Name: Les ganglions rachidiens neurones et les cellules souches différenciées dérivées de tissu adipeux: Un In Vitro Co-culture modèle pour étudier la régénération des nerfs périphériques (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-02-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: Découvrez un modèle de co-culture in vitro entre neurones des ganglions rachidiens et cellules souches dérivées du tissu adipeux pour étudier la régénération nerveuse périphérique chez le rat.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ce travail est soutenu par le National Institute for Health Research, l’Academy of Medical Sciences et la British Society for Surgery of the Hand. Nous sommes également reconnaissants de la fourniture continue de GGF-2 par Acorda Therapeutics, aux États-Unis. Enfin, les auteurs tiennent à remercier le professeur Giorgio Terenghi pour son précieux soutien et ses conseils au sein de notre groupe au cours des dernières années, qui ont conduit au développement et à l’optimisation de ce protocole.

NOTE: Toutes les expériences impliquant des animaux ont été effectuées en conformité avec les animaux au Royaume-Uni (Scientific Procedures) Act, 1986. 1. expérimental <ol><li> Avant de commencer la récolte de tissus et de cellules, vérifier que tous les outils sont stériles. Que nécessaire, autoclave une paire de ciseaux chirurgicaux Sharp, très fines pinces et une pince fine standard. Stériliser également chaque substrat avant l&#39;ensemencement de cellules en utilisant la stérilisation UV, exposition à l&#39;éthanol ou la stérilisation à la vapeur, le cas échéant. </li><li> Préparation des médias pour la récolte de cellules souches et la différenciation <ol><li> Préparation du milieu de croissance de cellules souches, contenant du milieu essentiel minimum (α-MEM) supplémenté avec 10% de sérum bovin fœtal (FBS), 200 mM de L-glutamine et 1% de pénicilline-streptomycine (PS). </li><li> Préparer une solution mère 10 mM de forskoline en dissolvant 10 mg de forskoline dans 2,436 ml de sulfoxyde de diméthyle stérile. Utiliser à une concentration finale de 14 uM. &lt;/ Li&gt; <li> Préparer une solution à 35 ml mg / stock d&#39;acide rétinoïque en dissolvant 50 mg dans 1,43 ml de sulfoxyde de diméthyle stérile. Utilisation à une concentration finale de 350 ng / ml. </li><li> Préparer le facteur de croissance dérivé des plaquettes (PDGF) des stocks (100 ug / ml) en dissolvant 10 mg de poudre lyophilisée dans 100 pi d&#39;eau distillée stérile. Utilisation à une concentration finale de 5 ng / ml. </li><li> Préparer facteur de croissance basique des fibroblastes (bFGF) des stocks (100 ug / ml) en dissolvant 50 mg de poudre lyophilisée dans 500 pi d&#39;eau distillée stérile. Utilisation à une concentration finale de 10 ng / ml. </li><li> Préparation du milieu de différenciation de cellules souches, contenant un milieu de croissance de cellules souches supplémenté avec 14 uM de forskoline, 126 ng / ml croissance gliale facteur-2 (GGF-2), 5 ng / mL dérivé des plaquettes facteur de croissance (PDGF), et 10 ng / ml de facteur de croissance des fibroblastes basique (bFGF). </li></ol></li><li> Préparation des médias et des solutions d&#39;achat d&#39;actions pour la récolte des neurones et de la dissociation <ol><li> Préparer Bottenstein et (la BS) de Sato support 28, par addition de 1% de PS et 1% de supplément N2 à du milieu F12 de Ham. Calculer le volume final nécessaire que 500 ul par puits (si vous utilisez une plaque de 24 puits). </li><li> Préparer les stocks collagénase IV dans du milieu F12 de Ham à une concentration de 1,25% p / v. Filtre-stériliser la solution et conserver à -20 ° C en aliquotes de 200 pi. </li><li> Préparer stocks de trypsine pancréatique bovine dans le milieu F12 de Ham à la concentration de 2,5% en poids / volume, filtre stériliser et conserver à -20 ° C en 200 aliquotes. </li><li> Préparer le facteur de croissance des nerfs (NGF) solution mère à la concentration de 5 ug / ml dans un filtre stérilisé 1 mg / ml de sérum albumine bovine sans acide gras (BSA) solution en milieu de F12 et conserver à -20 ° C en 200 pi aliquots. Ne pas faire un filtrage du NGF après reconstitution. </li></ol></li><li> Dans le cas où aucune modification de surface a été effectué, des lamelles de couches / plaques de poly-D-lysine (0,1 mg / ml pendant 15 min à température ambiante) Et / ou la laminine (2-10 mg / cm 2 pendant 2 heures à 37 ° C) pour soutenir l&#39;attachement neurone et la croissance des neurites, le cas échéant. </li><li> Toujours réchauffer médias dans un bain d&#39;eau à 37 ° C avant de l&#39;utiliser. </li></ol> 2. adipeux dérivés de cellules souches (ASC) récolte et de la différenciation dans un phénotype SC <ol><li> la récolte de l&#39;ASC de la graisse viscérale et inguinale des rats mâles adultes Sprague-Dawley <ol><li> Avant de commencer, préparer un tube avec 10 à 15 ml de solution saline équilibrée de Hanks (HBSS) additionnée de 1% v / v de solution PS et stocker sur de la glace jusqu&#39;à ce que la graisse récolte. </li><li> Terminer le rat par dislocation cervicale et décapitation. Raser le rat et faire une incision abdominale à travers la peau, exposant ainsi les organes internes et d&#39;éviter les saignements. Retirer la graisse viscérale enfermant l&#39;estomac et les intestins (le plus souvent caractérisés par une consistance grasse jaune) et la graisse qui entoure les testicules inguinale d&#39;un adulte mâle Sprague-Dawley rats. e de transferte graisse dans le tube contenant HBSS sur de la glace. </li><li> Dans une enceinte de sécurité biologique (classe II) hacher finement la graisse en utilisant une paire de ciseaux et une lame de rasoir stérile jusqu&#39;à consistance bien est atteint et le transférer dans un tube contenant 15 ml de solution à 0,2% de type I de la collagénase poids / v fraîchement préparé stérilisée par filtration sur la journée. </li><li> Transférer le tube dans un bain-marie à 37 ° C et laisser le tissu adipeux à digérer en présence de l&#39;enzyme pendant 30 minutes-1 heure sous agitation continue. Surveiller étroitement la digestion et se arrête avant que le tissu soit complètement dissocié, ce qui améliorera la viabilité cellulaire et le rendement de la cellule. Tissus Filtre Theun-dissocié par un tamis cellulaire 100 um. REMARQUE: Bonne digestion du tissu entraînera consistance homogène de la graisse, visible par l&#39;œil quand remuant doucement le tube, acquérir une apparence beige. </li><li> Neutraliser l&#39;enzyme en ajoutant 15 ml de milieu de croissance des cellules souches contenant du sérum bovin foetal à 37 ° C et la centrifugeusesolution à 160 g pendant 10 min afin de recueillir la fraction stroma vasculaire, y compris les cellules souches, à la partie inférieure du tube. </li><li> A ce stade, le culot peut être remis en suspension dans 1 ml de globules rouges tampon de lyse pour éliminer la contamination de cellules sanguines. Après remise en suspension et de pipetage pendant 1 minute, ajouter 10 ml de milieu de croissance des cellules souches fraîches et centrifuger à 160 g pendant 10 min. </li><li> Aspirer soigneusement le surnageant du tube, en prenant soin de la pastille cellulaire déposée au fond. Remettre en suspension les cellules dans 10 ml de milieu de croissance des cellules souches, les transférer dans un flacons de 75 cm2 et incuber à 37 ° C, 5% CO 2. Maintenir les cellules aux niveaux sous-confluentes jusqu&#39;au passage 1-2, changer milieu tous les trois jours. </li></ol></li><li> différenciation ASC à un phénotype SC <ol><li> Au passage 1-2, éliminer le milieu de croissance de cellules souches à partir de la 75 cm 2 flacon et le remplacer par 10 ml de milieu frais contenant 1 mM β-mercaptoéthanol fraîchement préparouge et stérilisée par filtration sur la journée. Incuber les cellules à 37 ° C, 5% CO 2 pendant 24 heures. A ce stade, il est important que les cellules sont ensemencées à faible densité (30%) avant de commencer la différenciation. </li><li> Laver les cellules soigneusement avec du HBSS, aspirer et de le remplacer par 10 ml de milieu contenant 350 ng / ml d&#39;acide rétinoïque. Incuber les cellules à 37 ° C, 5% de CO2 pendant 72 