Name: Identifier les sites dinteraction protéine-protéine à laide de peptides tableaux (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-18T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 44 s
Description: Découvrez le criblage par peptides pour identifier les sites d'interaction protéine-protéine entre still et CHFR. Cette méthode haut débit permet de cartographier les interactions et de repérer des cibles thérapeutiques potentielles en cancérologie.

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AF a été financé par une subvention à partir du Conseil européen de la recherche sous septième programme-cadre de la Communauté européenne (FP7 / 2007-2013) / accord de subvention du CER n ° 203413 et par le Centre Minerva pour Bio-hybride systems.HA complexe et AI sont pris en charge par Dalia et Dan Maydan bourse pour les étudiants de diplôme d&#39;études supérieures à l&#39;Université hébraïque de Jérusalem.

1. Concevoir un tableau Peptide <ol><li> Diviser la séquence de la protéine cible en se chevauchant en partie les résidus 10 à 20 peptides. Varier la quantité de chevauchement sur l&#39;expérience spécifique et les ressources du laboratoire performant, mais en principe, plus le chevauchement le mieux. Lors de la conception des peptides prennent en compte les éléments connus de la structure secondaire de la protéine qui peut être responsable de l&#39;interaction. </li><li> Commandez le réseau de peptides conçu par les fournisseurs commerciaux. Ici, l&#39;utilisation des peptides liés de façon covalente à la matrice par l&#39;intermédiaire du C-terminal. </li></ol> Non-spécifique 2. bloquer la liaison <ol><li> Ajouter une solution de tampon Tris 50 mM et de phosphate contenant 0,05% de Tween 20 (TBST / PBST) et ajuster au pH désiré avec une quantité mesurée de HCl ou de NaOH (pour connaître la force ionique précis) et de la force ionique désirée avec NaCl . Ici, en utilisant un pH de 7,5 et une force ionique de 150 mM. </li><li> Faire une solution de blocage de2,5% (p / v) de lait écrémé en poudre dans du TBST / PBST. </li><li> Pour éviter la liaison non spécifique, immerger la matrice dans 5 ml d&#39;une solution de blocage. Incuber la gamme de 2 à 4 h à la température ambiante ou une nuit à 4 ° C sur un agitateur. </li></ol> 3. L&#39;incubation avec la protéine <ol><li> Laver le premier réseau avec 5 ml de solution de blocage pendant 30 secondes et ensuite deux fois avec 5 ml de TBST / PBST pendant 5 min sur un agitateur à température ambiante. </li><li> Incuber la gamme lavé avec 5 ml de His-solution de protéines contenant 2,5% (p / v) de lait écrémé en poudre pour éviter la liaison non spécifique. Ici, en utilisant 4,5 M de solution de protéine (STIL 500-650) dissous dans la solution de blocage décrite. NOTE: Habituellement 5-10 protéine uM sont utilisés pour le dépistage, mais la concentration de protéine peut être même aussi bas que 2-3 uM, en fonction de l&#39;affinité de liaison et les concentrations locales des peptides qui se lient à la matrice (l&#39;efficacité de la synthèse). Le tampon dans lequel la protéineest dissous peut varier mais est commun pour diluer la protéine en utilisant la même solution de blocage décrite ci-dessus. </li><li> Incuber la matrice dans la solution de protéine de 3-8 heures à la température ambiante ou une nuit à 4 ° C. </li></ol> 4. Incubation avec l&#39;Anticorps <ol><li> Laver le tableau trois fois avec 5 ml de TBST / PBST. Le premier lavage est de 30 secondes, suivi de deux lavages de 5 min sur un agitateur à température ambiante. </li><li> Incuber la gamme lavé avec 5 ml d&#39;anticorps conjugué à HRP dilué (1: 1500) dans un tampon d&#39;incubation contenant les mêmes ingrédients à la même concentration que la solution de blocage, pendant 1 heure sur un agitateur à température ambiante. L&#39;anticorps peut se lier soit à la protéine cible ou l&#39;étiquette. </li><li> Réaliser des expériences de contrôle de tester l&#39;interaction de l&#39;anticorps avec des peptides sur le réseau, surtout si le tableau contient des peptides de la protéine cible (par exemple, pour oligomérisation études) en répétant le même protocole sans step 3, l&#39;incubation avec la protéine. </li><li> Laver le tableau trois fois avec 5 ml de TBST / PBST. Le premier lavage est de 30 secondes, suivi de deux lavages de 5 min sur un agitateur à température ambiante. </li></ol> 5. La lecture du tableau <ol><li> Effectuer le développement de chimiluminescence avec un kit de substrat Western blot ECL. </li><li> Effectuer la détection avec un analyseur d&#39;image luminescent. </li><li> Analyser les résultats. Assurez-vous que les deux exemplaires de la matrice montrent les mêmes signaux, de sorte que les résultats sont fiables. Si la structure de la partenaire de protéine est connue, la recherche sur la structure des peptides de liaison et de chercher les sites de liaison. Même les peptides qui sont bien dans la séquence peuvent être rapprochés dans la structure tertiaire et de créer un site de liaison. </li></ol>

