résolution fréquentielle et pourrait révolutionner les implants cochléaires.

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Ce travail a été soutenu par le Ministère fédéral allemand de l&#39;Éducation et de la Recherche (Bernstein Focus pour Neurotechnology accorder 01GQ0810, à T. Moser, et MED-EL Allemagne); la Fondation allemande pour la recherche par le Centre pour l&#39;échelle nanométrique Microscopie et physiologie moléculaire du cerveau (FZT 103, T. Moser) et par la SFB889, N. et T. Moser Strenzke).

Toutes les expériences présentées dans cet ouvrage ont été menées avec les normes éthiques définies par la loi allemande sur la protection des animaux de laboratoire. L&#39;Université de Goettingen conseil pour le bien-être des animaux et le bureau de la protection des animaux de l&#39;état de Basse-Saxe ont approuvé les expériences. 1 Préparation de μLED-stimulateur <ol><li> Pour μLEDs, d&#39;abord préparer le stimulateur μLED. Utilisez LED bleues avec 200 par 200 um surface active (μLED, voir le tableau des matériaux). </li><li> Souder les fils à la μLED. Ensuite, encapsuler le μLED et les connexions à l&#39;aide de la colle époxy. Laissez la nuit de l&#39;appareil pour permettre la guérison époxy. </li><li> Pour une stabilité mécanique et une isolation électrique des fils d&#39;entonnoir au moyen d&#39;un capillaire en verre mince, en utilisant de 1 mm de diamètre extérieur des capillaires en borosilicate et sceller la jonction avec de l&#39;époxy (figure 1D), de sorte que le tube capillaire peut être monté sur un manipulateur mécanique. REMARQUE: Tici est un compromis de faire de la capsule assez épaisse pour obtenir une bonne isolation électrique (en évitant les artefacts de stimulation), mais assez mince pour laisser la LED se déplacer librement à l&#39;intérieur de la bulle et pour la placer sur la cochléostomie. C&#39;est une bonne pratique pour préparer plus d&#39;une LED. </li><li> Pour confirmer une bonne isolation électrique, d&#39;abord préparer une boîte de Pétri avec 0,9% de NaCl et dip 3 fils de cuivre nus terminés dans le liquide. Cela sert à simuler un animal avec des électrodes ABR. Connecter les fils de l&#39;ABR-amplificateur et de là à un oscilloscope. </li><li> Ensuite, la LED sur le stimulateur et le plonger dans la solution jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit totalement couverte. Conduisez la LED avec des impulsions (voir l&#39;étape 3.1.1) au permis maximale du courant de plus de 20 minutes et vérifier les artefacts de stimulation. Si elles apparaissent, jeter le LED et essayer une nouvelle. </li></ol> 2. procédure chirurgicale <ol><li> Utilisez 4-10 souris transgéniques exprimant une semaine vieux ChR2 sous le promoteur de Thy1.2 (ligne 9dans Wang et al. 13). Pour manipuler l&#39;animal et effectuer la chirurgie, toujours utiliser des outils chirurgicaux propres et bien identifiés. </li><li> Anesthésier les animaux par une injection ip d&#39;un mélange d&#39;uréthane (1,32 mg / kg), de xylazine (5 mg / kg), et la buprénorphine 0,1 mg / g dilué dans 0,9% de solution stérile de NaCl et placer la souris sur une plaque chauffante pour maintenir le corps température à 37 ° C. Avec cette dose, l&#39;anesthésie dure généralement pour l&#39;ensemble du protocole expérimental. <ol><li> Dès le 10 min après l&#39;anesthésie chèque initial d&#39;induction des signes d&#39;excitation par le réflexe de retrait de la patte. En cas de mouvements, appliquer des doses d&#39;entretien de l&#39;uréthane (0,66 mg / kg) et de la buprénorphine (0,05 mg / g) dilué dans 0,9% de solution de NaCl stérile (sans xylazine). Encore une fois vérifier le réflexe de retrait de la patte et procédez seulement si le réflexe est absent. </li></ol></li><li> Raser soigneusement la zone rétro-auriculaire en préparation de