Name: Une intervention chirurgicale pour résection de la Rib souris: un modèle pour à grande échelle de réparation des os longs (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-01-21T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 42 s
Description: Découvrez une technique chirurgicale de résection costale chez la souris pour étudier la réparation osseuse à grande échelle. Cette méthode permet d'observer les événements cellulaires et moléculaires lors de la guérison squelettique in vivo.

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Nous remercions les membres du laboratoire Mariani pour la lecture critique du manuscrit. Nos sources de financement étaient les suivantes : la bourse de recherche Baxter Medical Scholar (à M.K.S.), les bourses de premier cycle de l’USC et la doyenne Joan M. Schaeffer, et les bourses Rose Hills (à M.K.S.). Nous reconnaissons également une bourse CIRM BRIDGES par l’intermédiaire du Pasadena City College (à T.T.T). et le Fonds de recherche et d’innovation James H. Zumberge, l’Initiative de médecine régénérative de l’USC et le NIH du NIAMS sous le numéro de prix R21AR064462 (à F.V.M).

NOTE: Toutes les procédures sont conformes à un protocole animale approuvé par le Comité institutionnel de protection des animaux et l&#39;utilisation (IACUC) à l&#39;Université de Californie du Sud. 1. Préparation pour l&#39;intervention <ol><li> Disposez les outils chirurgicaux et les fournitures nécessaires (stérilisée, articles 1 à 18 dans la liste des matériaux) et d&#39;organiser un microscope à dissection et un fibre optique trans-illuminateur dans une hotte ou sur une table aspirante. </li><li> Placez une souris sexuellement matures (20-30 g, 1 - 3 mois) dans une chambre d&#39;induction avec 4% d&#39;isoflurane pour induire une anesthésie. </li><li> Confirmez l&#39;anesthésie avec une patte et / ou un test queue de pincement. </li><li> Appliquer une pommade pour les yeux de la souris pour éviter la sécheresse des yeux pendant la chirurgie. </li><li> Déplacez la souris pour la platine du microscope. Placer la souris dans le cône de nez du tuyau d&#39;entretien et de positionner latéralement. Fournir une poche chauffante adjacente à l&#39;animal pour aider à maintenir la température du corps. PASE:. Position de la souris dépend de vos préférences personnelles et / ou l&#39;impartialité du chirurgien, côté gauche ou à droite est très bien. </li><li> Réglez l&#39;isoflurane à 2-3% pour l&#39;entretien, et de regarder le taux de respiration. </li><li> Injecter la buprénorphine (0,05 mg / kg) sous-cutanée (de flanc latéral de la jambe) pour la douleur post-opératoire avec une aiguille 25 G. La jambe peut secousse qui est une réaction normale. </li></ol> 2. incision d&#39;ouverture <ol><li> Détecter la nervure souhaitée par palpation, et nettoyer la zone des cheveux avec un rasoir. REMARQUE: Ribs 8-10 sont recommandés depuis nervures 1-7 sont plus proches des poumons et 11-13 sont considérablement plus courte. Compter les côtes devrait commencer par la nervure plus rostrale numéro 1. </li><li> Préparer la zone avec une alternance de povidone-iode et de l&#39;isopropanol (70%) pistonnage (3x est souvent recommandé par les protocoles d&#39;utilisation des animaux). </li><li> Couper une incision de 2 cm à travers la peau, directement au-dessus et parallèlement à la nervure désirée avec des ciseaux de microchirurgie de taille moyenne. INCISe à travers les couches musculaires et adipeuses sous-jacents. </li><li> Placez tous les trois couches (peau, les muscles, la graisse) dans un enrouleur pour exposer la zone chirurgicale, tout en minimisant la taille de l&#39;incision. </li></ol> 3. excision du Rib <ol><li> Couper à travers les muscles intercostaux recouvrant la section désirée de la nervure avec un 5,0 mm scalpel. Position de cette incision autour de 5 mm à proximité de la commune chondrocostale car ce est là la nervure ne est pas aussi forte courbure. Séparez délicatement le muscle de l&#39;os avec pince fine de pointe. </li><li> Pour créer une