Enquête molécule unique adhérence par force atomique Spectroscopie

L’objectif global de cette procédure est de coupler un seul polymère à une pointe en porte-à-faux A FM afin de réaliser quatre expériences de désorption de surface spectroscopique avec une seule dans les mêmes molécules plusieurs fois. Ceci est réalisé en activant d’abord le plasma la surface de la pointe afin de former des groupes hydroxyles dans un deuxième temps. La pointe en porte-à-faux est silosée par une solution de test ascendante, qui forme des groupes d’acides aminés à la surface de la pointe.

La troisième étape consiste à coupler les molécules de polyéthylène glycol aux groupes aminés. Ils empêchent les interactions non spécifiques entre la pointe et le substrat et servent de molécules de liaison pour les polymères. Enfin, les polymères sont conjugués aux molécules de polyéthylène glycol pour former une sonde.

Les mesures suggèrent que ce procédé permet effectivement d’utiliser une seule et même sonde de force polymère pour un ensemble expérimental complet, ou de même, plusieurs centaines de courbes de distance-force. Le principal avantage des expériences sur une molécule unique par rapport aux méthodes d’ensemble est qu’il est possible d’étudier des confirmations rares et des états peu fréquents, qui seraient autrement cachés dans la moyenne d’ensemble. En raison de leur petite taille, ces expériences peuvent être directement comparées à des simulations de dynamique moléculaire.

La première étape consiste à fixer de manière covalente les molécules de la sonde à l’embout en porte-à-faux. Commencez avec du nitrure de silicium frais. Les puces en porte-à-faux utilisent des puces avec une constante de ressort de 10 à 100 pico-newtons par nanomètre.

À l’aide d’une pince à épiler, placez-les sur une lame de verre propre ou une boîte de Pétri. Ensuite, placez la lame avec les puces dans une chambre à plasma de 100 watts après avoir évacué la chambre et l’avoir rincée avec de l’oxygène fonctionnant à 0,25 millibar et 20 watts pendant 15 minutes. Dans les étapes suivantes, utilisez une cagoule pour éviter l’inhalation de vapeurs organiques pendant le traitement au plasma.

Préparez-vous à l’aminés-siloïsation des porte-à-faux dans une boîte de Pétri en verre, placez 2,5 millilitres de solution de test. De plus, réparez un récipient contenant de l’acétone. Récupérez les porte-à-faux immédiatement après la fin du traitement au plasma.

Trempez chaque cantilever dans de l’acétone pendant une seconde, puis placez-le dans la solution Optus. Incuber les porte-à-faux pendant 15 minutes à température ambiante avant de continuer. Au fur et à mesure que les porte-à-faux incuberont, commencez la préparation à la pégylation afin de minimiser les effets de l’eau et de l’air sur les composants.

Commencez avec des tubes d’eph préalablement préparés, l’un contenant du m peg, du NHS et l’autre du colorant. Cheville du NHS. Déterminez le poids du contenu de chaque tube.

Ensuite, travaillez avec le tube contenant EG NHS et préparez-vous à ajouter du chloroforme. Versez le chloroforme pour atteindre une concentration finale de 25 millimolaires et une solution suffisante pour couvrir les porte-à-faux dans les étapes suivantes. Placez le tube sur un mélangeur vortex pour vous assurer que la poudre se dissout.

Mettez le tube avec l’EG NHS de côté pour travailler avec le régime. Cheville NHS. Ajoutez un chloroforme pour qu’il atteigne une concentration finale de 0,25 millimolaire.

Utilisez un mélangeur vortex pour vous assurer que la poudre est dissoute. Ensuite, mélangez les solutions pour ajuster le rapport entre le peg de régime NHS et les molécules de méthyle peg NHS. Ce rapport est généralement de un pour 500.

Procurez-vous une petite boîte de Pétri en verre avec un couvercle pour limiter l’évaporation et remplissez-la avec le mélange en porte-à-faux. Terminer l’incubation. Dans la solution de test APT, ayez deux récipients avec environ 10 millilitres d’acétone et un avec du chloroforme prêts à les rincer.

Trempez chacun d’eux dans l’acétone deux fois et une fois dans du chloroforme et placez-les dans la solution de polyéthylène glycol. Couvrez le plat et conservez les porte-à-faux dans la solution. Pendant une heure, préparez-vous au couplage covalent d’une molécule de sonde, en l’occurrence l’acide polyaminé poly de tyrosine.