l&#39;incision. Utilisez un rétro-auriculaireapprocher d&#39;atteindre la bulle (cavité de l&#39;oreille moyenne contenant de l&#39;air). <ol><li> Avec une pince micro disséquer avec soin et / ou de supprimer une partie des muscles du cou, par exemple, platysma, sterno, et scalènes. </li><li> Trouvez et exposer la bulle (figure 1A). Identifier la bulle comme une structure osseuse avec une forme sphérique caractéristique d&#39;un anneau sur la surface de la bulle indique que l&#39;insertion de la membrane tympanique (Figure 1A). Faire un trou avec la pointe d&#39;une aiguille d&#39;insuline juste en dessous de cet anneau. Commencez par là, retirer l&#39;os qui couvre la bulle d&#39;une amende Rongeur (rongeur) ou microforceps de manière à ce que le promontorium de la cochlée est exposée (figure 1B). </li></ol></li><li> Pour la cochléostomie, raser doucement la capsule osseuse pour ouvrir une petite fenêtre (cochléostomie: ~ 500-800 um), en prenant soin de laisser intact le labyrinthe membraneux (figure 1B). Effectuer le cochléostomie sur la deuxième cochléairetourner car il est assez loin de l&#39;artère stapédienne et de l&#39;apex. Ouverture des apex pourrait produire une rupture de la cochlée, y compris une fracture de la columelle. </li><li> Pour une fenêtre ronde insertion d&#39;une fibre optique ou μLED-implant à la rampe tympanique, agrandir attentivement la fenêtre ronde en grattant la niche osseuse avec la pointe d&#39;un scalpel (un certain nombre de lame 11 est une bonne option). Toujours utiliser une nouvelle lame ou d&#39;un scalpel. Soyez très prudent que l&#39;artère stapédienne passe très près de la fenêtre ronde (figure 1B). </li></ol> 3. optique de stimulation en utilisant deux approches <ol><li> Pour la stimulation transcochléaire, utilisation μLEDs ou une fibre laser couplé. <ol><li> Montez le capillaire portant la μLED sur un manipulateur mécanique et soigneusement positionner le μLED sur le cochléostomie. Utilisation oABR, provoquée par la stimulation de longue 10.3 msec à partir d&#39;une source de courant (typiquement 5-40 mA à 2,7 V) à 5.1 Hz, comme un moyen d&#39;optimiser la position et ouientation du μLED. </li><li> Pour la stimulation laser, utilisez un nm laser continu 473 et une fibre optique de 250 um (voir Matériaux). Couple la fibre optique à une source de laser bleu qui offre idéalement commande analogique rapide de puissance (sinon utiliser un dispositif acousto-optique ou une obturation rapide pour définir le stimulus optique). L&#39;aide d&#39;un micromanipulateur, recherchez la pointe de la fibre directement sur le cochléostomie et y fixer avec du ciment (stimulation transcochléaire) dentaire. </li></ol></li><li> Pour la stimulation intracochléaire, insérer la fibre à travers la fenêtre ronde dans la rampe tympanique. Ensuite, utilisez 3-10 impulsions laser ms de 10-30 mW (puissance de sortie de la fibre) à 1-5 Hz à obtenir oABR. La grande amplitude de oABR permet à l&#39;expérimentateur d&#39;observer oABR provoquée par des stimuli individuels sur l&#39;oscilloscope afin d&#39;optimiser la position et l&#39;orientation de l&#39;émetteur (μLED ou fibre) en utilisant oABR amplitude comme une sortie lu. </li><li> Une fois bien oABR ont été atteints, fixer la fibre avec cyanoacrcolle ylate ou ciment dentaire et d&#39;attendre jusqu&#39;à ce que la colle est solide. NOTE: Il est normal d&#39;observer un peu de liquide sortant de la cochlée. Cependant, pour éviter les problèmes avec la polymérisation du ciment, il est conseillé de sécher la région à l&#39;aide de fines mèches de coton. </li></ol> 4. enregistrements de oABR <ol><li> Insérez électrodes aiguilles sous le pavillon de l&#39;oreille, sur le sommet et sur le dos près des jambes et de les connecter à l&#39;amplificateur. </li><li> Amplifier le potentiel