Name: Spécialement conçu à base de laser appareils de chauffage à libération déclenchée de cisplatine de thermosensible liposomes avec guidage par limage par résonance magnétique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-12-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 47 s
Description: Découvrez un appareil de chauffage laser compatible IRM pour activer la libération de médicaments à partir de liposomes thermosensibles dans les tumeurs cervicales subcutanées chez la souris. Cette méthode permet un contrôle précis de la température à 42°C.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Cette recherche est financée par une subvention de fonctionnement des Instituts de recherche en santé du Canada (IRSC) à C.A. et D.A.J. Les auteurs remercient la Fondation canadienne pour l’innovation et la Fondation du cancer Princess Margaret d’avoir financé l’installation de recherche STTARR qui permet les composantes de recherche en imagerie et en thérapie de ce travail.

1. Préparation de liposomes <ol><li> Dissoudre les lipides de 1,2-sn-glycéro-Dipalmitoyl- 3-phosphocholine (DPPC), 1-stéaroyl-2-hydroxy-sn-glycéro-3-phosphatidylcholine (MSPC ou S-lyso-PC) et de N - (carbonyl- méthoxypolyéthylèneglycol 2000) -1,2-distéaroyl sn-glycéro-3-phosphoéthanolamine (mPEG 2000 -DSPE) dans du chloroforme. Par exemple, pour la préparation de 10 ml de HTLC, pesez 314,4 mg de DPPC, 39,4 mg MSPC, et 83,9 mg de mPEG 2000 -DSPE dans un flacon en verre ambré. Ensuite, on dissout les lipides dans les 2 ml de chloroforme et chauffer le flacon pendant 30 secondes dans un bain d&#39;eau à 60 °. </li><li> Retirer le chloroforme en utilisant un évaporateur rotatif. Placez le film lipidique obtenu sous vide à haute pression O / N. </li><li> Pour 10 ml de HTLC, hydrater le film lipidique avec 5 ml du tampon Tris 0,1 N (pH 7,4) pendant 1 heure. Dans le même temps, pesez 162,4 mg de 1,2-dipalmitoyl- sn-glycéro-3-phosphoglycérol (DPPG) lipide et 100 mg de poudre CDDP et hydrate with 5 ml de tampon Tris 0,1 N contenant 30% d&#39;éthanol (pH 7,4) pendant 1 heure. </li><li> Pour la formulation Gd-HTLC, pesez la même quantité de lipides DPPG et 10 mg CDDP poudre, puis hydrater avec 2,5 ml de solution Gd-HP-DO3A (279,3 mg / ml) et 2,5 ml 0,1 N tampon Tris contenant 30% d&#39;éthanol ( pH 7,4) pendant 1 heure. Au cours de l&#39;hydratation, les mélanges doivent être conservés dans des flacons de couleur ambre et placés sur une plaque chauffante à 70 ° C avec une agitation constante et en vortexant toutes les 10 min. </li><li> Mélanger le mélange de lipides et le mélange du médicament dans les lipides, et de nouveau hydrater pendant 1 heure. Vortex toutes les 15-20 minutes. </li><li> Assemblez le 10-ml extrudeuse avec deux piles de 200 nm filtres en polycarbonate. Connecter le thermobarrel de l&#39;extrudeuse dans un bain d&#39;eau circulant à 70 ° C, et connecter l&#39;extrudeuse à un réservoir d&#39;azote comprimé. </li><li> Immédiatement après l&#39;hydratation, transférer le mélange dans la chambre de l&#39;extrudeuse. Ouvrir le courant d&#39;azote (fixé à la pression 200 psi) à extruder les liposomes à travers des membranes. Recueillir le liposomees dans un tube de 50 ml. Garder le tube dans un bain d&#39;eau chaude (70 ° C) à tout moment pendant le processus d&#39;extrusion. Répétez ce processus 5 fois. </li><li> Démonter l&#39;extrudeuse et changer pour deux piles de 100 nm filtres en polycarbonate. Remonter l&#39;extrudeuse et régler la pression à 400 psi. Répétez l&#39;étape 5, sauf extruder les liposomes 10 fois. Prélever l&#39;échantillon à partir de l&#39;extrusion finale dans un tube de 15 ml. </li><li> Refroidir les liposomes à température ambiante, centrifuger à 1000 et x g pendant 3 min pour précipiter insoluble CDDP. </li><li> Dialyser les liposomes O / N contre une solution saline à 0,9% dans un tube de dialyse avec une coupure de masse moléculaire 15 000 (MWCO) dans des conditions stériles. </li><li> Diluer 10 pi de liposomes dans 990 pi d&#39;eau distillée. Utilisez diffusion dynamique de lumière pour mesurer la distribution de la taille des HTLC et Gd-HTLC. Effectuez 3 mesures avec 10 points chacun. </li><li> Diluer 40 pi de liposomes à 3,960 pi d&#39;eau distillée. Faire 5-6 solutions standard de platine et le gadoliniumdans la plage de concentration de 0,1 à 20 pg / ml. Mesurer les concentrations de platine et de