heures. Essayez de minimiser l&#39;exposition du milieu cellulaire à la lumière. </li><li> Après trois jours, laver les cellules soigneusement avec du HBSS, aspirer et de le remplacer par 10 ml de souches milieu de différenciation cellulaire (voir l&#39;étape 1.2.6). Maintenir les cellules au niveau sous-confluentes, changer milieu tous les trois jours. NOTE: Après deux semaines d&#39;incubation, ASC sont différenciées en SC-like ASC, exprimant leur phénotype caractéristique (comme démontré par Kingham et al 5.). Ils peuvent ensuite être utilisés jusqu&#39;à la 10e passage, sans changements notables dans le comportement 29. </li></ol></li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 3. Récolte et de dissociation des ganglions rachidiens (DRG) neurones <ol><li> Terminer le rat par dislocation cervicale et décapitation. Rasez le rat et soulever la peau pour exposer la colonne vertébrale. Avec des ciseaux pointus, Excide la colonne vertébrale en prenant soin supplémentaire des organes confinés et les vaisseaux sanguins. Transférer la colonne vertébrale dans une enceinte de sécurité biologique (classe II) en utilisant une boîte de Pétri et de supprimer toute partie dorsale. </li><li> Diviser la colonne vertébrale en deux le long de l&#39;axe longitudinal avec des ciseaux chirurgicaux stériles et pointus pour exposer le tissu de cordon. À ce stade, il est utile de couper la colonne vertébrale en deux segments plus petits en dessous du niveau de la cage thoracique, pour le rendre plus facile à manipuler pendant la récolte des neurones DRG. En utilisant des pinces fines, retirez délicatement tout le tissu de la moelle, en accordant une attention à ne pas tirer et enlever les racines DRG. De cette façon, le DRG et les racines seront exposés dans les canaux vertébraux, encore enfermé dans la colonne. Observez DRG sous forme de filaments blancs coming directement à partir des canaux. </li><li> Retirez toute la racine de DRG (pas seulement le DRG) des canaux vertébrales de l&#39;aide de pinces très fines, aller en profondeur dans les canaux vertébrales et de prêter attention à ne pas endommager les racines des ganglions. Transférer le DRG dans une petite boîte de Pétri (60 mm 2) contenant 3-4 ml de milieu F12 de Ham additionné de 1% PS. Si vous utilisez différents animaux, utiliser des plats séparés. </li><li> Sous un microscope de dissection, nettoyer le DRG de tout excédent de racines nerveuses entourant les ganglions aide de pinces stériles et un scalpel pour réduire la contamination de cellules gliales. Transférer le DRG dans une petite boîte de Pétri (35 mm 2) avec 1,8 ml de milieu F12 frais. </li><li> Ajouter 200 ul d&#39;une solution p / v collagénase de type IV de valeurs de 1,25% (concentration finale de 0,125%) et incuber le DRG à 37 ° C, 5% CO 2 pendant 1 heure. Aspirer soigneusement le milieu avec une pipette en verre, en accordant une attention de ne pas aspirer ou endommager la DRG. Ajouter milieu F12 frais soupleen œuvre avec 0,125% p / v de la collagénase de type IV enzyme et incuber pendant 1 heure comme décrit précédemment. </li><li> Aspirer le milieu et laver délicatement la DRG avec un milieu de F12. Ajouter ensuite 1,8 ml de milieu F12 et 200 pi de trypsine (concentration finale de 0,25% p / v) et incuber à 37 ° C, 5% de CO2 pendant 30 min. </li><li> Retirer la trypsine et ajouter 1 ml de milieu F12 supplémenté avec 500 pi de FBS pour arrêter la réaction enzymatique. Aspirer le milieu et laver délicatement la DRG avec un milieu de F12 trois fois pour éliminer les traces de sérum. </li><li> Ajouter 2 ml de milieu F12 frais et transférer soigneusement le DRG avec le milieu dans un tube de 15 ml en utilisant une pipette en verre. Dissocier doucement les neurones DRG par pipetage de haut en bas (environ 8-10 fois) avec la pipette de verre (embouts en plastique peuvent être utilisés comme solution de rechange). </li><li> Laisser le pellet se déposer au fond du tube et de recueillir le milieu dans un nouveau tube. Ajouter 2 ml de milieu F12 frais dans le tube contenant le culot et répéter la mdissociation écanique avec la pipette de verre. Répétez cette étape jusqu&#39;à ce que la suspension devienne homogène (environ 3-4 fois) et recueillir toutes les DRG dissocié dans le nouveau tube. Cette méthode réduit la contrainte résultant de la dissociation mécanique et améliore la viabilité des neurones. </li><li> Filtrer la suspension homogénéisée résultant dans un nouveau tube de 15 ml en utilisant un tamis de 100 um cellulaire pour éliminer les neurones non dissociés et d&#39;autres débris. A ce stade, il peut être commode de premier filtrage de la suspension cellulaire dans un tube de 50 ml, puis transférer la solution dans le tube plus petit en utilisant une pipette en verre. Centrifuger la suspension à 110 g pendant 5 min. </li><li> Préparer une sérum-albumine bovine à 15% (BSA) en ajoutant 500 ul d&#39;une solution de BSA à 30% à 500 ul de milieu F12. Pipette lentement la solution le long du mur d&#39;un tube de 15 ml pour créer un sentier de protéines progressive. A ce stade, il est utile de tenir le tube à un angle de 45 ° et relâcher lentement l&#39;BSA en utilisant les numéros surle tube de faucon comme une référence pour la &quot;piste&quot; former. </li><li> Aspirer le surnageant provenant de l&#39;étape 3.10 laissant 500 pi au fond du tube et remettre en suspension le culot de cellules dans le même milieu. Pipette lentement la suspension le long du sentier de protéine préparée précédemment à l&#39;étape 3.11 (utiliser les numéros sur le tube de référence) et centrifuger à 500 g pendant 5 min. </li><li> Aspirer le surnageant et remettre en suspension le culot dans 1 ml de milieu de BS modifiée (ou un milieu mixte pour l&#39;ASC / DRG co-culture de SC-like, comme décrit ci-dessous à l&#39;étape 4.5. NOTE: Le volume de remettre en suspension les neurones DRG peut être constitué au volume réel nécessaire, en fonction de la concentration cellulaire finale souhaitée et le nombre d&#39;échantillons à ensemencer. Un animal fournira suffisamment de cellules pour une expérience de plaque de 24 puits. </li><li> Incuber les échantillons ensemencés à 37 ° C, 5% CO 2 pendant 2 heures pour permettre la fixation des cellules et enfin ajouter du milieu frais additionné de BS à 50 ng / ml de fa de croissance des nerfscteur (NGF). </li></ol> 4. Direct Co-culture de la SC comme ASC et DRG neurones <ol><li> Maintenir SC-ASC comme dans la culture au niveau sous-confluence comme décrit à l&#39;étape 2.2.3. Vingt-quatre heures avant la récolte de DRG, aspirer le milieu de différenciation de cellules souches et laver les cellules avec HBSS. Aspirer et incuber dans 3 ml de trypsine à 37 ° C, 5% CO 2 pendant 3 minutes. </li><li> Arrivée au microscope optique que toutes les cellules sont détachées de la fiole. Tapoter légèrement le ballon pour aider détachement. Ajouter 7 ml de milieu pour interrompre la réaction de la trypsine, de recueillir la suspension cellulaire dans un tube de 15 ml et centrifuger à 110 g pendant 5 min. </li><li> Aspirer le surnageant et remettre en suspension le culot cellulaire dans 5 ml de milieu de différenciation de cellules souches. Compter les cellules à l&#39;aide d&#39;un hémocytomètre et on dilue la suspension de cellules en fonction de la concentration finale requise. Idéalement, l&#39;ensemencement 20 000 SC comme ASC / cm 2 garantirait une couche confluente de cellules. </li><li> Ensemencer le SC-likeASC sur le substrat et incuber à 37 ° C, 5% CO 2 pendant 24 heures pour permettre la fixation des cellules. </li><li> Après 24 heures d&#39;incubation, aspirer le milieu et ajouter les neurones de DRG au-dessus des cellules comme décrit dans l&#39;étape 3,14 et 3,15. Changer le milieu à un milieu mixte contenant 50% de milieu de différenciation de cellules souches et 50% de milieu BS. En outre, la réduction de la concentration de FBS à 1-2,5% dans le milieu mixte finale permet d&#39;éviter la prolifération de contaminer les cellules satellites provenant de la dissociation de DRG. </li><li> Incuber les échantillons de co-culture à 37 ° C, 5% CO 2 et de maintenir en culture pendant le temps nécessaire pour les essais futurs. </li></ol>