de différence entre le sommet et la mastoïde aiguilles hypodermiques. Échantillon à une vitesse de 50 kHz et de filtrage (1-10,000 Hz). Visualiser la différence de potentiel sur un oscilloscope idéalement à proximité de l&#39;installation d&#39;enregistrement pour optimiser la position de l&#39;appareil de stimulation optique. Utilisez étalement du signal (50-1,000x) et de stocker les données sur un ordinateur pour une analyse hors ligne. </li></ol> 5. enregistrements de potentiels évoqués optiquement terrain local <ol><li> Placez l&#39;animal dans un cadre stéréotaxique. En utilisant des pinces centrallye tirer la peau recouvrant le crâne et effectuer une incision médiane avec des ciseaux qui s&#39;étend approximativement d&#39;entre les yeux au point où les muscles du cou se fixent sur le crâne. <ol><li> Refléter la peau latéralement. Couper le périoste de la longueur le long de la suture sagittale et retirer latéralement en frottant doucement l&#39;os crânien exposée avec un coton-tige. </li></ol></li><li> Positionner une plaque de métal sur mesure sur le crâne exposé en laissant un espace d&#39;environ 1 mm entre l&#39;extrémité caudale de la plaque et lambda. Avec un diamètre de 0,7 mm percez soigneusement percer un trou dans l&#39;os pariétal. </li><li> Vissez doucement dans une vis de 0,85 mm de diamètre - pour servir de référence pour les potentiels enregistrés dans le colliculus inférieur (IC) - en maintenant la vis avec une pince aussi longtemps que la vis n&#39;est pas solidement fixé. Assurer un bon contact entre la vis et dure sans pénétrer dans le cerveau. Coller la vis et la plaque de métal sur le crâne avec de la colle cyanoacrylate. </li><li> Desserrer le neck muscles en douceur du crâne. Tirez sur les muscles du cou caudale pour environ 1-2 mm. Identifier l&#39;intersection du sinus sagittal supérieur (SSS) et le sinus transverse (TS). Si nécessaire, augmenter la transparence du crâne en humidifiant l&#39;os avec une solution physiologique de NaCl. <ol><li> Identifier l&#39;IC chez la souris que se trouve directement caudale à l&#39;intersection SSS et TS. Après l&#39;identification de l&#39;emplacement de l&#39;IC lentement et soigneusement effectuer une trépanation environ s&#39;étendant 0,5 mm à 1,5 mm rostralement caudale de la TS et environ 3 mm latéralement. </li><li> Éviter toute blessure à la SSS et TS comme ceux-ci empêcherait une expérience réussie. Ici, vérifier si l&#39;os trépané s&#39;est desserrée par doucement pousser. Aide d&#39;une pince soulever lentement l&#39;os. </li></ol></li><li> Avec un adaptateur approprié joindre un réseau multicanal et headstage sur un micromanipulateur. Pour éviter la destruction de l&#39;ensemble de l&#39;enregistrement multicanal lors de l&#39;insertion dans l&#39;IC, retirez soigneusement la dureavec une extrémité recourbée d&#39;une petite aiguille hypodermique commençant à proximité d&#39;un bord de l&#39;os. <ol><li> Retirer l&#39;animal du cadre stéréotaxique. Fixer la plaque de métal sur une barre de rester fixation stéréotaxique. Placez la sonde d&#39;enregistrement sur l&#39;IC et l&#39;insérer sous contrôle microscopique tels que le plus haut canal est à peine visible à la surface. </li></ol></li><li> Amplifier le potentiel de différence entre les canaux individuels de la matrice d&#39;enregistrement et de référence de la vis dans l&#39;os pariétal, l&#39;échantillon à une vitesse de 32 kHz, le filtre passe-bas (300 Hz) et à stocker sur un ordinateur pour une analyse hors ligne. </li><li> Tous les animaux doivent être euthanasiés à la fin de la procédure préalable à la reprise anesthésie conformément aux directives pertinentes de l&#39;euthanasie. Les méthodes d&#39;euthanasie appropriées peuvent comprendre dislocation cervicale ou inhalation de CO 2. </li></ol>