gadolinium en utilisant couplage inductif spectromètre d&#39;émission atomique à plasma (ICP-AES) à 3 longueurs d&#39;onde différentes. Effectuez 3 mesures à chaque longueur d&#39;onde pour résultat moyen. </li><li> Déterminer le gel liquide à la température de transition de phase cristalline (T m) de la formulation de liposomes HTLC aide d&#39;un calorimètre à balayage différentiel (DSC). Charge 5-10 mg de HTLC dans une casserole de DSC et d&#39;utiliser une casserole vide comme une référence. Utilisez une vitesse de balayage de 5 ° C / min à la rampe jusqu&#39;à la température de 0 ° C à 60 ° C. </li><li> Envelopper les liposomes dans du papier d&#39;aluminium pour éviter exposition à la lumière et conserver à 4 ° C. </li></ol> 2. la libération in vitro à partir de liposomes <ol><li> Préparer colonnes de spin. <ol><li> Incuber 50 g de perles de gel de filtration dans 400 ml d&#39;une solution saline à 0,9% à température ambiante pendant 3-4 heures. Enrouler un morceau de laine de verre, humide avec une solution saline à 0,9% et le placer dans la pointe d&#39;une seringue de 1 ml. Appuyez sur la laine de verre pour remplir environ 0,05-0,1 ml de la seringue. Utiliser une pipette en verre pour ajouter graduellement à environ 1 ml de milieu de filtration sur gel dans la seringue. </li><li> Placer la seringue dans un tube de 15 ml et centrifuger à 1000 g pendant 3 min. Retirer la colonne de spin et le placer dans un tube de 15 ml. </li></ol></li><li> Exemple de 400 pi de HTLC ou Gd-HTLC dans 8 flacons de verre de 1 dram et incuber dans un bain d&#39;eau à température contrôlée soit à 37 ° C ou 42 ° C. Sortez un flacon à chaque point de temps (c., 5, 15, 30 et 60 min) et placer immédiatement sur ​​la glace. </li><li> Ajouter 100 pi de solution saline 0,9% dans la colonne de spin préparé, puis ajouter 100 pi de HTLC ou Gd-HTLC avant incubation (contrôle) ou après incubation dans le bain de l&#39;eau dans la colonne de spin. Centrifuger à 1000 g pendant 3 min. Retirez la seringue du tube et diluer la solution dans le tube pour l&#39;analyse ICP-AES. </li></ol> 3. Implantation de sous-cutanée de xénogreffe du cancer du colTumeur <ol><li> Toutes les études sur les animaux ont été menées selon des protocoles d&#39;utilisation des animaux approuvées par le Comité de protection des animaux de l&#39;University Health Network (UHN). </li><li> Effectuer toutes les études sur les animaux dans une enceinte de sécurité biologique (BSC). Autoclave tous les outils chirurgicaux avant toute intervention chirurgicale. Après chaque opération, essuyer les outils chirurgicaux avec 70% d&#39;éthanol et stériliser à nouveau l&#39;aide d&#39;un stérilisateur à billes chaud. </li><li> Pour l&#39;euthanasie, placer l&#39;animal dans une chambre isolée CO 2, puis effectuer dislocation cervicale. </li><li> Pour l&#39;anesthésie générale en utilisant 100% d&#39;oxygène, utiliser 5% isofluorane pour l&#39;induction et 2% pour la maintenance. Pour assurer la profondeur de l&#39;anesthésie, appliquer une pression avec une pince à surface palmaire de la patte d&#39;observer la réponse de l&#39;animal. Appliquer un lubrifiant oculaire pour prévenir la sécheresse tandis que sous anesthésie. </li><li> Pour un animal qui a subi une intervention chirurgicale, placer l&#39;animal dans une cage propre, sans la compagnie d&#39;autres animaux. Moniteur jusqu&#39;à la conscience suffisante est retrouvé. </li><li> Cultureles cellules ME-180 dans du milieu essentiel minimal alpha-(α-MEM) supplémenté avec 10% de sérum bovin fœtal (FBS) et des antibiotiques. </li><li> Récolter les cellules et maintenir les cellules dans un milieu complet avant l&#39;inoculation. Compter les cellules en utilisant un hémocytomètre. </li><li> Inoculer chaque souris des donateurs à supporter une voie intramusculaire (im) ME-180 (cellules de cancer du col humaines) tumeur. Note: La croissance sur le site im a été sélectionné en vue d&#39;assurer le développement de tumeurs bien vascularisé. Achat souris SCID femelles (âgés de 6-8 semaines, environ 20 g) à partir d&#39;un établissement d&#39;élevage en interne. <ol><li> Anesthésier une souris SCID femelles et injecter 1 x 10 6 ME-180 cellules dans le muscle jumeau de la patte postérieure en utilisant une aiguille 27 G. </li><li> Mesurer la taille de la tumeur en utilisant un étrier jusqu&#39;à ce que les tumeurs ont atteint 9-12 mm dans