résection, tout en conservant le périoste chez l&#39;animal, couper à travers le périoste, le long de la longueur de la nervure avec un scalpel 5,0 mm. Soigneusement séparer le périoste de l&#39;os sous-jacent latéralement par pince fine de pointe. Procédez avec prudence, car le périoste est très délicate et a une consistance gélatineuse. </li><li> Suivant faire une coupe transversale à travers l&#39;os à une extrémité avec micro-ciseaux fins. Si nécessaire, mesurer la résectionun réticule dans le microscope ou une jauge de type de règle. Puis soulevez délicatement l&#39;os sur le périoste et couper l&#39;autre extrémité. REMARQUE: Procédez avec prudence. Ce est l&#39;étape la plus délicate, car tirant sans exciser la nervure ci-dessous va déchirer la membrane pleural et provoquer un pneumothorax. Si la membrane est déchirée pleural ce sera facilement évident que l&#39;intérieur de la cavité thoracique devient visible. </li><li> Si le saignement se produit à la suite de la coupe de l&#39;os, appliquer une pression à la fin de coupe avec un tampon de coton-tige pour 4-5 sec pour arrêter le saignement. NOTE: A l&#39;occasion rare qui saignement persiste, il peut être nécessaire de se arrêter et euthanasier l&#39;animal perte de sang importante et compromettront sa reconstitution (sans remplacement des liquides, le volume de sang maximum qui peut être sans risque être perdu est de 10% du volume total de sang ou 7.7 -. 8 ul / g pour une souris de 25 g, ce qui équivaut à environ 180 à 200 pi 9). </li><li> Placer immédiatement la nervure enlevé dans4% PFA pour une analyse ultérieure. REMARQUE: si la résection à la fois de l&#39;os et le périoste doit être effectuée, omettre l&#39;incision du périoste et de la séparation (étape 3.2). Depuis le périoste est très étroitement attaché à la membrane pleurale procéder avec prudence, taquiner la nervure loin de la membrane pleurale avec des pinces pour éviter les déchirures. </li></ol> 4. Fermeture de l&#39;incision <ol><li> Suturer les muscles intercostaux sur le dessus de la douille périoste restant avec sutures 9-0 (2 sutures sont généralement suffisants). Passer les sutures directement au-dessus des extrémités de la nervure de coupe, pour agir comme indicateurs de l&#39;emplacement de chirurgie. </li><li> Retirer l&#39;écarteur. Suturer le muscle sus-jacente et de la graisse avec 9-0 sutures (3-4 sutures sont généralement suffisants). Chez la souris, en particulier avec des couches épaisses de muscle et / ou de la graisse, suturer chaque couche séparément (par exemple, une couche de fils de suture pour la couche musculaire et une couche de fils de suture pour la couche de gras). </li><li> Fermez lepeau avec des sutures 7-0 (4-5 sutures sont généralement suffisants). </li><li> Fixez l&#39;incision avec une suture de la colle, de pincer les bords avec de grandes pinces. </li><li> Sevrer lentement la souris hors isoflurane d&#39;abord se adapter à 1% pendant quelques minutes, puis se éteint. </li><li> Placez la souris sous une lampe de feu et laisser jusqu&#39;à ce que la conscience est retrouvé, 5-10 min. Après reprend connaissance et tout au long de la période de guérison, la souris doit se déplacer et déambuler normalement et ne montrent aucun signe de détresse. </li></ol> 5. Récupération et analyse <ol><li> Assurer la gestion de la douleur post-opératoire, y compris l&#39;administration de la buprénorphine sous une forme orale de gélatine à 0,5 mg / kg toutes les 12 heures pendant 48 heures. L&#39;administration orale ne nécessite pas de maîtriser l&#39;animal qui pourrait causer de la douleur à la région thoracique. </li><li> Maintenir la souris dans une cage avec un accès libre à la nourriture et de l&#39;eau pendant la période de guérison. Après l&#39;incision est sec, les animaux femelles peuvent être co-logés tandis que le mâles doit rester isolé pour éviter les combats. </li><li> Après la période de cicatrisation, suivez la procédure approuvée pour l&#39;euthanasie. Retirer la cage thoracique pour la fixation et l&#39;analyse. </li></ol>

