Name: Conçu vascularisé Muscle Flap (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-11T09:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 18 s
Description: Apprenez à créer un lambeau musculaire vascularisé pour la reconstruction de la paroi abdominale complète en utilisant un modèle murin. Cette technique d'ingénierie tissulaire améliore la viabilité du greffon grâce à une vascularisation optimale.

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Cette recherche a été financée par la subvention du Conseil européen de la recherche FP7 281501, ENGVASC.

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<li>Tee, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+engineered+cardiac+muscle+flaps+in+syngeneic+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Tiss+eng.+Part+A%22%5BJournal%5D)">Transplantation of engineered cardiac muscle flaps in syngeneic rats.</a> Tiss eng. Part A. (19-20), 1992-1999 (2012).</li>
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Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Les progrès de l&#39;ingénierie tissulaire ont été atteints avec une demande croissante pour les tissus de substitution pour la reconstruction de divers types de tissus. Une variété de 1,17,18 synthétiques et biologiques 14-16 matériaux ainsi que les méthodes de fabrication ont été évalués pour leur capacité à répondre à ces demandes. Cependant, malgré les progrès dans les soins cliniques et en ingénierie tissulaire, la restauration des défauts de pleine épaisseur paroi abdominale reste un défi. Un...

Les défauts de la paroi abdominale surviennent souvent à la suite de traumatismes graves, le traitement du cancer, des brûlures et l&#39;enlèvement de maille infecté. Ces défauts impliquent souvent la perte de tissu importante, nécessitant des interventions chirurgicales complexes et présentant un défi majeur pour les chirurgiens de reconstruction plastique 1-4. Les chercheurs de l&#39;ingénierie tissulaire qui cherchent de nouvelles sources de tissus artificiels ont exploré différents matériaux, sources de cellules et facteurs de croissance. Restaurations réussies de divers tissus, tels que le 5,6 trachée, de la vessie 7, 8 cornée, os 9 et de la peau 10, par implantation d&#39;ingénierie de tissus ont été précédemment rapportés. Cependant, la fabrication d&#39;une ingénierie tissulaire vascularisé épaisse, en particulier pour la reconstruction de gros défauts, demeure un défi important dans l&#39;ingénierie tissulaire. L&#39;un des principaux facteurs limitant l&#39;épaisseur d&#39;une construction de tissu viable est le contrôle de l&#39;approvisionnement en oxygène à ses inconvénientstituent des cellules. Lorsqu&#39;ils se fient à la diffusion, construire épaisseur est limitée à celle d&#39;une couche très mince. La distance maximale entre l&#39;oxygène et en éléments nutritifs capillaires fournir in vivo est d&#39;environ 200 pm, qui est en corrélation avec la limite de diffusion de l&#39;oxygène 11,12. Vascularisation insuffisante peut entraîner une ischémie tissulaire et grimper à la résorption du tissu ou de nécrose 13. En outre, le matériau idéal utilisé pour la reconstruction tissulaire doit être biocompatible et non immunogène. Il doit aussi être capable de favoriser une plus grande intégration de cellules hôtes avec le biomatériau et le maintien de l&#39;intégrité structurelle. Divers biologiques 14-16 et synthétiques 1,17,18 matrices ont déjà été explorées pour la reconstruction des tissus, mais leur utilisation reste limitée à cause du manque d&#39;approvisionnement en sang efficaces, les infections ou la force insuffisante des tissus. Dans cette étude, une cellule-emb biocompatibleéchafaud edded composé de la Food and Drug Administration (FDA) poly -approuvé acide L-lactique (PLLA) / poly acide lactique-co-glycolique (PLGA), a été implanté autour des vaisseaux artère et la veine fémorales (AV) d&#39;une souris nude et séparée du tissu environnant, en assurant la vascularisation des vaisseaux AV uniquement. Une semaine après l&#39;implantation, la greffe était viable, épais et bien vascularisé. Ce tissu vascularisé épais avec les vaisseaux AV, a ensuite été transféré comme un lambeau pédiculé à un défaut de pleine épaisseur abdominale chez la même souris. Une semaine après le transfert, le volet était viable, vascularisé et bien intégré avec le tissu environnant, la force portante suffisante pour supporter viscères abdominaux. Ainsi, le rabat de l&#39;ingénierie tissulaire vascularisé épais, portant un pédicule autologue, présente une nouvelle méthode pour réparer des défauts de pleine épaisseur paroi abdominale.