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<li>Klapoetke, N. C., Murata, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Independent+optical+excitation+of+distinct+neural+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+methods%22%5BJournal%5D)">Independent optical excitation of distinct neural populations.</a> Nature methods. 11 (3), 338-346 (2014).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Les expériences décrites démontrent la stimulation des optogenetic Sgns, et peuvent, en principe, également être utilisés pour stimuler les cellules ciliées internes et / ou externes, à condition que l&#39;expression des opsines. Ces expériences nécessitent beaucoup de patience et de soins. Comme mentionné précédemment, les étapes les plus critiques sont une bonne cochléostomie / insertion autour de la fenêtre ainsi que la position et l&#39;orientation appropriée de la source de lumière. Il ...

Selon l&#39;Organisation mondiale de la santé, 360 millions de personnes dans le monde souffrent de déficience auditive. Chez les sujets sourds, la stimulation électrique directe de Sgns par IC permettre ouvert compréhension de la parole dans la majorité d&#39;entre eux 1,2,4,5. Même si les IC ont été implantés dans plus de 200.000 personnes, étant ainsi le neuroprosthesis plus de succès, le codage de son entraînée par les implants cochléaires actuels est limitée. IC sont basés sur la stimulation électrique par un certain nombre d&#39;électrodes, où chacune une région active un tonotopique du nerf auditif contournant ainsi l&#39;organe de Corti dysfonctionnement sensoriel dans la cochlée. Auditeurs normo-entendants peuvent distinguer plus de 2000 fréquences, mais les IC d&#39;aujourd&#39;hui utilisent seulement jusqu&#39;à 12-22 canaux de fréquence 4. Cela est dû à la circulation du courant de chaque électrode généralisée stimulant 7,9, l&#39;activation d&#39;un grand nombre de Sgns qui représentent 8,15 nombreuses fréquences sonores différentes. Celimitation peut être améliorée en utilisant une stimulation multipolaire mais au détriment de la consommation d&#39;énergie supérieure 16,17. Leur dynamique de sortie de l&#39;intensité sonore est également limitée, généralement inférieure à 6-20 dB 4,18. Pour ces raisons, l&#39;amélioration de la fréquence et la résolution d&#39;intensité sont des objectifs importants pour augmenter les performances du CI pour améliorer la reconnaissance vocale dans des environnements bruyants, la compréhension et la prosodie perception de la musique. Une option différente pour stimuler le nerf auditif est la stimulation optique. La lumière peut être facilement porté à cibler une petite population de SGN, promettant un meilleur confinement spatial, augmentant la résolution de fréquence et également d&#39;élargir la plage dynamique, résultant en une meilleure résolution d&#39;intensité. En effet, la stimulation cochléaire avec de la lumière infrarouge a montré une excellente résolution de fréquence dans des modèles animaux 10,11,19. Un inconvénient de ce type de stimulation est qu&#39;il nécessite des énergies plus élevées que la stimulation électrique <sup&gt; 10,11. En outre, les préoccupations quant à la capacité de la méthode à stimuler directement les neurones auditifs ont été soulevées 12,20. Comme une alternative à la stimulation infrarouge, nous employons optogénétique rendre Sgns sensible à la lumière. Optogenetics est une nouvelle approche qui combine les techniques génétiques et optiques non-invasive et de contrôler spécifiquement les cellules avec une grande précision temporelle (Avis 21 au 23). La modalité actuellement la plus fréquemment utilisée emploie l&#39;expression microbienne de la 2 channelrhodopsin (CHR2) gène de Chlamydomonas reinhardtii et des variantes de ceux-ci, codant pour un canal de cation déclenché par la lumière 24. CHR2 est une protéine à 7 domaines transmembranaires en hélice qui, lorsque transduit dans des neurones et activée par la lumière bleue, agit en tant que canal cationique non sélectif, dépolarisant ainsi les cellules 24 27. ChR2 a été bien caractérisé 24,28- 31 et de nombreuses variantes ont été développées pour modifier l&#39;action spectre, déclenchement et de perméabilité 32,33. Le but de notre travail est d&#39;établir optogénétique cochléaire pour l&#39;activation de la voie auditive. Nous notons que l&#39;approche optogenetic pour stimuler le nerf auditif nécessite une manipulation génétique du ganglion spiral pour l&#39;expression de channelrhodopsin. Utilisation de la souris et le rat permet l&#39;utilisation d&#39;animaux transgéniques 13,34,35 disponibles, qui fournissent l&#39;expression d&#39;channelrhodopsin avec peu de variabilité le long de l&#39;axe et à travers tonotopique 36 animaux. La combinaison des allèles conditionnels 37 avec Cre-lignes appropriées permet l&#39;expression spécifique des cellules. Le transfert de gènes dans le ganglion spiral d&#39;autres animaux nécessite l&#39;utilisation de virus tels que le virus adéno-associé qui est une approche standard dans optogénétique 38 et que nous avons montré de bons résultats chez la souris 36. La manipulation génétique et l&#39;expression de transgènes codant pour des protéines étrangères risques baissiers pour les effets indésirables tels que la vacnir des réponses et / ou la prolifération, la situation compromise, voire la mort de cellules génétiquement manipulées. Pour les besoins de la démonstration, nous utilisons des souris transgéniques exprimant CHR2 dans les neurones du ganglion spiral dans le cadre du promoteur Thy-1 de 13 à stimuler optiquement la voie auditive. Nous notons que d&#39;autres variantes de channelrhodopsin peuvent être utilisés pour le même but que nous avons démontré en utilisant le transfert de virus médiation de la variante Catch 14 en Sgns 39. Alors que l&#39;optogénétique cochléaire nécessite une manipulation génétique, il offre tuning moléculaire pour optimiser la stimulation SGN et promesses améliorée fréquence et la résolution d&#39;intensité par rapport à une stimulation électrique. Stimulation optogenetic de la voie auditive est très pertinente pour la recherche d&#39;audition. Par exemple, il promet des avancées dans les études sur le raffinement dépendant de l&#39;activité de tonotopie pendant le développement, dans l&#39;analyse de l&#39;exigence d&#39;intégration spectrale dans son localization et de l&#39;étendue de l&#39;interaction entre les projections afférentes fréquence spécifique dans le système auditif central.