<ol><li>Benyamini, H., Friedler, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+peptides+to+study+protein%E2%80%93protein+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Future+Medicinal+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Using peptides to study protein–protein interactions.</a> Future Medicinal Chemistry. 2 (6), 989-1003 (2010).</li>
<li>Geysen, H. M., Wagner, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isotope+or+mass+encoding+of+combinatorial+libraries%5BTitle%5D)+AND+%22Chemistry+%26+Biology%22%5BJournal%5D)">Isotope or mass encoding of combinatorial libraries.</a> Chemistry & Biology. 3 (8), 679-688 (1996).</li>
<li>Frank, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spot-synthesis%3A+an+easy+technique+for+the+positionally+addressable%2C+parallel+chemical+synthesis+on+a+membrane+support%5BTitle%5D)+AND+%22Tetrahedron%22%5BJournal%5D)">Spot-synthesis: an easy technique for the positionally addressable, parallel chemical synthesis on a membrane support.</a> Tetrahedron. 48 (42), 9217-9232 (1992).</li>
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<li>PEPSCAN shaping peptides to perfection. , 
 
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<li>Intavis Bioanalytical Instruments. , 
 
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<li>Izraeli, S., Colaizzo-Anas, T., Bertness, V. L., Mani, K., Aplan, P. D., Kirsch, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+the+SIL+gene+is+correlated+with+growth+induction+and+cellular+proliferation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Growth+Differ%22%5BJournal%5D)">Expression of the SIL gene is correlated with growth induction and cellular proliferation.</a> Cell Growth Differ. 8 (11), 1171-1179 (1997).</li>
<li>Arquint, C., Sonnen, K. F., Stierhof, Y. -D., Nigg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((a+Cell-cycle-regulated+expression+of+STIL+controls+centriole+number+in+human+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Science%22%5BJournal%5D)">a Cell-cycle-regulated expression of STIL controls centriole number in human cells.</a> Journal of Cell Science. 125 (5), 1342-1352 (2012).</li>
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<li>Vulprecht, J., David, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((STIL+is+required+for+centriole+duplication+in+human+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Science%22%5BJournal%5D)">STIL is required for centriole duplication in human cells.</a> Journal of Cell Science. 125 (5), 1353-1362 (2012).</li>
<li>Campaner, S., Kaldis, P., Izraeli, S., Kirsch, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sil+phosphorylation+in+a+Pin1+binding+domain+affects+the+duration+of+the+spindle+checkpoint%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Sil phosphorylation in a Pin1 binding domain affects the duration of the spindle checkpoint.</a> Mol Cell Biol. 25 (15), 6660-6672 (2005).</li>
<li>Kasai, K., Inaguma, S., Yoneyama, A., Yoshikawa, K., Ikeda, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SCL%2FTAL1+interrupting+locus+derepresses+GLI1+from+the+negative+control+of+suppressor-of-fused+in+pancreatic+cancer+cell%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">SCL/TAL1 interrupting locus derepresses GLI1 from the negative control of suppressor-of-fused in pancreatic cancer cell.</a> Cancer Res. 68 (19), 7723-7729 (2008).</li>