<table><tbody><tr><td>petites ciseaux droites fines</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>14090-09</td><td></td></tr><tr><td>ciseaux à ressort</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>15003-08</td><td></td></tr><tr><td>pince droite à pointe fine</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>pince dentée&nbsp ;</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>porte-aiguille</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Cautériseur pour petits récipients&nbsp ;</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>18000-00</td><td></td></tr><tr><td>Duratears</td><td>Alcon</td><td>5686</td><td></td></tr><tr><td>Sedaxylan</td><td>Euravet</td><td>DJ03</td><td></td></tr><tr><td>Clorketam 1000</td><td>Vetoquinol</td><td>4A0726B</td><td></td></tr><tr><td>Buprénorphine</td><td>vetmarket</td><td>B15100</td><td></td></tr><tr><td>4-0 sutures en soie</td><td>Assut sutures</td><td>647</td><td></td></tr><tr><td>6-0 sutures en polypropylène</td><td>Sutures en</td> soie <td>Assut 9351F</td><td></td></tr><tr><td>8-0 Sutures en soie</td><td>Sutures Assut</td><td>684568</td><td></td></tr><tr><td>Seringue à insuline (aiguille de 6 mm)</td><td>Système</td><td>d’échographie</td> haute résolution BD 324911 <td></td></tr><tr><td>Vevo 2100</td><td>VisualSonics inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sonde non linéaire MS250</td><td>VisualSonics inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micromarqueur agent de contraste non ciblé</td><td>VisualSonics inc.</td>Cathéter de veine cathétrique de veine caudale <td>VS-11694</td><td></td></tr><tr><td></td><td>VisualSonics inc.</td><td>VS-11912</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel Vevo 2100</td><td>VisualSonics inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>fluorescéine isothiocyanate conjugué dextran</td><td>Sigma</td><td>FD500S</td><td></td></tr><tr><td>Matlab</td><td>Mathworks, MA, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimtech</td><td>34120</td><td></td></tr><tr><td>solution de démasquage de l’antigène</td><td>Vector laboratories</td><td>H-3300</td><td></td></tr><tr><td>anticorps anti-CD31</td><td>Abcam&nbsp ;</td><td>ab28364</td><td></td></tr><tr><td>chèvre biotinylée anticorps anti-lapin (secondaire)</td><td>Laboratoires de vecteurs</td><td>BA-1000</td><td></td></tr><tr><td>streptavidine-peroxydase</td><td>Jackson&nbsp ;</td><td>016-030-084</td><td></td></tr><tr><td>Solution d’hamatoxyline de Mayer</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MHS-16</td><td></td></tr><tr><td>kit de substrat aminoéthylcarbazole (AEC)</td><td>Life technologies, Invitrogen&nbsp ;</td><td>00-2007</td><td></td></tr><tr><td>Vectamount</td><td>Vector laboratories</td><td>H-5501</td><td></td></tr></tbody></table>

conçu vascularisé muscle flap

Engineered Vascularized Muscle Flap

L’un des principaux facteurs limitant l’épaisseur d’une construction tissulaire et sa viabilité et son applicabilité in vivo, est le contrôle de l’apport d’oxygène au microenvironnement cellulaire, car la diffusion passive est limitée à une couche très mince. Bien que divers matériaux aient été décrits pour restaurer l’intégrité des défauts de pleine épaisseur de la paroi abdominale, aucun matériau ne s’est encore avéré optimal, en raison d’une faible vascularisation du greffon, d’un rejet tissulaire, d’une infection ou de propriétés mécaniques inadéquates. Ce protocole décrit un moyen d’ingénierie d’un lambeau entièrement vascularisé, d’une épaisseur pertinente pour la reconstruction du tissu musculaire. Des constructions d’acide polylactique et d’acide polylactique co-glycolique intégrées dans des cellules sont implantées autour de l’artère fémorale et de la veine de la souris et maintenues in vivo pendant une période d’une ou deux semaines. Le greffon vascularisé est ensuite transféré sous forme de lambeau vers un défaut de pleine épaisseur réalisé dans l’abdomen. Cette technique remplace la nécessité de sacrifications de tissus autologues et peut permettre l’utilisation de lambeaux vascularisés conçus in vitro dans de nombreuses applications chirurgicales.

La vascularisation du greffon et de la perfusion in vivo Les greffons ont été implantées une ou deux semaines avant leur transfert comme volets axiaux. À une et deux semaines après l&#39;implantation, l&#39;observation brut de la zone de greffe révélé greffes de tissus viables et vascularisées. Ces greffes se sont avérées hautement vascularisé, tel que déterminé par immuno-coloration de CD31 positive (Figure 1A), et très perfusé, comme en témoigne injection veine ca...