<table><tbody><tr><td>Uréthane</td><td>Sigma Aldrich</td><td>U2500-100G</td><td>Anesthésique</td></tr><tr><td>Xylazine HCl</td><td>RXV</td><td></td><td>Sédatif et analgésique</td></tr><tr><td>Buprénorphine</td><td>Reckitt Benckiser</td><td></td><td>Analgésique</td></tr><tr><td>Dumont #5 Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-10</td><td>Il est utilisé pour maintenir les tissus durs, par exemple les os ou les matériaux. Ne les utilisez jamais pour tenir des tissus mous et délicats.</td></tr><tr><td>Dumont #5 - Pince fine</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>11254-20</td><td>À utiliser uniquement pour tenir les tissus mous</td></tr><tr><td>Ciseaux fins - Outils</td><td>scientifiques fins</td><td>tranchants 14060-09</td><td>Pour ouvrir la peau et aider à la dissection musculaire</td></tr><tr><td>Lempert Rongeurs&nbsp ;</td><td>Outils de science fine</td><td>16004-16</td><td>Ils sont très utiles pour retirer facilement l’os du laser bulla</td></tr><tr><td>473 nm.</td><td>Changchun New Industries</td><td>MLL-III473</td><td>100 mW 473 nm</td></tr><tr><td>laser Pilote laser</td><td>Changchun New Industries</td><td>DPSSL MLL 100 mW</td><td>Pilote laser à commande TTL</td></tr><tr><td>250 & micro ; m fibre optique</td><td>N’importe quel commercial ; par exemple Thorlabs</td><td>M42L05</td><td></td></tr><tr><td>Modulateur acousto-optique</td><td>Crystal Technology, Inc.</td><td>PCAOM VIS</td><td>Contrôlez la quantité de lumière couplée dans la fibre à partir du</td></tr><tr><td>contrôleur laser pour modulateur acousto-optique</td><td>Crystal Technology, Inc.</td><td>160T1-8SAR-24-0.8</td><td>Contrôler le modulateur acousto-optique</td></tr><tr><td>Capteur de puissance et d’énergie laser</td><td>Solo2 Gentec-EO</td><td></td><td>Utilisé pour mesurer l’intensité lumineuse de la LED et du laser couplé à la fibre</td></tr><tr><td>Bleu & micro ; LED</td><td>Cree</td><td>C470UT200</td><td>Il est nécessaire de construire plusieurs &mu ; Les dispositifs LED sont facilement endommagés ou l’isolation n’est pas assez bonne pour</td></tr><tr><td>le système TDT.</td><td>Tucker-Davis Technologies</td><td>RZ6-A-P1</td><td>Il peut être utilisé dans n’importe quel système pour la génération de stimuli et l’acquisition de données</td></tr><tr><td>Sonde en silicium à tige unique à 16 canaux</td><td>Neuronexus</td><td>a1x16-5mm-100-177-CM16LP&nbsp ;</td><td>Ce sont des appareils fragiles, qui doivent être manipulés avec soin et nettoyés après utilisation</td></tr><tr><td>Omnidrill</td><td>World Precision Instruments</td><td>503598</td><td>Effectuer une craniotomie pour les enregistrements de circuits intégrés et l’implantation de vis de référence</td></tr><tr><td>Micro Drill Meules d’acier</td><td>n’importe quelle publicité ; par ex. Fine Science Tools</td><td>19007-07</td><td></td></tr><tr><td>Vis à os autotaraudeuse</td><td>toute publicité ; par ex. Fine Science Tools</td><td>19010-10</td><td>Vis de référence</td></tr><tr><td>Micromanipulateur</td><td>toute publicité ; par exemple Luigs+NeumannInVivo Unit Junior 4 axes</td><td></td><td>Positionnement de la sonde d’enregistrement</td></tr></tbody></table>