Commencez par le volume d’une molaire d’hydroxyde de sodium dissous dans celle-ci, la molécule de sonde à une concentration d’un milligramme par millilitre. Pour la tyrosine poly D, remplacez l’hydroxyde de sodium par un alésage sodique de 8 à 8,5 pH. Huit tampons immédiatement avant la fonctionnalisation.

Au fur et à mesure que les porte-à-faux terminent leur incubation dans une solution de polyéthylène glycol, préparez trois récipients pour les rincer et un récipient de poly tyrosine bore. La solution tampon huit pour le rinçage est de cinq millilitres de chloroforme, cinq millilitres d’éthanol, cinq millilitres de tampon d’alésage. Utilisez environ 300 microlitres de la solution tampon d’alésage en poly tyrosine.

Récupérez les porte-à-faux et trempez-les d’abord dans du chloroforme, puis de l’éthanol, puis du tampon de huit alésages. Avant de les placer dans la solution tampon de poly tyrosine bore huit. Laissez les copeaux en porte-à-faux incuber pendant une heure après une heure de préparation, environ cinq millilitres de tampon bate dans un récipient et cinq millilitres d’eau ultrapure dans un autre pour le rinçage.

Prenez les porte-à-faux et trempez chacun dans un tampon Boite, suivi d’une eau ultra-pure pour le rinçage. Ensuite, plongez-le dans de l’eau ultra-pure pour le stockage. Les cantilevers peuvent désormais être utilisés pour l’acquisition de données.

Une fois que l’embout A FM est fonctionnalisé et qu’une surface a été préparée et montée, commencez les étapes d’acquisition de données FM. Placez d’abord le cantilever fonctionnalisé dans un support de cantilever A FM adapté à la mesure dans les liquides. Ensuite, connectez le support en porte-à-faux à la tête A FM.

Procédez en versant de l’eau dans la cellule de fluide pour immerger le cantilever et la surface. Abaissez ensuite la tête A FM sur la cellule liquide. Laissez le système s’équilibrer pendant au moins une demi-heure.

Après l’équilibrage. Placez le porte-à-faux loin de la surface, puis enregistrez des spectres de bruit thermique de 10 spectres ou plus pour obtenir un rapport signal/bruit suffisant pour exclure les effets d’amortissement de surface. Ensuite, approchez-vous soigneusement de la surface pour mesurer la sensibilité du levier optique inverse

Cela implique de pousser la pointe en porte-à-faux contre une surface dure pour enregistrer la force en fonction de la distance de déplacement du pizo. Mesurez la pente lors du contact et inversez-la pour déterminer la sensibilité inverse du levier optique. Prochain travail, la sensibilité du levier optique inverse et les spectres de bruit thermique Déterminez la constante de ressort du cantilever en ajustant un oscillateur harmonique au spectre de bruit thermique.

Définissez maintenant les paramètres appropriés pour la collecte de données. Enregistrer de nombreuses courbes de distance forcée pour chaque condition expérimentale à la fin de la collecte de données. Déterminez à nouveau la sensibilité et la constante de ressort, pour vérifier la cohérence et la stabilité du système.

Cet exemple de trace de distance forcée en rouge provient de la rétraction de la poly tyrosine à partir d’une eau impure monocouche de méthyle auto-assemblée. La chute d’un seul pas à une force nulle indique le détachement d’une seule molécule. La coupe sigmoïdale est illustrée en noir.

La longueur du plateau extrait et la force du plateau sont indiquées par des flèches. La vitesse de rétraction de l’extension du cantilever était de 0,5 micron par seconde, et le temps de séjour à la surface était d’une seconde. Différents environnements liquides pour la mesure ont provoqué des changements dans la force du plateau extrait.

Ces histogrammes reflètent la force de plateau extraite pour les mesures dans l’eau pure et les mesures dans l’eau. Mélanges d’éthanol : au moins 300 traces de distance de force ont été enregistrées pour chaque solution avec une dans le même polymère unique. Ici, des histogrammes analogues sont présentés pour la longueur du plateau extrait dans l’eau pure et dans les mélanges d’éthanol dans l’eau.

L’ajout d’éthanol affaiblit l’interaction hydrophobe entre la poly tyrosine et la surface, ce qui entraîne une force de plateau plus faible et une diminution de la longueur du plateau. Ceci est résumé dans cette planche de la longueur du plateau de crête en fonction de la force de plateau de pointe. Une fois maîtrisé, le protocole de fonctionnalisation peut être réalisé en quatre heures environ après le développement.

Cette technique a permis aux chercheurs dans le domaine de la physique et de la chimie d’explorer l’adhésion des polymères aux interfaces.