<li>Chaturvedi, P., Sudakin, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chfr+regulates+a+mitotic+stress+pathway+through+its+RING-finger+domain+with+ubiquitin+ligase+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Chfr regulates a mitotic stress pathway through its RING-finger domain with ubiquitin ligase activity.</a> Cancer Res. 62 (6), 1797-1801 (2002).</li>
<li>Olaussen, K. a, Commo, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synergistic+proapoptotic+effects+of+the+two+tyrosine+kinase+inhibitors+pazopanib+and+lapatinib+on+multiple+carcinoma+cell+lines%5BTitle%5D)+AND+%22Oncogene%22%5BJournal%5D)">Synergistic proapoptotic effects of the two tyrosine kinase inhibitors pazopanib and lapatinib on multiple carcinoma cell lines.</a> Oncogene. 28 (48), 4249-4260 (2009).</li>
<li>Reingewertz, T. H., Britan-Rosich, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+the+Vif%E2%80%93A3G+interaction+using+peptide+arrays%3A+A+basis+for+anti-HIV+lead+peptides%5BTitle%5D)+AND+%22Bioorganic+%26+Medicinal+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Mapping the Vif–A3G interaction using peptide arrays: A basis for anti-HIV lead peptides.</a> Bioorganic & Medicinal Chemistry. 21 (12), 3523-3532 (2013).</li>
<li>Katz, C., Benyamini, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+basis+of+the+interaction+between+the+antiapoptotic+Bcl-2+family+proteins+and+the+proapoptotic+protein+ASPP2%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Molecular basis of the interaction between the antiapoptotic Bcl-2 family proteins and the proapoptotic protein ASPP2.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (34), 12277-12282 (2008).</li>
<li>Katz, C., Zaltsman-Amir, Y., Mostizky, Y., Kollet, N., Gross, A., Friedler, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+Basis+of+the+Interaction+between+Proapoptotic+Truncated+BID+%28tBID%29+Protein+and+Mitochondrial+Carrier+Homologue+2+%28MTCH2%29+Protein%3A+KEY+PLAYERS+IN+MITOCHONDRIAL+DEATH+PATHWAY%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Molecular Basis of the Interaction between Proapoptotic Truncated BID (tBID) Protein and Mitochondrial Carrier Homologue 2 (MTCH2) Protein: KEY PLAYERS IN MITOCHONDRIAL DEATH PATHWAY.</a> Journal of Biological Chemistry. 287 (18), 15016-15023 (2012).</li>
<li>Rosenberg, M. M., Ronen, D., Lahav, N., Nazirov, E., Ravid, S., Friedler, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+resolution+characterization+of+myosin+IIC+tailpiece+and+its+effect+on+filament+assembly%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">High resolution characterization of myosin IIC tailpiece and its effect on filament assembly.</a> Journal of Biological Chemistry. 288 (14), 9779-9789 (2013).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Dépistage du tableau peptide est un excellent outil pour identifier les sites de liaison d&#39;une protéine cible dans ses partenaires. Ce test est rapide et facile à réaliser et les résultats peuvent être obtenus dans un ou deux jours ouvrables. Dépistage du tableau peptide est polyvalent et peut être utilisé à de nombreuses fins. Il peut être utilisé pour caractériser les modifications de traduction soumettre comme la phosphorylation et l&#39;identification des substrats de kinases. Par exemple, la kinase FLT3, qui es...