À ce jour, les défauts des tissus épais sont généralement reconstruits par l’application de lambeaux de tissus autologues ou de tissus modifiés. Dans ce protocole, nous présentons une nouvelle méthode d’ingénierie d’un lambeau de tissu vascularisé portant un pédicule autologue, pour servir de substitut aux lambeaux autologues.

Conçu vascularisé Muscle Flap

One of the main factors limiting the thickness of a tissue construct and its consequential viability and applicability in vivo, is the control of oxygen ...

L'objectif général de cette procédure est de créer un lambeau tissulaire bien vascularisé destiné à la reconstruction de défauts pariétaux abdominaux en full-thickness. Cela est réalisé en préparant d'abord une matrice biodégradable en acide polylactique poly acide lactique-co-glycolique. Ensuite, des cellules endothéliales, des cellules musculaires et des fibroblastes sont ensemencées, et la greffe est cultivée in vitro afin de permettre aux cellules de s'auto-assembler.Ensuite, le tissu génétiquement conçu est implanté autour de l'artère fémorale et des veines de la souris, où il subit une anastomose avec les vaisseaux de l'hôte et devient fortement vascularisé. Enfin, le tissu est transféré sous forme de lambeau pédiculé vers un défaut de la paroi abdominale de pleine épaisseur. Finalement, la vascularisation de la greffe est confirmée par échographie, l'injection de dextran marqué T et une immunomarquage pour CD31, tandis que la rigidité du lambeau est évaluée à l'aide d'un instrument d'essai biodynamique.Les principaux avantages de cette méthode par rapport aux méthodes existantes sont une mobilité réduite du site donneur et une viabilité élevée du lambeau modifié, qui peut être utilisé pour la construction de tissus mous en épaisseur totale. Cette méthode peut aider les patients présentant des défauts de la paroi abdominale en épaisseur totale. Le Dr. Dana Egozi, chirurgien plasticien, démontrera la procédure en collaboration avec mon laboratoire, et Anina Freimann l'assistera.Après avoir préparé les échafaudages et incorporé les cellules selon le protocole décrit, stériliser au autoclave les instruments chirurgicaux suivants : une petite paire de ciseaux droits fins, une paire de ciseaux à ressort, une pince droite à pointe fine, une pince crantée, une pince Hudson, un porte-aiguille et un scalpel à lame n°15. Préparer un mélange de 425 microlitres de kétamine et de 75 microlitres de xylazine dans un tube microcentrifuge, puis transférer dans une seringue. Ensuite, diluer la buprénorphine à 0,3 milligramme par millilitre au 1/20 dans du sérum physiologique stérile.Après avoir anesthésié la souris conformément au protocole décrit, placez-la sur une plateforme, chauffez-la à 37 degrés Celsius afin de maintenir sa température corporelle normale, puis fixez-la à la plateforme à l’aide d’un pansement adhésif. À l’aide de cotons-tiges, nettoyez le site d’incision avec de l’iodure, puis avec de l’éthanol à 70 %, afin de créer un champ opératoire stérile. Après avoir vérifié le niveau de sédation, utilisez un scalpel pour pratiquer une incision à travers la peau, depuis le genou jusqu’au ligament inguinal, parallèlement aux vaisseaux fémoraux, jusqu’à l’exposition de l’artère et de la veine fémorales.Utilisez des pinces ou des aiguilles pour maintenir la peau. Ensuite, à l’aide de ciseaux à ressort et de forceps, commencez par l’artère et la veine fémorales situées sous l’artère profonde et au-dessus de la bifurcation menant aux artères et veines tibiales et péronières, puis isolez soigneusement les vaisseaux fémoraux de l’artère et de la veine du tissu environnant. Laissez l’artère profonde intacte afin de préserver le flux sanguin vers la jambe et d’éviter toute ischémie ultérieure.Ensuite, repliez la greffe préparée précédemment autour de l'AV fémorale exposée située sous l'artère profonde et au-dessus de la bifurcation vers les AV tibiale et péronière, puis utilisez des fils de suture en soie 8-0 pour joindre ses extrémités. Afin de garantir la vascularisation de l'implant uniquement par les capillaires issus des vaisseaux AV fémoraux, placez un morceau de latex stérilisé sous la greffe, puis enroulez-le autour de celle-ci et de la suture à l’aide de fils en soie 6-0. Fermez ensuite la peau sus-jacente à l’aide de fils de suture en soie 4-0.Injecter la