<ol><li>Wiberg, M., Terenghi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Will+it+be+possible+to+produce+peripheral+nerves%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Technol+Int%22%5BJournal%5D)">Will it be possible to produce peripheral nerves.</a> Surg Technol Int. 11, 303-310 (2003).</li>
<li>Terzis, J. K., Sun, D. D., Thanos, P. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Historical+and+basic+science+review%3A+past%2C+present%2C+and+future+of+nerve+repair%5BTitle%5D)+AND+%22J+Reconstr+Microsurg%22%5BJournal%5D)">Historical and basic science review: past, present, and future of nerve repair.</a> J Reconstr Microsurg. 13 (3), 215-225 (1997).</li>
<li>Bruyns, C. N., Jaquet, J. B., Schreuders, T. A., Kalmijn, S., Kuypers, P. D., Hovius, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predictors+for+return+to+work+in+patients+with+median+and+ulnar+nerve+injuries%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hand+Surg+Am%22%5BJournal%5D)">Predictors for return to work in patients with median and ulnar nerve injuries.</a> J Hand Surg Am. 28 (1), 28-34 (2003).</li>
<li>Geuna, S., Raimondo, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chapter+3%3A+Histology+of+the+peripheral+nerve+and+changes+occurring+during+nerve+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Rev+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Chapter 3: Histology of the peripheral nerve and changes occurring during nerve regeneration.</a> Int Rev Neurobiol. 87 (09), 27-46 (2009).</li>
<li>Kingham, P. J., Kalbermatten, D. F., Mahay, D., Armstrong, S. J., Wiberg, M., Terenghi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose-derived+stem+cells+differentiate+into+a+Schwann+cell+phenotype+and+promote+neurite+outgrowth+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Adipose-derived stem cells differentiate into a Schwann cell phenotype and promote neurite outgrowth in vitro.</a> Exp Neurol. 207 (2), 267-274 (2007).</li>
<li>Stoll, G., Jander, S., Myers, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Degeneration+and+regeneration+of+the+peripheral+nervous+system%3A+From+Augustus+Waller%E2%80%99s+observations+to+neuroinflammation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Peripher+Nerv+Syst%22%5BJournal%5D)">Degeneration and regeneration of the peripheral nervous system: From Augustus Waller’s observations to neuroinflammation.</a> J Peripher Nerv Syst. 7 (1), 13-27 (2002).</li>
<li>Schmidt, C. E., Leach, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+tissue+engineering%3A+strategies+for+repair+and+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Neural tissue engineering: strategies for repair and regeneration.</a> Annu Rev Biomed Eng. 5, 293-347 (2003).</li>
<li>Johnson, E. O., Zoubos, A. B., Soucacos, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+and+repair+of+peripheral+nerves%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">Regeneration and repair of peripheral nerves.</a> Injury. 36S (4), S24-S29 (2005).</li>
<li>Liu, R., Lin, G., Xu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+efficient+method+for+dorsal+root+ganglia+neurons+purification+with+a+one-time+anti-mitotic+reagent+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">An efficient method for dorsal root ganglia neurons purification with a one-time anti-mitotic reagent treatment.</a> PloS One. 8 (4), e60558(2013).</li>
<li>Stettner, M., Wolffram, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reliable+in+vitro+model+for+studying+peripheral+nerve+myelination+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Meth%22%5BJournal%5D)">A reliable in vitro model for studying peripheral nerve myelination in mouse.</a> J Neurosci Meth. 214 (1), 69-79 (2013).</li>
<li>Kingham, P. J., Mantovani, C., Terenghi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cell+and+neuron+co-cultures+for+the+study+of+nerve+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Method+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Stem cell and neuron co-cultures for the study of nerve regeneration.</a> Method Mol Biol. 695, 115-127 (2011).</li>
<li>Nissinen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myelination+in+mouse+dorsal+root+ganglion%2FSchwann+cell+cocultures%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Myelination in mouse dorsal root ganglion/Schwann cell cocultures.</a> Mol Cell Neurosci. 37 (3), 568-578 (2008).</li>
<li>Daud, M. F. B., Pawar, K. C., Claeyssens, F., Ryan, A. J., Haycock, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+aligned+3D+neuronal-glial+co-culture+model+for+peripheral+nerve+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">An aligned 3D neuronal-glial co-culture model for peripheral nerve studies.</a> Biomaterials. 33 (25), 5901-5913 (2012).</li>
<li>Lewallen, K. a, Aa Shen, Y. -, De la Torre, A. R., Ng, B. K., Meijer, D., Chan, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+the+role+of+the+cadherin%2Fcatenin+complex+at+the+Schwann+cell-axon+interface+and+in+the+initiation+of+myelination%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Assessing the role of the cadherin/catenin complex at the Schwann cell-axon interface and in the initiation of myelination.</a> J Neurosci. 31 (8), 3032-3043 (2011).</li>
<li>Evans, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Challenges+to+nerve+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Surg+Oncol%22%5BJournal%5D)">Challenges to nerve regeneration.</a> Semin Surg Oncol. 19 (3), 312-318 (2000).</li>
<li>Webber, C., Zochodne, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+nerve+regenerative+microenvironment%3A+early+behavior+and+partnership+of+axons+and+Schwann+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">The nerve regenerative microenvironment: early behavior and partnership of axons and Schwann cells.</a> Exp Neurol. 223 (1), 51-59 (2010).</li>
<li>Tobita, M., Orbay, H., Mizuno, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose-derived+stem+cells%3A+current+findings+and+future+persperctives%5BTitle%5D)+AND+%22Discov+Med%22%5BJournal%5D)">Adipose-derived stem cells: current findings and future persperctives.</a> Discov Med. 11 (57), 160-170 (2011).</li>
<li>Faroni, A., Terenghi, G., Reid, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose-derived+stem+cells+and+nerve+regeneration%3A+promises+and+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Rev+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Adipose-derived stem cells and nerve regeneration: promises and pitfalls.</a> Int Rev Neurobiol. 108, 121-136 (2013).</li>
<li>Strem, B. M., Hicok, K. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multipotential+differentiation+of+adipose+tissue-derived+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Keio+J+Med%22%5BJournal%5D)">Multipotential differentiation of adipose tissue-derived stem cells.</a> Keio J Med. 54 (3), 132-141 (2005).</li>
<li>Xu, Y., Liu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myelin-forming+ability+of+Schwann+cell-like+cells+induced+from+rat+adipose-derived+stem+cells+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Myelin-forming ability of Schwann cell-like cells induced from rat adipose-derived stem cells in vitro.</a> Brain Res. 1239, 49-55 (2008).</li>
<li>Tomita, K., Madura, T., Sakai, Y., Yano, K., Terenghi, G., Hosokawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glial+differentiation+of+human+adipose-derived+stem+cells%3A+implications+for+cell-based+transplantation+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Glial differentiation of human adipose-derived stem cells: implications for cell-based transplantation therapy.</a> Neuroscience. 236, 55-65 (2013).</li>
<li>Clauser, L., Tieghi, R., Palmieri, A., Carinci, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose-derived+stem+cells+secrete+neurotrophic+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Oral+and+Maxillofacial+Surgery%22%5BJournal%5D)">Adipose-derived stem cells secrete neurotrophic factors.</a> Annals of Oral and Maxillofacial Surgery. 1 (2), 1-5 (2013).</li>
<li>Di Summa, P. G., Kingham, P. J., Raffoul, W., Wiberg, M., Terenghi, G., Kalbermatten, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose-derived+stem+cells+enhance+peripheral+nerve+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Plastic%2C+Reconstructive+%26+Aesthetic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Adipose-derived stem cells enhance peripheral nerve regeneration.</a> Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 63 (9), 1544-1552 (2010).</li>
<li>Di Summa, P. G., Kalbermatten, D. F., Pralong, E., Raffoul, W., Kingham, P. J., Terenghi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+in+vivo+regeneration+of+peripheral+nerves+through+bioengineered+nerve+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Long-term in vivo regeneration of peripheral nerves through bioengineered nerve grafts.</a> Neuroscience. 181, 278-291 (2011).</li>
<li>Sun, F., Zhou, K., Mi, W., Qiu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+use+of+decellularized+allogeneic+artery+conduits+with+autologous+transdifferentiated+adipose-derived+stem+cells+for+facial+nerve+regeneration+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Combined use of decellularized allogeneic artery conduits with autologous transdifferentiated adipose-derived stem cells for facial nerve regeneration in rats.</a> Biomaterials. 32 (32), 8118-8128 (2011).</li>
<li>Zhang, Y., Luo, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+nerve+graft+constructed+with+xenogeneic+acellular+nerve+matrix+and+autologous+adipose-derived+mesenchymal+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">A nerve graft constructed with xenogeneic acellular nerve matrix and autologous adipose-derived mesenchymal stem cells.</a> Biomaterials. 31 (20), 5312-5324 (2010).</li>
<li>Gomillion, C. T., Burg, K. J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cells+and+adipose+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Stem cells and adipose tissue engineering.</a> Biomaterials. 27 (36), 6052-6063 (2006).</li>
<li>Bottenstein, J. E., Sato, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+of+a+rat+neuroblastoma+cell+line+in+serum-free+supplemented+medium%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Growth of a rat neuroblastoma cell line in serum-free supplemented medium.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 76 (1), 514-517 (1979).</li>
<li>Mantovani, C., Raimondo, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphological%2C+molecular+and+functional+differences+of+adult+bone+marrow-+and+adipose-derived+stem+cells+isolated+from+rats+of+different+ages%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Morphological, molecular and functional differences of adult bone marrow- and adipose-derived stem cells isolated from rats of different ages.</a> Exp Cell Res. 318 (16), 2034-2048 (2012).</li>
<li>Luca, A. C., Faroni, A., Downes, S., Terenghi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiated+adipose-derived+stem+cells+act+synergistically+with+RGD-modi+fi+ed+surfaces+to+improve+neurite+outgrowth+in+a+co-culture+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Tissue+Eng+Regen+Med%22%5BJournal%5D)">Differentiated adipose-derived stem cells act synergistically with RGD-modi fi ed surfaces to improve neurite outgrowth in a co-culture model.</a> J Tissue Eng Regen Med. , (2013).</li>
<li>Summa, P. G., Kalbermatten, D., Raffoul, W., Terenghi, G., Kingham, P. J. Extracellular Matrix Molecules Enhance the Neurotrophic Effect of Schwann Cell-Like Differentiated. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSumma%2C+PG+%22Tissue+Eng%22">Tissue Eng</a>. 19 (3-4), 368-379 (2013).</li>
<li>Fudge, N. J., Mearow, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+matrix-associated+gene+expression+in+adult+sensory+neuron+populations+cultured+on+a+laminin+substrate%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Extracellular matrix-associated gene expression in adult sensory neuron populations cultured on a laminin substrate.</a> BMC Neurosci. 14 (15), 1-19 (2013).</li>
<li>Stabenfeldt, S. E., LaPlaca, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variations+in+rigidity+and+ligand+density+influence+neuronal+response+in+methylcellulose-laminin+hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomater%22%5BJournal%5D)">Variations in rigidity and ligand density influence neuronal response in methylcellulose-laminin hydrogels.</a> Acta Biomater. 7 (12), 4102-4108 (2011).</li>
<li>Terenghi, G., Wiberg, M., Kingham, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chapter+21%3A+Use+of+stem+cells+for+improving+nerve+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Inl+Revi+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Chapter 21: Use of stem cells for improving nerve regeneration.</a> Inl Revi Neurobiol. 87 (09), 393-403 (2009).</li>
<li>Richardson, J. a, Rementer, C. W., Bruder, J. M., Hoffman-Kim, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidance+of+dorsal+root+ganglion+neurites+and+Schwann+cells+by+isolated+Schwann+cell+topography+on+poly%28dimethyl+siloxane%29+conduits+and+films%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Guidance of dorsal root ganglion neurites and Schwann cells by isolated Schwann cell topography on poly(dimethyl siloxane) conduits and films.</a> J Neural Eng. 8 (4), 046015(2011).</li>
<li>Seggio, aM., Narayanaswamy, A., Roysam, B., Thompson, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-aligned+Schwann+cell+monolayers+demonstrate+an+inherent+ability+to+direct+neurite+outgrowth%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Self-aligned Schwann cell monolayers demonstrate an inherent ability to direct neurite outgrowth.</a> J Neural Eng. 7 (4), 046001(2010).</li>
<li>Xu, F. J., Wang, Z. H., Yang, W. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surface+functionalization+of+polycaprolactone+films+via+surface-initiated+atom+transfer+radical+polymerization+for+covalently+coupling+cell-adhesive+biomolecules%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Surface functionalization of polycaprolactone films via surface-initiated atom transfer radical polymerization for covalently coupling cell-adhesive biomolecules.</a> Biomaterials. 31 (12), 3139-3147 (2010).</li>
<li>Armstrong, S. J., Wiberg, M., Terenghi, G., Kingham, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ECM+molecules+mediate+both+Schwann+cell+proliferation+and+activation+to+enhance+neurite+outgrowth%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">ECM molecules mediate both Schwann cell proliferation and activation to enhance neurite outgrowth.</a> Tissue Eng. 13 (12), 2863-2870 (2007).</li>
</ol>