<ol><li>Philip, S. J., Kumar, R. J., Menon, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphological+study+of+rib+regeneration+following+costectomy+in+adolescent+idiopathic+scoliosis%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Spine+J%22%5BJournal%5D)">Morphological study of rib regeneration following costectomy in adolescent idiopathic scoliosis.</a> Eur Spine J. 14 (8), 772-776 (2005).</li>
<li>Munro, I. R., Guyuron, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Split-rib+cranioplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Split-rib cranioplasty.</a> Ann Plast Surg. 7 (5), 341-346 (1981).</li>
<li>Taggard, D. A., Menezes, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+use+of+rib+grafts+for+cranioplasty+in+children.+Pediatric+neurosurgery%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Successful use of rib grafts for cranioplasty in children. Pediatric neurosurgery.</a> 34 (3), 149-155 (2001).</li>
<li>Head, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+Regeneration+fo+the+Ribs%3A+A+problem+in+thoracic+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Prevention of Regeneration fo the Ribs: A problem in thoracic surgery.</a> Archives of Surgery. 14 (6), 1215-1221 (1927).</li>
<li>Kawanabe, Y., Nagata, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+costal+cartilage+harvest+for+total+auricular+reconstruction%3A+part+I.+Avoidance+and+prevention+of+intraoperative+and+postoperative+complications+and+problems%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+reconstructive+surgery%22%5BJournal%5D)">A new method of costal cartilage harvest for total auricular reconstruction: part I. Avoidance and prevention of intraoperative and postoperative complications and problems.</a> Plastic and reconstructive surgery. 117 (6), 2011-2018 (2006).</li>
<li>Cheung, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+externally+fixed+femoral+fracture+model+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+orthopaedic+research+%3A+official+publication+of+the+Orthopaedic+Research+Society%22%5BJournal%5D)">An externally fixed femoral fracture model for mice.</a> Journal of orthopaedic research : official publication of the Orthopaedic Research Society. 21 (4), 685-690 (2003).</li>
<li>Matthys, R., Perren, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Internal+fixator+for+use+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">Internal fixator for use in the mouse.</a> Injury. 40, Suppl 4. S103-S109 (2009).</li>
<li>Cooper, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Testing+the+critical+size+in+calvarial+bone+defects%3A+revisiting+the+concept+of+a+critical-size+defect%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+reconstructive+surgery%22%5BJournal%5D)">Testing the critical size in calvarial bone defects: revisiting the concept of a critical-size defect.</a> Plastic and reconstructive surgery. 125 (6), 1685-1692 (2010).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ask+the+Vet%5BTitle%5D)+AND+%22JAX+NOTES%22%5BJournal%5D)">Ask the Vet.</a> JAX NOTES. 499, Available from:
 
 <a target="_blank" href="http://jaxmice.jax.org/jaxnotes/archive/499c.html">http://jaxmice.jax.org/jaxnotes/archive/499c.html</a> (2005).</li>
<li>Flecknell, P. A., Roughan, J. V., Stewart, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+oral+buprenorphine+%28%27buprenorphine+jello%27%29+for+postoperative+analgesia+in+rats--a+clinical+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+animals%22%5BJournal%5D)">Use of oral buprenorphine ('buprenorphine jello') for postoperative analgesia in rats--a clinical trial.</a> Laboratory animals. 33 (2), 169-174 (1999).</li>
<li>Rigueur, D., Lyons, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-mount+skeletal+staining%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+molecular+biology%22%5BJournal%5D)">Whole-mount skeletal staining.</a> Methods in molecular biology. 1130, 113-121 (2014).</li>
<li>Evans, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+somitic+cells+to+the+avian+ribs%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+biology%22%5BJournal%5D)">Contribution of somitic cells to the avian ribs.</a> Developmental biology. 256 (1), 114-126 (2003).</li>
<li>Colnot, C., Thompson, Z., Miclau, T., Werb, Z., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+fracture+repair+in+the+absence+of+MMP9%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Altered fracture repair in the absence of MMP9.</a> Development. 130 (17), 4123-4133 (2003).</li>
<li>Lu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+basis+for+age-related+changes+in+fracture+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+orthopaedic+research+%3A+official+publication+of+the+Orthopaedic+Research+Society%22%5BJournal%5D)">Cellular basis for age-related changes in fracture repair.</a> Journal of orthopaedic research : official publication of the Orthopaedic Research Society. 23 (6), 1300-1307 (2005).</li>
<li>Zilberman, Y., Gafni, Y., Pelled, G., Gazit, Z., Gazit, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioluminescent+imaging+in+bone%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+molecular+biology%22%5BJournal%5D)">Bioluminescent imaging in bone.</a> Methods in molecular biology. 455, 261-272 (2008).</li>
<li>Pelled, G., Gazit, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+using+osteocalcin-luciferase%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+musculoskeletal%22%5BJournal%5D)">Imaging using osteocalcin-luciferase.</a> Journal of musculoskeletal. 4 (4), 362-363 (2004).</li>
<li>Elefteriou, F., Yang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+mouse+models+for+bone+studies--strengths+and+limitations%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Genetic mouse models for bone studies--strengths and limitations.</a> Bone. 49 (6), 1242-1254 (2011).</li>
<li>Srour, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Natural+large-scale+regeneration+of+rib+cartilage+in+a+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Bone+Miner%22%5BJournal%5D)">Natural large-scale regeneration of rib cartilage in a mouse.</a> J. Bone Miner. , (2014).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à révéler