Les interactions protéine-protéine médient la plupart des processus dans la cellule vivante. Les interactions entre protéines peut provoquer une baisse de la maladie, ce qui rend les interactions entre protéines cibles médicamenteuses importantes. Il est donc très important de comprendre ces interactions au niveau moléculaire. Les interactions protéiques sont étudiés en utilisant une variété de techniques allant de dosages biochimiques et cellulaires à des analyses quantitatives biophysiques, et ceux-ci peuvent être réalisés soit avec des protéines de pleine longueur, avec des domaines de protéines ou de peptides. Les peptides sont d&#39;excellents outils pour étudier les interactions entre protéines. En effet, les peptides peuvent être facilement synthétisés et permettent la mise au point d&#39;un site d&#39;interaction spécifique d&#39;une part, et sur ​​plusieurs cibles protéiques d&#39;une manière à haut débit, d&#39;autre part de 1,2. dépistage de réseau de peptides est un moyen rapide, facile à réaliser procédé pour obtenir une grande quantité de données sur les interactions d&#39;une protéine cible avec de nombreux partenaires dans un court laps de temps 3. Contrairement à d&#39;autres méthodes biochimiques ou biophysiques pour détecter et analyser les interactions protéine-protéine, le criblage de la matrice de peptide nécessite une très faible concentration de protéine et peut détecter de très faible liaison. matrices de peptides peuvent être utilisés pour de nombreuses applications dans les interactions peptide-protéine tels que la cartographie de la protéine-protéine ou des sites d&#39;interaction ligand-récepteur 4, les interfaces d&#39;homo- ou d&#39;hétéro-oligomérisation, des anticorps caractérisant épitopes 5, étudier les activités enzymatiques 6 et un débit élevé structure- relation de l&#39;activité (SAR) étudie 7. Pour un examen approfondi sur le dépistage du réseau de peptides voir Katz et al. 4 Plusieurs types de tableaux peptidiques existent actuellement. Il existe deux stratégies de synthèse pour la fabrication de grands ensembles de peptides: synthèse des peptides avant de les attacher au support solide, ou la synthèse de peptides directement sur ​​le support solide, en utilisant essentiellement la technique de 4,8 SPOT. Leles peptides sont synthétisés sur le support solide généralement par 9-fluorénylméthyloxycarbonyle (Fmoc) 8 chimie. Parmi les schémas de synthèse courantes sont l&#39;attachement peptide par l&#39;extrémité N-terminale (par exemple, les JPT PepStar tableaux 9) et la fixation de peptides grâce à l&#39;extrémité C-terminale (par exemple, des tableaux de PEPSCAN pepchip 10, JPT pepspot tableaux 9 et Intavis tableaux de celluspot 11) 4. Le support solide peut varier et il en va de la chimie du couplage peptidique pour elle. Peptides Cys-terminés peuvent être fixés à des lames de verre par l&#39;intermédiaire du groupe thiol 12. L&#39;extrémité N-terminale d&#39;un peptide peut être lié de manière covalente à un groupe hydroxyle sur la membrane de cellulose par estérification de l&#39;acide aminé fixé huit. Ici, nous présentons un protocole détaillé pour cribler des matrices de peptides en tant que méthode pour l&#39;étude des interactions protéine-protéine. Le tableau que nous avons utilisé est le tableau Celluspots, qui est un micro-array contenant grand amount de taches (doublons de 384 points) sur une petite membrane de cellulose pris en charge par une lame de verre. Cela permet de travailler avec de faibles volumes de protéines et d&#39;anticorps et d&#39;obtenir quantité importante de données par expérience unique. Ce tableau contient également la densité de peptide élevé qui permet la détection de faible affinité de liaison. La matrice a été utilisé pour cartographier l&#39;interaction STIL-CHFR, ce qui est très important pour le contrôle de la prolifération cellulaire 13 normal. Interaction non contrôlée entre les deux protéines peut conduire au développement d&#39;un cancer. En cartographiant cette interaction, nous avons trouvé le site de liaison spécifique et les résidus 14 de liaison. Cela ouvre la voie à la conception d&#39;inhibiteurs rationnels qui inhibent cette interaction protéine-protéine.

<table><tbody><tr><td>Réseau de peptides</td><td>INTAVIS Instruments</td><td></td><td></td>bioanalytiques</tr><tr><td>Sonde His-probe Anticorps (H-3) HRP</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-8036 HRP</td><td></td></tr><tr><td>EZ-ECL Kit</td><td>Industries biologiques</td><td>20-500-120</td><td></td></tr><tr><td>Lait écrémé</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>232100</td><td></td></tr><tr><td>LAS-3000 caméra&nbsp ;</td><td>Film</td><td></td><td></td> FUJI</tr></tbody></table>

identifier les sites d&#39;interaction protéine-protéine à l&#39;aide de peptides tableaux