Les auteurs confirment qu’il n’y a aucun conflit d’intérêts associé à cette publication.

Neurones DRG sont fréquemment utilisés chez les cellules neuronales pour la culture primaire pour étudier la régénération des neurones après axotomie in vivo. Voici un protocole précis pour la récolte de DRG de rats adultes est présentée, visant à réduire la population de cellules satellites dans l&#39;environnement sans compromettre la survie neuronale. Comme ASC différenciées en un phénotype SC-like sont une alternative valable à SC pour les thérapies cellulaires, un système de co-culture ASC / DRG SC-like est également décrite en détail. Il est largement connu que la laminine (ou séquences peptidiques laminine dérivés) ont un effet bénéfique sur la survie des neurones et la formation de neurites 31-33. Lors de la réalisation des cultures de neurones de DRG il est donc conseillé de chaque couche précédemment substrat de laminine, afin d&#39;éviter toute perte de fonctionnalité des cellules neuronales. Le concept de revêtements de laminine se applique également à des substrats de biomatériau pour la conception deconstructions d&#39;ingénierie de tissus, tels que le poly - caprolactone (PCL) fréquemment utilisés pour la fabrication de conduits 30 nerveuses. En outre, des travaux antérieurs ont démontré que des matrices de fibrine sont des matériaux appropriés pour des cultures de neurones en trois dimensions 11. En plus de revêtement de protéines, les modèles de co-culture offrent des conditions intéressantes pour la survie des neurones DRG et un environnement approprié pour étudier les interactions qui se produisent entre les neurones et SC dans le système nerveux périphérique après une lésion. Les cellules peuvent également être transplantées in vivo en utilisant des dispositifs de neurones afin de raccourcir le temps de recrutement de cellules autologues au site de la lésion. Ceci est particulièrement important dans des blessures graves, qui peuvent conduire à la sénescence cellulaire / mort et l&#39;atrophie musculaire. Bien que SC sont les cellules gliales les plus importants impliqués dans le processus de régénération du nerf périphérique et la myélinisation, leur disponibilité limitée et leur taux de prolifération lente les rend improprespour les applications d&#39;ingénierie tissulaire 34. ASC sont une alternative valable en raison de leur abondance et leur capacité à se différencier dans le phénotype de SC, exprimant des marqueurs spécifiques gliales et montrant des similitudes fonctionnelles native SC 19. ASC sont également capables de produire des protéines et facteurs de croissance 5 qui peuvent être bénéfiques à la formation et l&#39;extension des neurites par les neurones DRG dans un système de co-culture. Cependant, deux systèmes de co-culture différente peuvent être mis en place en fonction des besoins expérimentaux. La méthode proposée dans le présent document est une version révisée d&#39;un protocole bien établi dans notre laboratoire 11 et il se agit d&#39;un contact direct entre les deux types de cellules (co-culture directe), dans lequel le second type de cellules (neurones DRG) sont ensemencées sur le dessus des autres (SC-like ASC). Cette approche est basée sur les conclusions précédentes qui ont démontré l&#39;importance de la présence d&#39;une couche de cellules gliales sur le substrat lorsque l&#39;ensemencement des cultures de neurones 35 <sup&gt; - 37. Cet effet est probablement dû à des interactions cellule-cellule par l&#39;intermédiaire des intégrines et des DRG molécules de la MEC déposées à partir ASC et d&#39;autres indices sur la surface de cellules souches. On a également constaté qu&#39;une réduction de sérum de protéine dans le milieu a réduit la prolifération de cellules satellites contaminantes qui peuvent découler de la dissociation des neurones DRG, sans affecter les fonctions de l&#39;ASC. Cependant, les cellules satellites, y compris une petite population de SC, sont difficiles à éliminer complètement à partir de cultures de neurones de DRG et quelques cellules restantes seront également présents dans le système de co-culture. Il est donc important de noter que ces petites sous-populations peuvent également participer aux processus de myélinisation lors d&#39;études in vitro, rappelant les cellules autologues qui sont présents in vivo après une blessure. La deuxième approche (non présentée ici) implique l&#39;utilisation d&#39;inserts de culture cellulaire, en évitant un contact direct entre les deux types cellulaires différents (co-culture indirecte). Howeveuh, ce ne est pas représentatif des conditions in vivo au cours de la régénération nerveuse (réduction de la capacité des cellules neuronales de développer longs neurites), mais il est utilisé pour étudier l&#39;effet de facteurs diffusibles libérés dans le milieu par une certaine population de cellules sur la 38 autres .