Lors de la première apprendre ce protocole, déterminer où trouver l&#39;incision initiale peut être difficile. Cependant, la pratique sur des souris euthanasiés aide le chirurgien apprendre où placer l&#39;incision initiale et exposer la nervure souhaitée à réséquer. Travailler sur des cadavres améliore également les motricité fine requises pour supprimer la partie thoracique avec ou sans le périoste. En outre, quelqu&#39;un de nouveau à cette procédure pourrait trouver manipuler les outils et fines sutures mince pour ê...

Débilitante blessures squelettiques, l&#39;arthrose chronique et les problèmes graves associés à la chirurgie reconstructive impact sur la productivité économique, bien-être familial, et la qualité de vie. Bien que de petites pauses et des lésions peuvent guérir assez bien, les humains ne sont pas capables de réparer des défauts importants et doivent donc compter sur les procédures de reconstruction pour restaurer la structure et la fonction. Reconstruction greffes allogéniques peut impliquer ou heterogeneic, os morcellized, échafaudages implantés, ou de distraction ostéogenèse. Malheureusement, non seulement il ya des facteurs persistants de morbidité associés à ces traitements, mais la force originale de l&#39;os réparé est rarement atteint. Ainsi, de nouvelles approches cliniques sont nécessaires. Un moyen de développer des méthodes innovantes pour traiter les défauts segmentaires est d&#39;étudier les situations dans lesquelles la réparation à grande échelle se produit naturellement. Amphibiens célèbre peut régénérer éléments squelettiques, tandis que les mammifères sont considérées comme limitées dans eest la capacité. Cependant, depuis le début du 20 e siècle, quelques rapports de la régénération de la nervure humaine ont été publiées suggérant que les humains ne peuvent pas être limitées 1-4. Actuellement ce phénomène est mieux connu par les chirurgiens plasticiens qui utilisent des matériaux de nervure pour la reconstruction mâchoire, le visage et l&#39;oreille, mais il ne est pas plus largement appréciée 5. Afin d&#39;étudier cette réparation plus en détail, nous avons développé un modèle chirurgicale en utilisant la souris. En utilisant ce protocole, les chercheurs peuvent identifier les facteurs innés impliqués et utiliser cette information pour faciliter la cicatrisation osseuse dans d&#39;autres endroits. Il ya plusieurs avantages à utiliser les nervures comme un modèle pour l&#39;étude de la réparation du squelette. Tout d&#39;abord, les nervures entourant fournissent un fixateur naturel (par rapport à la résection du fémur 6,7). Cela diminue le risque de morbidité des fixateurs internes et externes et simplifie la procédure chirurgicale. Deuxièmement, les couches musculaires minces des wa poitrinell prévoir un accès facile et une excellente visibilité qui font le test comparable à la commodité de la voûte du crâne résections 8. Troisièmement, contrairement à la calottes qui forment par ossification dermique, la forme de nervures par ossification endochondrale et croître en longueur via l&#39;extension à plaques de croissance situés à chaque extrémité d&#39;une diaphyse central. Par conséquent, la réparation des nervures peut être plus comparable à la réparation des os longs du squelette appendiculaire. En outre, nous avons trouvé que, par rapport au fémur, le périoste de la nervure est plus épais et peut être plus facilement manipulé. Ainsi, les enquêteurs qui souhaitent doser la réparation osseuse dans le but d&#39;étudier le périoste ou de tester des thérapies cellulaires, des agents pharmacologiques, et / ou échafaudages tissulaires peuvent trouver ce modèle chirurgicale utile. En résumé, ce modèle de résection costale fournit un contexte dans lequel l&#39;étude à grande échelle de réparation naturelle de l&#39;os chez les mammifères comme aucun tel modèle d&#39;usage général qui existe actuellement.