Identifying Protein-protein Interaction Sites Using Peptide Arrays

Les interactions protéine-protéine médient la plupart des processus dans la cellule et le contrôle de l&#39;homéostasie de l&#39;organisme vivant. Les interactions entre protéines peut provoquer une baisse de la maladie, ce qui rend les interactions entre protéines cibles médicamenteuses importantes. Il est donc très important de comprendre ces interactions au niveau moléculaire. Les interactions protéiques sont étudiés en utilisant une variété de techniques allant de dosages biochimiques et cellulaires à des analyses quantitatives biophysiques, et ceux-ci peuvent être réalisés soit avec des protéines de pleine longueur, avec des domaines de protéines ou de peptides. Les peptides sont d&#39;excellents outils pour étudier les interactions entre protéines depuis peptides peuvent être synthétisés facilement et permettre la mise au point sur des sites d&#39;interaction spécifiques. Tableaux peptidiques permettent l&#39;identification des sites d&#39;interaction entre les deux protéines, ainsi que le dépistage de peptides qui se lient à la protéine cible à des fins thérapeutiques. Ils permettent également des études SAR haut débit. Pour l&#39;identification des sites de liaison, un Typical réseau de peptides contient habituellement se chevauchant partiellement 10-20 résidus des peptides dérivés des séquences complètes d&#39;un ou plusieurs protéines partenaires de la protéine cible souhaitée. La sélection de la gamme pour la liaison de la protéine cible révèle les peptides de liaison, correspondant aux sites de liaison dans les protéines partenaires, dans une méthode facile et rapide à l&#39;aide de seulement petite quantité de protéines. Dans cet article, on décrit un protocole de criblage de matrices de peptides pour la cartographie des sites d&#39;interaction entre une protéine cible et de ses partenaires. Le réseau peptidique est conçue sur la base des séquences des protéines partenaires compte tenu de leurs structures secondaires. Les tableaux utilisés dans ce protocole étaient Celluspots tableaux préparés par Intavis Instruments de bioanalyse. L&#39;ensemble est bloqué pour éviter une liaison non spécifique et ensuite incubé avec la protéine étudiée. La détection en utilisant un anticorps révèle des peptides de liaison correspondant à des sites d&#39;interactions spécifiques entre les protéines.

STIL est une protéine très importante centrosomale. Il contrôle la division cellulaire normale et la prolifération cellulaire 13,15 - 19. STIL interagit avec plusieurs protéines 18,20,21, et la plupart des interactions se produisent à travers sa partie centrale, qui est une région désordonnée intrinsèque (IDR) 14. Nous avons conçu un tableau composé de peptides dérivés de la protéine de liaison CHFR STIL. CHFR est un gène suppresseur de tumeur qui est induite en réponse à un stress ...

Le criblage de peptides est un test à haut débit permettant d’identifier les sites d’interaction protéine-protéine. Cela permet de cartographier plusieurs interactions d’une protéine cible et peut servir de méthode pour identifier les sites d’inhibiteurs qui ciblent une protéine. Nous décrivons ici un protocole de criblage et d’analyse des réseaux de peptides.

Identifier les sites d&#39;interaction protéine-protéine à l&#39;aide de peptides tableaux

Protein-protein interactions mediate most of the processes in the living cell and control homeostasis of the organism. Impaired protein interactions may ...