Lésions des nerfs périphériques sont communs avec environ 9000 cas au Royaume-Uni se produisant chaque année dans une population jeune et surtout de travail 1. Malgré les techniques de réparation nerveuse microchirurgie, la restauration de la fonction normale est inaccessible avec facultés affaiblies entraînant la sensation de la main, la fonction motrice réduite et des douleurs fréquentes et l&#39;intolérance au froid 2. Ces blessures ont un impact profond et durable sur le patient et leur capacité à effectuer des activités de la vie quotidienne, avec moins de 60% ​​le retour au travail 3. Après une lésion, le phénotype et la morphologie des neurones et les cellules de Schwann (SC) de changement afin de créer un environnement approprié pour permettre à la germination de l&#39;axone. En cas de sectionnement, le nerf est divisé en proximale et distale souches; la souche proximale étant le point à partir duquel le processus de régénération a lieu, tandis que le moignon distal subit wallérienne dégénérescence après quoi le détachement de SCdes axones blessés, de-différencier et proliférer. Ce est fondamental vers l&#39;élimination des débris de myéline et la préparation du moignon distal pour 4,5 nerf re-génération. Axon germination est soutenu par la production de facteurs neurotrophiques et chimiokines publiées par SC au moignon distal, et guidé par la lame basale laissés à la suite Dégénérescence wallérienne 6,7. SC aligner le long de la régénération de l&#39;axone formant les bandes de Büngner, ce qui facilite la croissance des axones vers l&#39;organe cible, ce qui réduit l&#39;extérieur du tube de ramification endoneurale. Après réinnervation, SC former la nouvelle gaine de myéline enveloppant les axones régénérés, mais la fonction sensorielle et motrice ne est que partiellement restauré 8. Ganglions de la racine dorsale (DRG) sont des structures situées dans la trous intervertébraux de la colonne vertébrale, contenant les cellules neuronales sensorielles innervant les organes périphériques. Lorsque dissocié, ils peuvent être utilisés en tant que modificateur approprié in vitroel pour l&#39;étude de la régénération nerveuse 9-11, y compris les enquêtes de formation de la myéline. En particulier, les neurones de DRG adulte imitent les caractéristiques in vivo de ces cellules et de fournir un formidable outil pour étudier de nouvelles stratégies de réparation des nerfs périphériques dans l&#39;ingénierie tissulaire. Co-cultures représentent un système dynamique qui simule in vitro de l&#39;interaction de deux (ou plusieurs) types de cellules dans un environnement particulier in vivo. L&#39;un des avantages de ces modèles de co-culture de cellules est la flexibilité et une haute contrôle qui peut être exercée sur l&#39;environnement extracellulaire. Neurones DRG ont été fréquemment utilisés dans les systèmes de co-culture avec SC pour imiter les interactions réelles qui se produisent entre les deux types de cellules dans le système nerveux périphérique 10,12 - 14. Il a été démontré que SC sécréter la matrice extracellulaire (ECM) des protéines et des facteurs de croissance qui peut remarquablement améliorer lacapacité des neurones de DRG de survivre et germer neurites 15,16. Toutefois, SC nécessite de longues périodes de temps de proliférer et, malgré les progrès de la technique de culture cellulaire, il est encore difficile de générer un nombre approprié de cellules pour les applications d&#39;ingénierie tissulaire. En outre, le sacrifice d&#39;un nerf sain est rendue nécessaire pour récolter SC autologue. Par conséquent, la différence dans l&#39;approvisionnement SC est important à la fois pour l&#39;ingénierie tissulaire et dans les tests in vitro de la régénération nerveuse. Dans cette perspective, l&#39;ASC peut être considéré comme une alternative intéressante pour le développement d&#39;une construction de génie tissulaire à être utilisé pour la réparation nerveuse périphérique 17,18. Des travaux antérieurs ont démontré la capacité de ces cellules à se différencier en SC-like ASC, exprimant gliales marqueurs caractéristiques, tels que la S-100, p75 et la protéine gliale fibrillaire acide (GFAP) 19, ainsi que la protéine de myéline zéro (P0) 20 . La sécrétion de facteurs de croissance gliaux, tels que le facteur neurotrophique dérivé du cerveau (BDNF), le facteur de croissance des nerfs (NGF) et le facteur neurotrophique dérivé des cellules gliales cellulaire (GDNF) a également été observée 21,22. Par conséquent, SC-like ASC peut être utilisé en tant que promoteur de la régénération des nerfs périphériques, comme l&#39;a démontré à la fois in vitro et in vivo de 23 à 26. En outre, l&#39;ASC peut être récolté par des procédures minimalement invasives en nombre plus élevé par rapport à d&#39;autres types de cellules souches; la fréquence des cellules souches dans le tissu adipeux est de 100 à 1000 fois plus élevée que dans la moelle osseuse 27, et ils ont un taux de prolifération plus élevé par rapport à des cellules souches mésenchymateuses de moelle osseuse et SC. Ce travail vise à fournir un protocole détaillé pour effectuer les récoltes à haut rendement de neurones DRG dissociés et ASC respectivement, ce dernier étant différenciées en cellules SC-like. La co-culture de ces deux types de cellules sera donc prévoir un système très pratique qui peut être utilisé pour de futures études sur la capacité de ne DRGurons à germer neurites et les mécanismes de formation de la myéline sur échafaudage différente pour l&#39;ingénierie du tissu nerveux.

<table><tbody><tr><td>100 et micro ; crépine à cellules m</td><td>BD Biosciences</td><td>352360</td><td>70 &mu ; Les passoires M (réf. 352350) peuvent être utilisées comme alternative</td></tr><tr><td>Tubes en plastique de 15 ml</td><td>Sarstedt</td><td>62.554.002</td><td></td></tr><tr><td>Tubes en plastique de 50 ml</td><td>Sarstedt</td><td>62.547.004</td><td></td></tr><tr><td>75 cm2 flacons</td><td>Corning</td><td>BC301</td><td></td></tr><tr><td>Acide rétinoïque >98 % HPLC</td><td>Sigma</td><td>R2625</td><td></td></tr><tr><td>Supplément ARA-C</td><td>Sigma</td><td>C6645</td><td></td></tr><tr><td>FGF-basic humain recombinant (154 aa)</td><td>Peprotech</td><td>100-18B</td><td></td></tr><tr><td>Albumine sérique bovine (BSA)</td><td>Sigma</td><td>A9205</td><td></td></tr><tr><td>Collagénase de type I</td><td>Gibco</td><td>17100-017</td><td>Remarque : cette collagénase n’est utilisée que pour la digestion des tissus adipeux</td></tr><tr><td>Collagénase de type IV</td><td>Worthington LS004188 biochimique</td><td></td><td>Remarque : cette collagénase n’est utilisée que pour dissocier les explants de DRG</td></tr><tr><td>Sérum fœtal bovin (FBS)</td><td>Biosera</td><td>FB-1001</td><td></td></tr><tr><td>Forskolin&nbsp ;</td><td>Sigma</td><td>F3917</td><td></td></tr><tr><td>Pipettes en verre</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB50253</td><td>Matériau tranchant à disposer en conséquence</td></tr><tr><td>Facteur de croissance gliale-2 (GGF-2)</td><td>Acorda Therapeutics</td><td></td><td>GGF-2 a été aimablement offert par Acorda Therapeutics. Pour une alternative disponible dans le commerce, nous recommandons NRG1-&beta ; 1 (R & D Systems, Abingdon) pour la différenciation des cellules souches à utiliser à la concentration finale de 200 ng/ml</td></tr><tr><td>Mélange de nutriments F12 HAM</td><td>Sigma</td><td>N6658</td><td>Chaud à 37 &deg ; C dans un bain-marie, sauf indication contraire</td></tr><tr><td>Hank' s Solution saline équilibrée (HBSS)</td><td>Sigma</td><td>H9394</td><td>Chaud à 37 &deg ; C dans un bain-marie sauf indication contraire</td></tr><tr><td>supplément N-2 (100x)</td><td>Invitrogen</td><td>17502</td><td></td></tr><tr><td>Facteur de croissance nerveuse 2.5s Protein, Glandes sous-maxillaires de souris&nbsp ; (NGF)</td><td>Millipore</td><td>NC011</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline-Streptomycine (PS)</td><td>Sigma</td><td>P0781</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">[en-tête]</td></tr><tr><td>Boîtes de Pétri</td><td>Corning</td><td>430165</td><td></td></tr><tr><td>Recombinant Humain PDGF-AA</td><td>Peprotech</td><td>100-13A</td><td></td></tr><tr><td>Trypsine&nbsp ;</td><td>Invitrogen</td><td>25200-056</td><td>Chaud à 37 &deg ; C dans un bain-marie. Ceci est utilisé pour le détachement cellulaire des flacons de culture tissulaire</td></tr><tr><td>Trypsine (2x pancréas bovin)</td><td>Worthington</td><td>Biochemical LS003703</td><td>Ceci est utilisé pour la dissociation DRG</td></tr><tr><td>Minimum Essential Medium Eagle (MEM)</td><td>Sigma</td><td>M8042</td><td>Warm at 37 &deg ; C dans un bain-marie, sauf indication contraire</td></tr><tr><td>2-mercaptoéthanol</td><td>Sigma</td><td>M3148</td><td>Préparer la solution dans l’armoire biologique</td></tr></tbody></table>