<table><tbody><tr><td>Ciseaux de micro-dissection de taille moyenne (Vannas-T&uuml ; Bingen Ciseaux à ressort 5 mm)</td><td>Fine Science Tools</td><td>15003-08</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux fins de micro-dissection (Ciseaux à ressort Vannas - 2mm Cutting Edge)</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-04</td><td>la pointe incurvée est bénéfique</td></tr><tr><td>Micro-scalpel 5.0 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>10315-12</td><td>d’autres scalpels fins peuvent être remplacés</td></tr><tr><td>Pince Dumont 55</td><td>Outils de science fine</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Enrouleur</td>Le réglage des <td>outils de science fine</td><td>17004-05</td><td>est pratique</td></tr><tr><td>Porte-micro-aiguilles</td><td>Outils de science fine</td><td>12060-01</td><td></td></tr><tr><td>Sutures en nylon 9.0 (Ethilon), point conique meilleur</td><td>Ethicon</td><td>2819G ou</td><td>point conique similaire le meilleur, mais la coupe inversée est également bonne</td></tr> Les <tr><td>sutures prolène 7.0 (Prolene)</td> <td>Ethicon</td><td>8700H ou similaire</td><td>6-0 peuvent également être utilisées, la pointe de l’aiguille peut varier</td></tr><tr><td>Grande pince (Adson Forceps)</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>11006-12</td><td>d’autres marques sont fines</td></tr><tr><td>Pommade oculaire lubrifiante (Akwa Tears)</td><td>Akorn</td><td>17478-062-35</td><td></td></tr><tr><td>Colle de suture (GLUture Topical Tissue Adhesive)</td><td>Abbot</td><td>32046-01</td><td>a un excellent temps de travail</td></tr><tr><td>Rasoir</td><td>Wahl</td><td>9918-6171 ou similaire</td><td></td></tr><tr><td>Lampe à pince</td><td>Zoo Med</td><td>LF-5</td><td></td></tr><tr><td>Ampoule infrarouge, 75W</td><td>Zoo Med</td><td>RS-75</td><td></td></tr><tr><td>RC2 Système d’anesthésie des rongeurs</td><td>VetEquip&nbsp ;</td><td>922100</td><td></td></tr><tr><td>IsoFlo (Isoflurane)</td><td>Abbot</td><td>05260-05</td><td></td></tr><tr><td>Buprénorphine (Buprenex)</td><td>Reckitt Benckiser</td><td>12496-0757-1</td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Purdue Frederick</td><td>67618015017</td><td></td></tr><tr><td>Gélatine aromatisée,</td><td>Jell-O</td> à la framboise <td>B000E1FYL0</td><td>confectionnée ferme, à la consistance de 'jigglers'</td></tr></tbody></table>

une intervention chirurgicale pour résection de la rib souris: un modèle pour à grande échelle de réparation des os longs

A Surgical Procedure for Resecting the Mouse Rib: A Model for Large-Scale Long Bone Repair

Ce protocole introduit chercheurs à un nouveau modèle de grande échelle réparation osseuse en utilisant la nervure de la souris. La procédure indications suivantes: préparation de l&#39;animal pour la chirurgie, l&#39;ouverture de la paroi thoracique du corps, l&#39;exposition de la nervure souhaitée dans les muscles intercostaux environnantes, excision de la section de nervure souhaitée sans provoquer un pneumothorax, et la fermeture des incisions. Par rapport aux os du squelette appendiculaire, les nervures sont très accessibles. En outre, aucun fixateur interne ou externe ne est nécessaire étant donné que les nervures adjacentes fournissent une fixation naturelle. La chirurgie utilise commercialement fournitures disponibles, est simple à apprendre, et bien toléré par l&#39;animal. La procédure peut être réalisée avec ou sans enlever le périoste environnant et donc la contribution du périoste de réparation peut être évaluée. Les résultats indiquent que si le périoste est retenu, la réparation robuste se produit dans 1-2 mois. Nous nous attendons à ce que l&#39;utilisation de ce protocolestimuler la recherche sur la réparation des côtes et que les conclusions faciliteront le développement de nouveaux moyens de stimuler la réparation osseuse dans d&#39;autres endroits à travers le corps.