stimulation optogenetic du nerf auditif

Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

Stimulation électrique directe des neurones du ganglion spiral (de Sgns) par les implants cochléaires (IC) permet ouvert compréhension de la parole dans la majorité des sujets sourds implantés 1-6. Néanmoins, le codage du son avec IC actuelles a une mauvaise fréquence et la résolution d&#39;intensité due à large propagation actuelle de chaque contact de l&#39;électrode activation d&#39;un grand nombre de Sgns long de l&#39;axe de la cochlée tonotopique 7 9. Stimulation optique est proposé comme une alternative à la stimulation électrique spatialement plus que les promesses activation de Sgns limite et, par conséquent, une meilleure résolution en fréquence du codage. Au cours des dernières années, l&#39;illumination infrarouge directe de la cochlée a été utilisée pour provoquer des réponses dans le nerf auditif 10. Néanmoins, il nécessite des énergies supérieures à la stimulation électrique 10,11 et l&#39;incertitude demeure sur le mécanisme sous-jacent 12. Ici, nous décrivons une méthode basée sur optogénétique pour stimuler Sgnsavec la lumière bleue de faible intensité, utilisant des souris transgéniques avec expression neuronale de channelrhodopsin 2 (ChR2) 13 ou expression du virus médiation de la ChR2 variante Catch 14. Nous avons utilisé des diodes électroluminescentes (μLEDs) et des lasers à fibre couplé à stimuler Sgns CHR2-exprimant à travers une petite ouverture artificielle (cochléostomie) ou de la fenêtre ronde micro-lumière. Nous avons mesuré les réponses par des enregistrements du cuir chevelu de potentiels évoqués lumière (optogenetic réponse du tronc cérébral: oABR) ou par des enregistrements de microélectrodes de la voie auditive et les avons comparés avec une stimulation acoustique et électrique.