les ganglions rachidiens neurones et les cellules souches différenciées dérivées de tissu adipeux: un<em&gt; in vitro</em&gt; co-culture modèle pour étudier la régénération des nerfs périphériques

Dorsal Root Ganglia Neurons and Differentiated Adipose-derived Stem Cells: An In Vitro Co-culture Model to Study Peripheral Nerve Regeneration

Les neurones des ganglions de la racine dorsale (DRG), situés dans les foramens intervertébraux de la colonne vertébrale, peuvent être utilisés pour créer un système in vitro facilitant l’étude de la régénération nerveuse et de la myélinisation. Les cellules gliales du système nerveux périphérique, les cellules de Schwann (SC), sont des facilitateurs clés de ces processus ; Il est donc crucial d’étudier ensemble les interactions de ces composants cellulaires. Le contact direct entre les neurones DRG et les cellules gliales fournit des stimuli supplémentaires détectés par des récepteurs membranaires spécifiques, améliorant ainsi la réponse neuronale. Les SC libèrent des facteurs de croissance et des protéines dans le milieu de culture, qui améliorent la survie des neurones et stimulent la germination et l’extension des neurites. Cependant, les cellules souches embryonnaires nécessitent un long temps de prolifération pour être utilisées pour des applications d’ingénierie tissulaire et le sacrifice d’un nerf sain pour leur approvisionnement. Les cellules souches dérivées du tissu adipeux (ASC) différenciées en phénotype SC sont une alternative valable à la SC pour la mise en place d’un modèle de co-culture avec des neurones DRG pour étudier la régénération nerveuse. Le présent travail présente un protocole détaillé et reproductible, étape par étape, pour récolter à la fois les neurones DRG et l’ASC de rats adultes ; différencier l’ASC vers un phénotype SC ; et combine les deux types de cellules dans un système de co-culture directe pour étudier l’interaction entre les neurones et les cellules souches embryonnaires dans le système nerveux périphérique. Cet outil a un grand potentiel dans l’optimisation des constructions d’ingénierie tissulaire pour la réparation des nerfs périphériques.

Les cultures de neurones de DRG dissociés représentent un modèle adapté à vitro pour l&#39;étude de la régénération nerveuse. Cependant, les substrats non traités ne prévoient pas un environnement approprié pour la fixation de DRG et l&#39;extension des neurites. SC-like ASC sont capables de produire des facteurs de croissance et des chimiokines 19 qui peuvent améliorer la capacité des neurones de DRG à germer neurites quand ils sont libérés dans le milieu de culture. La présence de SC-ASC comme dans le système de culture peut donc jouer un rôle important dans la régulation des fonctions de DRG. Ce protocole (Figure 1) illustre la procédure à effectuer une co-culture directe des ASC et DRG neurones SC-like, au cours de laquelle les cellules neuronales se mettent en contact direct avec déjà ensemencé ASC SC-like. La principale difficulté associée à cette procédure est la grande variabilité du nombre de neurones DRG récoltées à partir de différents animaux. Pour cette raison, les résultats peuvent être parfois difficile de COMPARe et une attention particulière devrait être accordée au cours de la procédure d&#39;ensemencement afin de toujours obtenir une densité cellulaire comparable dans chaque expérience. Le protocole a été optimisée afin de réduire au minimum le nombre de cellules satellites restants de la dissociation des neurones DRG en utilisant le gradient de BSA (étape 3.11). En outre, la cytosine-arabinose (ARA-C) supplément peut être ajouté au milieu de BS afin de réduire davantage la population cellulaire par satellite, tel que décrit par Kingham et al. 11. Cependant, le choix de la durée du traitement doit être soigneusement équilibrée avec le DRG et SC-ASC comme vitalité, également affectée par la présence d&#39;ARA-C supplément dans le milieu de culture. Par conséquent, il est très difficile de réaliser un système exempt de cellules par satellite. La figure 2 montre l&#39;importance de l&#39;ASC comme SC-DRG neurite pour la germination dans un modèle de co-culture en utilisant des poly non traité et modifié chimiquement - caprolactone (PCL) films comme substrats. Neurones DRG étaient maintained en culture pendant 3 jours en présence ou en l&#39;absence de SC-like ASC, en utilisant une solution mélangée contenant 50% de milieu BS et 50% de milieu de différenciation de cellules souches, de la manière décrite dans l&#39;étape 4.5. Après cette période, les cellules ont été fixées dans 4% de paraformaldehyde et colorées avec β-tubuline III (neurones DRG) et S100 (SC-like ASC) d&#39;enquêter sur la morphologie des cellules et d&#39;étudier la capacité des neurones DRG pour dépasser neurites. Aucun des neurites ont été observés sur des surfaces non traitées en l&#39;absence de SC-like ASC (figure 2A), tandis que la formation des neurites a été nettement améliorée dans le système de co-culture (figure 2C). En moyenne, le nombre de neurites par corps cellulaire significativement accrue de 0 à 3 en présence de cellules souches. La confirmation de ces résultats a également été donnée par microscopie électronique à balayage (MEB) d&#39;analyse, représenté sur la figure 3. En particulier, les images au MEB montrent que la capacité des neurones de DRG à germer neurites se produit de préférence en conjonctionavec comme SC-ASC, comme indiqué par les flèches sur la figure 3C jaunes. Il convient de souligner que l&#39;utilisation de substrats de laminine modifié (y compris les peptides tirés de la laminine) dans les systèmes de culture contenant les neurones de DRG a souvent été définie comme un état ​​convenable pour la culture de cellules neuronales, ayant des effets remarquables sur la formation des neurites et l&#39;extension de 30 à 32 . Cependant, les résultats présentés à la figure 2D et la figure 3D montre que la combinaison de signaux chimiques et biologiques peut en outre améliorer la réponse des neurones de DRG. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/52543/52543fig1highres.jpg" /> Figure 1. Préparation du système ASC co-culture DRG-SC-like directe. Neurones DRG et l&#39;ASC sont dérivées respectivement de la colonne vertébrale et la graisse viscérale et inguinale du mal adultee rats Sprague-Dawley. Après la digestion du tissu adipeux par une cascade de réactions enzymatiques, ASC sont différenciées en cellules SC-like et maintenu dans des conditions sub-confluentes jusqu&#39;à utilisation. SC-like ASC sont pré-ensemencés sur chaque substrat 24 heures avant la récolte de DRG. Le jour, les neurones de DRG dissociés sont extraits et une série d&#39;actions enzymatiques et mécaniques. Les neurones sont ensuite ensemencées sur le haut de l&#39;ASC de SC comme précédemment ensemencée et maintenues en culture jusqu&#39;à l&#39;essai (milieu mixte: contenant 50% de la tige milieu de différenciation cellulaire et 50% de milieu de BS modifié). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52543/52543fig1large.jpg" target="_blank">Se il vous plaît, cliquez ici pour afficher une plus grande version de ce chiffre.</a> <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/52543/52543fig2highres.jpg" /> Figure 2. fluorescence images de neurones DRG dans des conditions de culture différentes.(A) des films PCL non traités; (B) des films PCL RGD modifiés; (C) co-cultivées avec des SC comme ASC sur les films PCL non traités; (D) co-cultivées avec des SC comme ASC sur les films PCL RGD modifiés. Les cellules ont été maintenues en culture pendant 3 jours en utilisant une solution mélangée contenant 50% de milieu de BS modifié et 50% de milieu de différenciation de cellules souches. Après ce temps, les cellules ont été fixées dans 4% de paraformaldehyde, perméabilisées dans une solution de Triton-X, et les sites de liaison non spécifiques ont été bloqués avec 1% de BSA. Cellules neuronales ont ensuite été colorées contre la β-tubuline III (FITC; vert) et SC-like ASC contre S-100 (AlexaFluor568; rouges) anticorps. Enfin noyaux ont été colorés avec du DAPI (bleu). Les images ont été acquises en utilisant un microscope à fluorescence (Olympus BX60, Japon). (Re-print avec la permission de de Luca et al. 30. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52543/52543fig2large.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir un plus grand vers</a>ion de ce chiffre. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/52543/52543fig3highres.jpg" /> Figure 3. images SEM de neurones DRG dans des conditions de culture différentes (A) des films PCL non traitées (B) des films PCL RGD modifiés;. (C) co-cultivées avec des ASC SC-comme sur films PCL non traités; (D) co-cultivées avec SC-ASC comme le PCL films de RGD modifié. Les flèches jaunes indiquent les points de contact entre SC comme ASC et DRG, confirmant leur interaction directe dans le système de co-culture. Les cellules ont été maintenues en culture pendant 3 jours et fixées dans 2,5% de glutaraldéhyde. À la suite de la déshydratation en série graduée d&#39;éthanol (50%, 70%, 90%, 100%), les cellules sont finalement rincées à l&#39;hexaméthyldisilazane et on les sèche avant de monter sur les moignons et de l&#39;or de pulvérisation pour l&#39;analyse SEM. Les images ont été acquises à l&#39;aide d&#39;une SEM (Zeiss EVO60, Royaume-Uni) avec un vol accélérationtage de 10kV. (Re-print avec la permission de de Luca et al. 30. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52543/52543fig3large.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>