L’objectif global de cette procédure est de cartographier l’interaction entre deux protéines ou domaines protéiques. Dans ce cas, les domaines protéiques liés au cancer et CHFR sont encore étudiés. L’objectif global de cette procédure est de cartographier l’interaction entre deux protéines ou domaines protéiques.Dans ce cas, les domaines protéiques liés au cancer et CHFR sont encore étudiés. La deuxième étape consiste à incuber le réseau de peptides CHFR avec son partenaire de liaison, la protéine immobile. Ensuite, la matrice est lavée et incubée avec de la peroxydase de raifort, un anticorps conjugué.Le réseau est ensuite soumis à une détection de luminescence chimique pour détecter la liaison. La dernière étape consiste à analyser les résultats et à identifier les sites de liaison entre les protéines. Cette étude ouvre la voie à la conception d’inhibiteurs rationnels de la liaison encore CHFR, dont l’interaction incontrôlée peut conduire au développement d’un cancer.Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans la recherche sur l’interaction des protéines, telles que quelles sont les régions spécifiques qui méditent Une interaction entre deux protéines, Divisez la séquence de la protéine cible en 10 à 20 peptides résiduels. Cela se chevauche partiellement. La quantité de chevauchement peut varier, mais en principe, plus le chevauchement est long, mieux c’est.Lors de la conception des peptides, prenez en compte les éléments de structure secondaires connus de la protéine qui peuvent être responsables de l’interaction. Le réseau de peptides conçu peut être commandé auprès de fournisseurs commerciaux. Pour cette expérience, les peptides des résidus du domaine CHFR 4 24 à 6 62 sont liés de manière covalente à la matrice par l’extrémité C-terminale.Après avoir reçu le tableau conçu, préparez-le pour l’expérience en le bloquant d’abord pour empêcher une liaison non spécifique. Préparez une solution bloquante de 2,5 % en poids par volume. Lait écrémé en poudre dans une solution tampon tris contenant 0,05 % de Tween 20 ou TBST pour éviter une liaison non spécifique.Immergez le réseau dans cinq millilitres de solution de blocage. Incuber le réseau pendant deux à quatre heures à température ambiante ou toute la nuit à quatre degrés Celsius sur un agitateur. Lavez d’abord le réseau avec cinq millilitres de solution bloquante pendant 30 secondes.Ensuite, lavez le réseau deux fois avec cinq millilitres de TBST pendant cinq minutes sur un agitateur à température ambiante. Ensuite, incubez le réseau lavé avec cinq millilitres de solution protéique marquée polyhistidine contenant 2,5 % de poids par volume. Lait écrémé en poudre pour éviter les liaisons non spécifiques.Ici, une solution de 4,5 micromolaires de résidus de protéines encore 500 à six 50 est utilisée. Ensuite, incubez le réseau dans la solution protéique pendant trois à huit heures à température ambiante ou toute la nuit à quatre degrés Celsius. Après l’incubation dans la solution protéique.Lavez le réseau avec cinq millilitres de TBST pendant 30 secondes sur un agitateur à température ambiante, suivi de deux lavages supplémentaires de cinq minutes. Maintenant, incubez la matrice lavée avec cinq millilitres d’anticorps conjugué à la peroxydase de raifort diluée dans un tampon d’incubation contenant les mêmes ingrédients aux mêmes concentrations que la solution bloquante pendant une heure sur un agitateur à température ambiante, l’anticorps peut se lier soit à la protéine cible, soit à l’étiquette, effectuez des expériences de contrôle, testez l’interaction de l’anticorps avec les peptides sur la puce en répétant le même protocole sur une matrice distincte glisser sans incuber avec la protéine avant de lire les matrices. Lavez-les comme précédemment avec cinq millilitres de TBST.Réalisez le développement de la chimiluminescence avec un kit de substrat de western blot de chimiluminescence amélioré. Effectuez la détection à l’aide d’un analyseur d’images luminescentes tel qu’un appareil photo Fuji film LAS 3000. Analysez les résultats en vous assurant que les deux doublons du réseau affichent les mêmes signaux afin que les résultats soient fiables.Si la structure du partenaire protéique est connue, recherchez la structure des peptides de liaison et recherchez les sites de liaison. Gardez à l’esprit que les peptides qui sont loin dans la séquence peuvent être ensemble dans la structure tertiaire et créer un site de liaison. Dans notre exemple, il s’agit toujours d’une protéine centrale très importante qui contrôle la division cellulaire normale et la prolifération cellulaire interagit toujours avec plusieurs protéines à travers sa région intrinsèquement désordonnée.À l’aide du réseau de peptides conçu, les sites de liaison encore présents dans le suppresseur de tumeur CHFR ont été révélés. Chaque point noir dans le tableau représente un peptide dérivé A-C-H-F-R qui ne peut que noter que chaque peptide apparaît deux fois puisqu’il existe en double, ce qui vérifie la fiabilité des résultats. Le criblage des réseaux de peptides a révélé sept peptides dérivés du CHFR qui se liaient à la région encore intrinsèquement désordonnée des résidus 500 à six 50.Ces résultats nous ont permis de cartographier le site de liaison de l’alambic sur CHFR. Malgré la distance de ces sept peptides sur la séquence primaire du CHFR. Ils créent un site de liaison bien défini pour l’alambic dans la structure tertiaire du CHFR.Cette méthode est applicable pour caractériser chaque interaction protéique Suite à cette procédure. Des méthodes quantitatives telles que la fluorescence et l’isotope ou l’ITC doivent être utilisées afin de vérifier, dans la quantification, l’introduction de peptides.

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