Les animaux sont habituellement récupérer rapidement de cette procédure, l&#39;incision guérit bien, et les animaux présentent un comportement normal. La procédure utilise les fournitures disponibles dans le commerce et après la pratique, peut être complété en moins de 1 h. Avant d&#39;utiliser cette procédure pour générer des données expérimentales, il est important d&#39;analyser la résection au point de temps 0 jour pour déterminer si des grands fragments d&#39;os peuvent rester dans la zone de résection. Une façon d...

L’objectif global de cette procédure est de réussir à réséquer une partie de l’os de la côte d’une souris. La procédure a été développée comme modèle pour étudier la réparation à grande échelle des os longs.

Une intervention chirurgicale pour résection de la Rib souris: un modèle pour à grande échelle de réparation des os longs

This protocol introduces researchers to a new model for large-scale bone repair utilizing the mouse rib. The procedure details the following: preparation ...

L'objectif de cette procédure est de créer une résection à grande échelle dans la partie osseuse d'une côte, servant de modèle pour la réparation squelettique. Cela est réalisé en premier lieu en pratiquant une incision à travers la peau sur le côté latéral de l'animal, puis en l'ouvrant. La deuxième étape consiste à exposer l'os costal qui doit être retiré.Ensuite, une portion de l'os du râble est prélevée, soit avec la gaine de tissu conjonctif environnant ou le périoste, soit en laissant le périoste en place. La dernière étape consiste à fermer les incisions et à laisser l'animal se remettre. En fin de compte, ce modèle de réparation osseuse peut être utilisé pour illustrer les événements cellulaires et moléculaires qui se produisent lors de la réparation squelettique à grande échelle.Chez un mammifère, la démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car la manipulation des instruments chirurgicaux exige une grande précision, et une chirurgie réussie suppose de connaître la localisation des différents tissus. La procédure sera démontrée par Marissa Roar et Nikita Tripper, deux étudiantes diplômées de mon laboratoire. Après avoir préparé le site chirurgical ainsi que les instruments et fournitures stériles nécessaires, induire l'anesthésie en plaçant une souris ture dans une chambre d'induction contenant 4 % d'ice de fluorine.Une fois que la souris est anesthésiée, appliquez un onguent sur ses yeux et vérifiez la profondeur de l'anesthésie. En pinçant l'orteil, il ne devrait y avoir aucune réaction au pincement. Placez la souris sur ou à proximité d'un coussin chauffant installé sur la platine d'un microscope stéréoscopique, avec le cône nasal du tuyau d'entretien de l'anesthésie positionné sur le nez de la souris.Veillez à ce que la souris soit en position latérale. Ajustez l'isoflurane à deux à 3 % pour le maintien et surveillez la fréquence respiratoire. Ensuite, injectez de la buprénorphine par voie sous-cutanée à l’aide d’une aiguille de 25 gauge.Pour la douleur postopératoire préventive, la jambe peut tressauter, ce qui constitue une réponse normale. Commencez par sélectionner la côte souhaitée en palpant à partir de la côte la plus rostrale, qui est numérotée un. Dans cette vidéo, une portion de la dixième côte sera retirée.Rasez la zone située au-dessus de la côte, puis nettoyez avec de l’iodure de povidone, suivi d’un rinçage à l’isopropanol, répété trois fois. Après avoir pratiqué une incision de deux centimètres à travers les couches de peau, de muscle et de tissu adipeux situées au-dessus de la côte à exciser, écartez l’ensemble de ces trois couches à l’aide d’un rétracteur afin d’exposer la zone chirurgicale tout en minimisant la taille de l’incision. Utilisez ensuite un scalpel de cinq millimètres pour sectionner les muscles intercostaux situés au-dessus de la côte, à un endroit situé à cinq millimètres en proximal de l’articulation chocos, là où la courbure de la côte est moins marquée. Séparez ensuite délicatement le muscle de l’os à l’aide d’une pince à pointe fine.Ensuite, pour créer une résection tout en conservant le périoste chez l'animal, incisez le périoste sur toute la longueur de la côte. Utilisez ensuite une pince à pointe fine pour séparer très soigneusement le périoste délicat latéralement de l'os sous-jacent. Si nécessaire, mesurez la résection à l’aide d’un micromètre au microscope ou d’un outil de mesure gradué.Ensuite, utilisez de fins ciseaux microchirurgicaux