Ganglions de la racine dorsale (DRG) sont des structures contenant les neurones sensoriels du système nerveux périphérique. Lorsqu&#39;ils sont dissociés, ils peuvent être co-cultivées avec des cellules souches du tissu adipeux SC-like (ASC), fournissant un modèle précieux pour étudier in vitro la régénération nerveuse et la myélinisation, imitant l&#39;environnement in vivo au site de la lésion.

Les ganglions rachidiens neurones et les cellules souches différenciées dérivées de tissu adipeux: Un<em&gt; In Vitro</em&gt; Co-culture modèle pour étudier la régénération des nerfs périphériques

Dorsal root ganglia (DRG) neurons, located in the intervertebral foramina of the spinal column, can be used to create an in vitro system facilitating the ...

L'objectif général de cette procédure est d'établir des cultures mixtes de cellules souches dérivées du tissu adipeux et de neurones du ganglion de la racine dorsale, ou neurones GRD, afin d'étudier la régénération nerveuse in vitro. Cette approche consiste d'abord à obtenir des cellules souches dérivées du tissu adipeux non différenciées à partir du tissu adipeux de rat. Dans une deuxième étape, les cellules sont différenciées en cellules de type cellules de Schwann à l'aide d'un cocktail de facteurs de croissance.Ensuite, les neurones des ganglions de la racine dorsale sont prélevés à partir de la moelle épinière d'un rat et, dans la dernière étape, les neurones sont placés sur les cellules souches différenciées afin de générer un système de co-culture in vitro. Enfin, les cellules sont marquées par des marqueurs neuronaux et gliaux afin de faciliter la croissance des neurites, leur quantification, puis observées par microscopie électronique à balayage pour une évaluation morphologique. Cette méthode peut aider à répondre à différentes questions dans le domaine de la médecine régénérative, telles que la manière dont les cellules souches adipeuses interagissent avec des neurones organotropes sur divers biomatériaux ?La démonstration de cette méthode est essentielle car elle implique des étapes difficiles à apprendre en raison de la faible accessibilité et de la petite taille des tissus dans une cabine biologique. Commencez par utiliser une paire de ciseaux et une lame de rasoir stérile pour hacher finement la graisse viscérale et inguinale prélevée sur des rats mâles adultes spro dolly, jusqu'à obtenir une consistance fine. Ensuite, transférez la suspension grasse obtenue dans un tube contenant 15 millilitres d'une solution fraîchement préparée de collagénase de type I, filtrée et stérilisée, puis placez le tube dans un bain-marie à 37 degrés Celsius sous agitation continue pendant 30 à 60 minutes.Surveillez attentivement la digestion en l'arrêtant avant que le tissu ne soit complètement dissocié afin d'améliorer la viabilité et le rendement cellulaires. Lorsque le tissu est prêt, filtrez-le à travers un tamis cellulaire de 100 microns. Une bonne digestion donne une consistance homogène de type adipeux, de couleur beige, qui apparaît uniforme lors d'un léger brassage.Neutralisez les enzymes digestives avec 15 millilitres de milieu de croissance pour cellules souches à 37 degrés Celsius supplémenté en FBS. Ensuite, centrifugez les cellules pour recueillir la fraction vasculaire stromale. Aspirez le surnageant en partant de la couche supérieure de graisse.Resuspendre le culot dans un millilitre de tampon ISIS pour les globules rouges à l’aide d’une pipette. Après une minute, arrêter la lyse en ajoutant 10 millilitres de milieu frais, puis centrifuger à nouveau les cellules. Aspirer maintenant soigneusement le surnageant S.Ressuspendre les cellules dans 10 millilitres de milieu et ensemencer les cellules dans des flacons de 75 centimètres carrés à 37 degrés Celsius et 5 % de dioxyde de carbone. Maintenir les cellules à des niveaux subconfluents jusqu'au premier ou deuxième passage, moment auquel les cellules sont prêtes à être différenciées en cellules de type cellules de Schwann par un traitement au bêta-mercaptoéthanol et à l'acide rétinoïque, afin d'obtenir les neurones des ganglions de la racine dorsale après la récolte de la moelle épinière.Commencez par retirer toutes les parties dorsales, puis utilisez des ciseaux chirurgicaux stériles et pointus pour diviser la colonne vertébrale en deux moitiés selon l'axe longitudinal, afin d'exposer le tissu de la moelle. Coupez la colonne vertébrale en deux segments plus petits au-dessous du niveau de la cage thoracique, puis utilisez une pince fine pour retirer délicatement tout le tissu médullaire. Veillez à ne pas tirer ni enlever les racines des ganglions rachidiens (DRG), qui apparaissent sous forme de filaments blancs sortant directement des canaux.Une fois que tous les tissus centraux ont été retirés, utilisez des pinces très fines pour extraire l'ensemble de la racine du ganglion rachidien, en pénétrant profondément dans les canaux vertébraux et en prenant soin de ne pas endommager les racines des ganglions. Placez le ganglion rachidien dans une boîte de Pétri de 60 millimètres de diamètre contenant trois à quatre millilitres de milieu Hams F12 supplémenté en antibiotiques. Ensuite, sous un microscope stéréo, utilisez des pinces stériles et un scalpel pour éliminer toutes les racines nerveuses excédentaires entourant les ganglions, afin de réduire la contamination par les cellules satellites.Ensuite, transférez le GSR dans une boîte de Pétri carrée de 35 millimètres de côté contenant 1,8 millilitre de milieu F 12 frais et ajoutez 200 microlitres de collagénase. Solution mère de type quatre. Incubez le GSR pendant une heure, puis aspirez soigneusement le milieu à l’aide d’une pipette en verre.Veiller à ne pas aspirer ni endommager le ganglion de la racine dorsale. Répéter l'étape de collage au collagénase et laver le ganglion de la racine dorsale avec le milieu F 12. Après le deuxième lavage, ajouter 1,8 millilitre de milieu F 12 et 200 microlitres de trypsine aux cellules.Éliminer la trypsine et ajouter un millilitre de milieu supplémenté avec 500 microlitres de SFB pour arrêter la réaction enzymatique. Ensuite, aspirer le milieu et laver délicatement le ganglion rachidien avec le milieu F 12 trois fois afin d'éliminer toute trace de sérum. Ajouter ensuite deux millilitres de milieu F 12 frais aux cellules et utiliser une pipette en verre pour transférer soigneusement la suspension cellulaire dans un tube de 15 millilitres.Pipetez de haut en bas huit à dix fois pour dissocier délicatement les neurones, puis laissez le palais s'accumuler au fond du tube une fois qu'il est déposé. Transférez le surnageant dans un nouveau tube et ajoutez deux millilitres de milieu F 12 frais au palais. Répétez la dissociation mécanique et le transfert de milieu jusqu'à ce que la suspension devienne homogène.Ensuite, homogénéisez la suspension cellulaire trois à quatre fois, puis filtrez la suspension homogénéisée obtenue à travers un tamis cellulaire de 100 microns dans un nouveau tube de 50 millilitres. Centrifugez les cellules dans un tube de 15 millilitres ; pendant la centrifugation, pipetez lentement le 15 % d'albumine de sérum bovin fraîchement préparée le long de la paroi intérieure d'un tube de 15 millilitres, maintenu à un angle de 45 degrés, afin de créer un gradient progressif de protéines.En utilisant les numéros sur le tube comme référence pour la trajectoire formée, aspirez ensuite le surnageant des cellules en conservant les derniers 500 microlitres pour la resuspension, suspendez le culot et redistribuez lentement les cellules le long de la trace protéique dans le nouveau tube. Après avoir centrifugé les cellules à nouveau, resuspendez le culot dans un millilitre de milieu BS modifié et ensemencez les cellules dans un petit volume de milieu. Dans une plaque de 24 puits, après deux heures lorsque les cellules se sont fixées, ajoutez du milieu BS frais supplémenté avec 15 nanogrammes par millilitre de facteur de croissance nerveux suite à la dissociation.Les cellules du ganglion rachidien peuvent également être utilisées en co-culture avec les cellules souches adipeuses de type cellule de Schwann en les semant au-dessus des cellules pré-semées. Ces images démontrent l'importance des cellules souches adipeuses de type cellule de Schwann pour la formation de neurites des ganglions rachidiens dans un modèle de co-culture utilisant des films de polycaprolactone comme substrats. Aucun neurite n'a été observé sur les surfaces non traitées en l'absence de cellules souches adipeuses de type cellule de Schwann, tandis que la formation des neurites a été nettement améliorée dans le système de co-culture.En moyenne, le nombre de neurites par corps cellulaire augmente de manière significative en présence de cellules souches. En effet, comme le montrent ces images, la capacité des neurones des ganglions rachidiens à émettre des neurites se produit préférentiellement en association avec des cellules souches différenciées, comme l'indiquent les flèches jaunes roses. Ainsi, après avoir visionné cette vidéo, vous devriez désormais être en mesure d'obtenir des cellules souches dérivées de lib et de dissocier des neurones DGen.Mais vous devriez également être en mesure de mettre en place un modèle pour étudier la dégénérescence périphérique moyenne.