Un cochléostomie optimal est essentiel et augmente la probabilité d'une expérience réussie. Cela signifie que la fenêtre est régulière, petite, et il n'y a pas de blessure des structures cochléaires internes. Par exemple, des saignements indique dégâts de la strie vasculaire. Un bon exemple est présenté à la figure 1B. En utilisant des souris transgéniques CHR2, CHR2 est exprimé dans les Sgns l'intérieur de la cochlée (Figure 1C). La lumière...

Les implants cochléaires (IC) de permettre l&#39;audition par la stimulation électrique directe du nerf auditif. Cependant, la mauvaise fréquence et la résolution d&#39;intensité limite la qualité de l&#39;audience avec les IC. Nous décrivons ici la stimulation optogenetic du nerf auditif chez la souris comme une stratégie alternative pour la recherche et le développement auditif futurs IC.

Stimulation optogenetic du nerf auditif

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted ...

L’objectif global de cette procédure est de stimuler optiquement le nerf auditif d’animaux avec des neurones ganglionnaires spiraux modifiés optogénétiquement. Pour ce faire, il suffit de préparer d’abord soit un stimulateur micro LED bleu, soit une fibre optique couplée à un laser bleu. L’étape suivante de la procédure consiste à évaluer la cochlée à l’aide d’une approche microchirurgicale rétro-auriculaire.La troisième étape consiste à positionner le stimulateur optique pour enregistrer les réponses du tronc cérébral évoquées optiquement. La dernière étape consiste à accéder à la colus inférieure pour enregistrer l’activité évoquée optiquement. En fin de compte, les résultats peuvent montrer une stimulation réussie du système auditif par l’enregistrement des réponses auditives du tronc cérébral et des potentiels de champ locaux.Dans le colliculus inférieur Stimulation optogénétique du nerf auditeur. En tant qu’alternative à l’électrique, les implants cochléaires promettent une meilleure résolution de fréquence et d’intensité. Ceci est d’un grand intérêt pour la recherche des auditeurs, mais les implications de cette technique s’étendent à une meilleure restauration de l’audition

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L'application d'un paradigme classique conditionnement à la peur du comportement de la recherche auditive prothétique chez le rat est décrit. Ce paradigme fournit un mécanisme pour identifier à la fois la détection, et la discrimination entre, d'acoustique et distincte des stimuli électriques en utilisant la fréquence cardiaque comme mesure des résultats.

Détermination du comportement de la discrimination de la paire de stimuli acoustiques des stimuli auditifs et électrique en utilisant un conditionnement classique et de fréquence cardiaque approche

Source : Kozin, E. D., et.al. Visualisation directe du noyau cochléaire dorsal murin pour la stimulation optogénétique de la voie auditive. J. Vis. Exp. (2015)Cette vidéo démontre le transfert de gènes médié par le virus dans le noyau cochléaire dorsal (DCN) de souris pour permettre la stimulation auditive induite par la lumière. Un vecteur viral codant pour l’opsine, un canal ionique sensible à la lumière, est injecté dans le DCN à la suite d’une craniotomie et d’une aspiration cérébelleuse...

Transfert de gènes médié par un virus dans le noyau cochléaire dorsal de souris pour une stimulation auditive induite par la lumière

Cette vidéo présente un protocole pour stimuler la racine nerveuse auditive et enregistrer les courants postsynaptiques dans les neurones olivocochléaires médians dans des tranches de coin cérébral de souris.