pour effectuer une section transversale à travers l'os. À une extrémité, soulevez délicatement l'os du périoste et coupez l'autre extrémité immédiatement. Placez la côte prélevée dans du paraformaldéhyde à 4 % pour une analyse ultérieure.Si un saignement se produit suite à la coupe de l'os, appliquez une pression sur l'extrémité coupée à l'aide d'un coton-tige pendant quatre à cinq secondes afin d'arrêter le saignement. Pour fermer l'incision, suturer les muscles intercostaux par-dessus la gaine périostée restante à l'aide de trois ou quatre points séparés de 9-0. Placer les points directement au-dessus des extrémités coupées des côtes afin qu'ils servent d'indicateurs de l'emplacement de l'intervention chirurgicale.Retirer le rétracteur, puis suturer le muscle et la graisse superficiels à l’aide de points séparés en fil 9-0. Suturer chaque couche séparément chez les souris présentant des couches musculaires ou graisseuses particulièrement épaisses. Fermer la peau avec quatre à cinq points en fil 7-0, puis assurer la cicatrisation avec un adhésif tissulaire.Pincer les bords ensemble avec de grandes pinces. Sevrer lentement la souris de l'isoflurane en ajustant la concentration à 1 % pendant quelques minutes, puis éteindre l'isoflurane. Placer la souris sous une lampe chauffante et laisser jusqu'à ce que la conscience soit retrouvée.Une fois la conscience retrouvée et pendant toute la période de guérison, la souris doit se déplacer et marcher normalement, sans présenter de signes de détresse. Lorsque l'incision est sèche, placer la souris dans une cage propre avec un accès libre à la nourriture et à l'eau. Les femelles peuvent être logées ensemble, mais les mâles doivent être logés séparément afin d'éviter les combats. Assurer une gestion de la douleur postopératoire, incluant l'administration de buprénorphine sous forme orale de gélatine à raison de 0,5 milligramme par kilogramme toutes les 12 heures pendant 48 heures.L'administration orale ne nécessite pas de retenir l'animal, ce qui pourrait provoquer une douleur au niveau de la région thoracique. Cette image montre une résection d'une côte de 4,5 millimètres recueillie immédiatement après la chirurgie. Aucun fragment osseux n'est laissé sur place.L'échantillon a été coloré avec du rouge zarin et clarifié dans du glycérol à 80 %. La flèche indique l'emplacement des extrémités coupées. Il s'agit de la portion de côte retirée de la cage thoracique sur l'image précédente, sans le périoste fixé.La coupe histologique colorée à l'hématine et à l'éosine illustrée ici montre qu'il y a un périoste minime attaché à l'os, comme indiqué par la flèche jaune à gauche, et aucun périoste à droite. L'astérisque jaune indique la cavité médullaire. Cette image montre un fragment de côte prélevé avec le périoste encore attaché, et cette coupe histologique met en évidence le périoste intact recouvrant l'os, comme indiqué par le crochet jaune.L'astérisque jaune indique à nouveau la cavité de la moelle osseuse. Cette image montre une préparation squelettique après deux mois de cicatrisation suite à une résection avec le périoste intact à l'intérieur de la souris ; une réparation complète de la région peut être observée. Cette coupe histologique de la préparation squelettique précédemment présentée démontre un rétablissement des parois de l'os lamellaire et de la cavité de la moelle osseuse.Cette image montre une préparation squelettique après trois mois de cicatrisation. Après le prélèvement d'une portion de côte ainsi que du périoste environnant, il n'y avait qu'une réparation minime au niveau de l'extrémité coupée, visible à gauche du panneau. La flèche jaune indique l'articulation chocos.Cette coupe histologique de la préparation squelettique précédemment montrée montre une granulation, des tissus adipeux et des cellules musculaires en cours de comblement du site de résection. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en moins d'une heure si elle est correctement effectuée en suivant cette procédure. D'autres méthodes, telles que la création d'une résection dans la portion cartilagineuse de la côte, peuvent être réalisées afin de répondre à des questions supplémentaires, comme : comment se produit la réparation à grande échelle du cartilage ?Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment créer une résection dans la partie osseuse d'une côte afin d'étudier la réparation squelettique.I.

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