buprénorphine par voie sous-cutanée deux fois par jour pendant deux à trois jours. Surveiller attentivement la souris jusqu’à son réveil de l’anesthésie, puis chaque jour par la suite, jusqu’au transfert du greffon en lambeau. Une à deux semaines après l’implantation, après avoir anesthésié la souris, placer l’animal sur la platine chauffée et l’immobiliser.Après avoir nettoyé le site des incisions comme illustré précédemment dans cette vidéo, utilisez des ciseaux et une pince pour ouvrir soigneusement les points de suture dans la peau, puis, à l’aide d’un scalpel, pratiquez une incision cutanée perpendiculaire au ligament inguinal, en poursuivant à travers la peau ventrale. À l’aide d’un scalpel, pratiquez une incision dans la paroi abdominale ventrale. Retirez délicatement le morceau de latex et exposez le lambeau vascularisé.Ensuite, à l’aide de ciseaux et de forceps, disséquer le lambeau de tissu à partir du tissu environnant. À l’aide d’un fil de suture en soie 8-0, ligaturer l’extrémité distale de l’artère fémorale pour éviter tout saignement provenant de l’artère fémorale. Ensuite, cautériser l’artère fémorale au niveau du genou, en distal par rapport au tissu implanté replié et aux sutures 8-0. Transférer délicatement l’artère fémorale entourée par la greffe vers la paroi abdominale ventrale, en évitant d’endommager l’artère, afin de déterminer à quelle distance la perte de substance en plein épaisseur doit être réalisée.Avec des ciseaux chirurgicaux, pratiquer une incision dans le muscle droit de l'abdomen et prélever un segment d'environ un centimètre sur 0,8 centimètre de muscle avec la peau sus-jacente. Transférer l'artère et la veine fémorales enveloppées par la greffe vascularisée en tant que lambeau axial vers le défaut de pleine épaisseur de la paroi abdominale ventrale, à l'aide de fils de suture en soie 8-0 afin de prévenir une hernie. Suturer le lambeau au tissu musculaire environnant.Ensuite, à l’aide de fils de soie 4-0, suturer la peau de la jambe. Laisser la peau ventrale exposée afin de simuler l’effet d’un défaut complet de la paroi abdominale. Recouvrir la plaie cutanée avec une compresse iodée et un pansement stérile pour éviter la contamination de la zone exposée.Administrer la buprénorphine comme décrit précédemment dans cette vidéo. Surveiller l'animal attentivement jusqu'au réveil de l'anesthésie, puis quotidiennement par la suite, jusqu'à la cicatrisation du lambeau pour les études décrites dans le protocole écrit. Une et deux semaines après l'implantation, l'observation macroscopique de la zone de greffe a révélé des greffons tissulaires viables et fortement vascularisés, comme déterminé par une immunomarquage positif pour CD31.Les greffons tissulaires étaient également fortement perfusés, comme en témoignent l'injection intraveineuse de dextran marqué par la FITC et les mesures échographiques. Ce graphique montre que de nombreux vaisseaux étaient déjà observés une semaine après l'implantation, un nombre qui a augmenté significativement après une semaine supplémentaire à proximité des vaisseaux artérioveineux. Comme on le voit ici, la perméabilité et l'intégrité post-fémorales après l'implantation du greffon ont été confirmées par imagerie échographique en mode Doppler couleur.Le bleu et le rouge représentent le flux sanguin dans la greffe. De plus, l'examen échographique a révélé une perfusion dans la zone de la greffe, légèrement plus élevée après l'implantation par rapport à une semaine plus tard. L'examen macroscopique des lambeaux une semaine après le transfert a révélé qu'ils s'étaient fermement fixés à leur environnement.Lors de la comparaison des lambeaux prévascularisés avec cellules incluses et des greffons acellulaires non vascularisés témoins, les premiers présentaient des propriétés mécaniques supérieures, notamment en termes de rigidité et de résistance, ce qui se traduisait également par une moindre déhiscence et une moindre hernie. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en environ 30 minutes si elle est effectuée correctement. Après son développement, cette technique ouvre la voie aux chirurgiens plasticiens pour traiter les patients souffrant d’un défaut pariétal abdominal en full-thickness ainsi que d’autres défauts tissulaires mous complexes et importants.

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