Stimulation des racines nerveuses auditives et enregistrements de courant postsynaptique dans une tranche de coin cérébral de souris

Source : Badran, B. W., et al. Administration en laboratoire de la stimulation transcutanée du nerf vague auriculaire (taVNS) : technique, ciblage et considérations. J. Vis. Exp. (2019)Cette vidéo démontre la stimulation transcutanée du nerf vague auriculaire (taVNS), une méthode non invasive de modulation de l’activité cérébrale. Des électrodes sont placées sur la paroi antérieure du conduit auditif externe et du tragus, ciblant la branche auriculaire du nerf vague (ABVN). Lorsqu’il est...

Stimulation transcutanée du nerf vague auriculaire sur l’oreille humaine

Source : Akil, O., et al., Méthode chirurgicale pour la livraison de gènes à médiation virale à l’oreille interne de la souris à travers la membrane de la fenêtre ronde. J. Vis. Exp. (2015)Cette vidéo montre la procédure d’administration d’un gène thérapeutique dans l’oreille interne d’un bébé souris atteint d’une perte auditive d’origine génétique. À l’aide d’un vecteur viral adéno-associé (AAV), le gène est injecté à travers la membrane de la fenêtre ronde, ce qui permet aux particules...

Thérapie génique à base de vecteurs viraux pour la restauration de l’audition dans un modèle murin

L’objectif de ce protocole est de décrire une approche chirurgicale pour fournir un accès direct au noyau cochléaire dorsal dans un modèle murin.

Visualisation directe de la Dorsale murin Cochlear Nucleus pour optogénétiques stimulation de la voie auditive

L’organe auditif médie l’audition. Nous présentons ici une méthode modifiée de micro-électroporation in ovo optimisée pour l’étude de la prolifération et de la différenciation des cellules progénitrices auditives dans l’organe auditif du poulet en développement.

Transfert de gènes dans l&#39;organe de poulet Auditory par<em&gt; Dans Ovo</em&gt; Micro-électroporation

Nous présentons une technique pour l’administration déconcentrée de drogues par voie trans-tympanique dans la cochlée. Administration de médicaments par le biais de cette route ne serait pas interférer avec l’efficacité de la lutte contre le cancer des médicaments chimiothérapeutiques comme le cisplatine.

TRANS-tympanique de médicaments pour le traitement de l’ototoxicité

Modèles animaux des implants cochléaires peuvent faire avancer les connaissances des bases technologiques de traiter la surdité permanente avec une stimulation électrique. Cette étude présente un protocole chirurgical pour assourdissant aiguë et de l’implantation cochléaire d’un tableau d’électrode dans la souris ainsi que l’évaluation fonctionnelle avec réponse auditif du tronc cérébral.

Implant cochléaire et les enregistrements de réponse électriquement évoqué auditif du tronc cérébral chez les souris C57BL/6

L’intégration de diverses entrées synaptiques aux neurones est mieux mesurée dans une préparation qui préserve tous les noyaux pré-synaptiques pour le timing naturel et la plasticité du circuit, mais les tranches de cerveau coupent généralement de nombreuses connexions. Nous avons développé une tranche de cerveau modifiée pour imiter l’activité du circuit in vivo tout en maintenant la capacité d’expérimentation in vitro.

Préparation in vitro en tranches compensées pour imiter la connectivité du circuit neuronal In Vivo

La stimulation électro-acoustique (EAS) avec des électrodes plus longues peut offrir une couverture cochléaire plus large et divers types de cartes en cas de perte auditive à haute fréquence. La combinaison d’une chirurgie moins invasive, d’électrodes flexibles de la paroi latérale et de l’administration de stéroïdes permet une insertion plus profonde avec peu ou pas de traumatisme chirurgical, ce qui permet une bonne préservation de l’audition.

Amélioration de la couverture cochléaire et de la préservation de l’audition dans les hautes fréquences grâce à la stimulation électroacoustique avec une électrode plus longue

Découvrez la stimulation optogénétique du nerf auditif chez la souris pour la recherche en neurosciences auditives. Cette méthode améliore la résolution fréquentielle et pourrait révolutionner les implants cochléaires.

Stimulation optogenetic du nerf auditif

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