Glaucome Expérimental induite par l'injection oculaire de microsphères magnétiques

Le but de cette procédure est d’induire une pression intraoculaire élevée chez le rat en utilisant l’injection de microsphères paramagnétiques dans la chambre antérieure de l’œil. Placez d’abord un anneau magnétique autour de l’œil d’un animal anesthésié, lavez les microsphères magnétiques, mettez-les en suspension dans une solution, puis chargez-les dans une seringue. Ensuite, injectez les microsphères magnétiques dans la chambre antérieure de l’œil.

Retirez l’anneau magnétique pendant la récupération. Les données de processus obtenues à partir d’analyses histologiques telles que la coloration tunnel ou la coloration du nerf optique peuvent mesurer la mort des cellules ganglionnaires rétiniennes résultant d’une augmentation de la pression intraoculaire. Lavez les perles de microsphères magnétiques stérilisées de huit microns trois fois dans un millilitre de solution saline tamponnée de hank par réus, en les suspendant et en les centrifugant à 10 000 fois G pendant cinq minutes.

Ensuite, suspendez-le dans 0,5 millilitre de HBSS pour une solution de 30 milligrammes par millilitre. Maintenant, à l’aide d’un sonomètre de rebond calibré pour une utilisation dans l’œil du rat, prenez cinq mesures de base de la PIO chez les animaux éveillés. Après l’anesthésie, les rats appliquent une pommade oculaire sur l’œil controlatéral non classé pour le garder humide.

Pendant l’anesthésie, appliquez du chlorhydrate de propane à 0,5 %, anesthésique local, sur l’œil opératoire. Ensuite, lavez cet œil avec 5 % de povidone iodée dans de l’eau. Après cinq minutes, éliminez la povidone iodée et lavez-vous l’œil avec une solution saline stérile à 0,9 %.

Gardez l’œil humide pendant l’anesthésie avec l’application régulière d’une solution saline stérile. Placez maintenant un aimant stéroïdien autour de l’œil pour minimiser le risque de traumatisme de l’iris et minimiser la perte de billes. Orientez l’aiguille tangentielle à la surface de la cornée aussi parallèlement que possible à l’iris.

Procédez à l’injection de 25 microlitres de 30 milligrammes par millilitre, des microsphères magnétiques irradiées aux rayons gamma dans la chambre antérieure. Laissez l’aiguille en place pendant une minute après l’injection pour vous assurer que les billes se déposent dans l’angle cornéen de la COI pour empêcher le drainage aqueux du treillis trabéculaire. Inclinez légèrement l’aiguille quelques secondes après que les billes se soient initialement déposées pour permettre une certaine fuite d’eau et pour minimiser les augmentations transitoires de la pression intraoculaire.

Pour assurer l’utilisation continue de l’aiguille dans des procédures distinctes, rincez l’aiguille avec du PBS. Puis 70 % d’éthanol, suivi d’eau distillée à ce stade. Si nécessaire, retirez l’aimant et utilisez-le pour dessiner des perles dans les zones de couverture incomplète.

Laissez l’aimant en place autour de l’œil pendant 10 minutes supplémentaires après l’injection. Pour s’assurer que les billes s’installent bien dans l’angle cornéen de l’iridé. Anesthésie inverse à l’aide de 0,25 milligramme par kilogramme de chlorhydrate ESOL.

Administrer localement du chlorhydrate de propane 0,5 pour l’analgésie et une pommade au chloramphénicol par voie topique pour prévenir l’infection. Laissez les animaux récupérer sur un tapis chauffant jusqu’à ce qu’ils retrouvent leur mouvement. Transférez ensuite dans une boîte chaude.

Utilisez l’œil controlatéral comme témoin non classé. Répéter les mesures de la PIO tous les deux à trois jours après l’administration de la bille et tous les deux à trois jours par la suite, définir les critères d’inclusion des yeux dans les études, y compris la PIO est élevée au-dessus de la pression de contrôle controlatérale de cinq millimètres de mercure, et la PIO ne dépasse pas 60 millimètres des yeux de mercure où la pression revient à la ligne de base une semaine après l’injection ne doit pas être inclus dans les études. Cependant, il est possible de réinjecter des billes dans les yeux qui ne développent pas de PIO élevée si on le souhaite.

Fixer les yeux disséqués et le nerf optique dans du paraldéhyde à 4 %, en évaluant les lésions des neurones rétiniens par coloration tunnel et les lésions du nerf optique par le bleu de toine. Coloration. Dans cette expérience, l’injection de billes magnétiques dans l’angle cornéen irisé a constamment induit une augmentation prolongée et robuste de la pression. De plus, l’augmentation de la pression a été maintenue pendant toute la durée de l’expérience.

La PIO moyenne sur toute la durée de l’expérience pour les yeux témoins sans injection de billes était de 19,7 plus moins 0,3 millimètres de mercure et de 40,5 plus moins 2,8 millimètres de mercure pour les yeux injectés de billes. De plus, le pic de PIO est passé de 22,8 plus moins 0,3 millimètres de mercure à 49,9 plus moins 2,3 millimètres de mercure pour déterminer si l’élévation de la PIO entraîne la mort des cellules ganglionnaires rétiniennes. Une coloration tunnel a été réalisée sur les rétines et l’histologie sur des coupes transversales du nerf optique dans la rétine.

Nous avons observé une augmentation de la coloration tunnel dans les yeux injectés avec une PIO élevée. Le nombre de noyaux apoptotiques a augmenté d’environ 15 fois par rapport aux rétines hypertendues de contrôle controlatéral, comme prévu dans les yeux dans lesquels des billes magnétiques ont été injectées sans pression, le nombre de cellules positives tunnel n’était pas significativement différent de celui des témoins non injectés. Une étude plus approfondie de la pathologie du nerf optique dans le modèle de glaucome a montré l’accumulation de bleu odine dans de nombreux axones, indiquant une dégénérescence de ces processus cellulaires.