dorsal-root-ganglia-neurons-differentiated-adipose-derived-stem-cells

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Étude génétique de la régénération des axones avec cultivées adultes dorsaux neurones ganglion de la racine

Cette vidéo présente une méthode pour développer des ganglions de la racine dorsale ou une culture d’explants DRG et des modèles cellulaires dissociés de DRG à l’aide de tissus DRG de souris isolés. Ces modèles aident à étudier divers mécanismes d’interactions neurones-gliales dans un environnement contrôlé.

Génération d’un explant ganglionnaire racinaire dorsal et d’une culture cellulaire dissociée

Cette vidéo présente une méthode de prélèvement de neurones dans les ganglions de la racine dorsale (DRG). Les DRG de la colonne vertébrale d'un rat sont isolés, traités avec des enzymes, puis dissociés mécaniquement pour obtenir une suspension unicellulaire. Les neurones sont séparés des cellules gliales par centrifugation à gradient de densité et cultivés dans un milieu de croissance.

Technique de prélèvement et de dissociation des ganglions de la racine dorsale pour les cultures neuronales

Cette vidéo montre le modèle de coculture d’un explant ganglionnaire de la racine dorsale et de cellules de Schwann. Dans des conditions de coculture, l’acide ascorbique favorise la différenciation des cellules de Schwann en formes myélinisantes. Les cellules de Schwann myélinisantes enveloppent les axones plusieurs fois pour créer une gaine de myéline, essentielle à la fonction nerveuse.

Co-culture d’un explant de ganglion de la racine dorsale avec des cellules de Schwann pour la myélinisation des neurones

Ce protocole présente l’utilisation d’une injection de ganglion de la racine dorsale (DRG) avec un vecteur viral et d’une lésion concomitante par écrasement de la racine dorsale chez un rat adulte comme modèle pour étudier la régénération sensorielle des axones. Ce modèle convient à l’étude de l’utilisation de la thérapie génique pour favoriser la régénération sensorielle des axones.

Racine Dorsale Ganglion Injection et Racine Dorsale Crush blessures comme modèle pour la régénération sensorielle Axon

Dans le présent rapport, les avantages de culture organotypique et dissocié des cultures primaires des ganglions rachidiens provenant de souris sont mises en évidence afin d’étudier un large éventail de mécanismes associés aux interactions neurone-gliales, neuroplasticité, neuroinflammation et réponse à l’infection virale.

Souris adulte DRG Explant et dissocié des modèles cellulaires pour étudier la neuroplasticité et réponses aux agressions environnementales y compris l’Infection virale

Les cultures primaires (DRG) les ganglions de la racine dorsale sont fréquemment utilisés pour étudier les fonctions physiologiques ou pathologie imprévisibles dans les neurones sensoriels. Ici, nous montrent l’utilisation de cultures DRG lombaires pour détecter la libération de neurotransmetteurs après le type de récepteur de neuropeptide FF 2 stimulation avec un agoniste sélectif.

Isolement des ganglions de la racine dorsale et la Culture primaire afin d’étudier la libération des neurotransmetteurs

Nous présentons un modèle in vitro pour évaluer la capacité neurorégénérative olfactive d’ensheathing de glia (OEG), après dommages neuronaux. Il est basé sur une coculture de neurones ganglionnaires rétiniens adultes axotomisés (RGN) sur les monocouches OEG et l’étude subséquente de la régénération axonale, en analysant les marqueurs axonals et somatodendritiques RGN.

Coculture de neurones rétiniens axotomisés de ganglion de rat avec glia ensheathing olfactif, comme modèle in vitro de régénération axonale adulte

Dans le système de coculture des ganglions de la racine dorsale et des cellules de Schwann, la myélinisation du système nerveux périphérique peut être étudiée. Ce modèle offre des possibilités expérimentales d’observer et de quantifier la myélinisation périphérique et d’étudier les effets des composés d’intérêt sur la gaine de myéline.

Myélinisation in vitro d’axones périphériques dans une coculture d’explants de ganglions radiculaires dorsaux de rat et de cellules de Schwann

Ce protocole fournit une technique pour récolter et cultiver le ganglion de la racine dorsale (DRG) explanté de rats Sprague Dawley adultes dans un dispositif à compartiments multiples (MC).

Récolte, intégration et culture de ganglions de la racine dorsale dans des dispositifs à compartiments multiples pour étudier les caractéristiques neuronales périphériques

Ce protocole décrit les méthodes d’établissement de cultures entières et dissociées de ganglions de la racine dorsale (DRG) de souris et leur utilisation pour évaluer les interactions tumeur-nerf.

Établissement de modèles in vitro de culture de ganglions de la racine dorsale : approches complémentaires pour l’étude de la diaphonie cancéreux-nerf

Découvrez un modèle de co-culture in vitro entre neurones des ganglions rachidiens et cellules souches dérivées du tissu adipeux pour étudier la régénération nerveuse périphérique chez le rat.

Les ganglions rachidiens neurones et les cellules souches différenciées dérivées de tissu adipeux: Un In Vitro Co-culture modèle pour étudier la régénération des nerfs périphériques (Vidéo) | JoVE Journal

Les ganglions rachidiens neurones et les cellules souches différenciées dérivées de tissu adipeux: Un

Explorer plus de vidéos