leur plus grande dimension. Terminer l&#39;étude si la tumeur a dépassé 12 mm, ou si la masse tumorale compromet apport comportement, la marche, la nourriture et l&#39;eau normale. </li></ol></li><li> Morceaux de tumeur implant de souris donneuses dans les souris receveuses. <ol><li> Anesthésier une souris donneuse en utilisant 5% isofluorane. Euthanasier la souris par dislocation cervicale sous anesthésie. Enlever la tumeur des bailleurs de fonds de la souris donneuse. Couper la tumeur en fragments cubes de 2-3 mm 3. </li><li> Anesthésier une souris receveuse en utilisant 5% isofluorane. Injecter 100 ul de 0,5 mg / ml de méloxicam par voie sous-cutanée avant l&#39;intervention chirurgicale. Appliquer la solution d&#39;iode chirurgicale de brossage, puis 70% d&#39;éthanol, et la solution d&#39;iode enfin sur la peau rasée. Rasez la patte arrière gauche de la souris receveuse. Faire une incision au niveau de la peau. Insérez un donneur morceau de la tumeur sous-cutanée à travers l&#39;incision. Fermer l&#39;incision en utilisant 1-2 pince (s) de la plaie. </li><li> Retirez les clips 3-5 jours après l&#39;implantation. Tumeur sous-cutanée est nécessaire pour utiliser la configuration de chauffage à base de laser. </li><li> Autoriser les tumeurs de croître pendant 2-3 semaines avant le traitement de chauffage. </li></ol></li></ol> 4. Conception, AssemCalibration Bly et d&#39;une livraison conforme illuminateur laser pour In Vivo chauffage <ol><li> Obtenir un chauffage du tissu à l&#39;aide d&#39;un laser à diode 763 nm couplée à un éclairage conforme à l&#39;aide d&#39;une fibre optique. <ol><li> Dispositif d&#39;éclairage uniforme fournit un éclairage laser superficielle de la tumeur de xénogreffe. Il est composé d&#39;un bloc de 30 x 20 x 17 mm de matériau hautement réfléchissant contenant trois lumière Adjoined intégrer les sphères de la chambre avec une chambre dans le milieu (16 mm de diamètre) et 2 petites chambres de chaque côté (16 mm de longueur et 5 mm de diamètre) (Figure 1). </li><li> Pour que la lumière de passer d&#39;une chambre à l&#39;autre, deux petits trous 5 mm de diamètre ont été découpés entre les petites chambres extérieures et la chambre médiane plus large. La lumière est délivré à partir du laser dans les chambres extérieures au moyen d&#39;un coupe-fibre 400 um extrémité connectée au laser qui est transmise dans la chambre à travers un trou d&#39;un diamètre de 600 um. </li><li> En raison de la nature de la lumière interaction avec les parois de la chambre, la lumière délivrée dans une des petites chambres est spatialement homogénéisé puis passe par les ports intérieurs dans la plus grande chambre où il est en outre spatialement homogénéisé. Lumière sort alors de l&#39;orifice de 10 mm de diamètre sur la chambre médiane. </li></ol></li><li> Calibrer la prestation de la lumière de l&#39;illuminateur par rapport au réglage de la puissance laser en utilisant un étalonné NIST 50 mm sphère d&#39;intégration pour mesurer la puissance délivrée. <ol><li> Calculer la distribution de la lumière dans la tumeur en utilisant des simulations Monte Carlo en fonction d&#39;une géométrie simplifiée de la tumeur. Générer le code Monte Carlo dans un algorithme personnalisé écrit avec un logiciel de calcul commerciale et de la base sur le code standard de Monte Carlo modélisation du transport de la lumière dans les tissus multicouches de Jacques et al. 14. </li><li> Modéliser la tumeur comme un hémisphère couché sur une ligne de la peau plat avec un diamètre correspondant à la dimension de la tumeur moyenne de 7 mm à la surface de la peau et un ilroite de 5 mm. Éclairage homogène Modèle de la surface en lançant au hasard photons dans tout l&#39;hémisphère exposée et direct au centre de la sphère. </li><li> Utiliser les propriétés optiques, y compris l&#39;absorption, u une dispersion = 0,025 mm -1, μ s = 10 mm -1, le facteur d&#39;anisotropie, g = 0,9 et l&#39;indice de réfraction, n = 1,4. Utilisez un million de photons dans le calcul. </li><li> Effectuez ces mesures avant tout des expériences in vivo de chauffage avec aucune autre modification après l&#39;étalonnage initial. </li></ol></li></ol> 5. conforme de chauffage de la tumeur à l&#39;aide personnalisée conçue Setup Chambre Laser <ol><li> Raccorder une extrémité d&#39;une fibre de laser de l&#39;appareil laser et l&#39;autre extrémité de l&#39;illuminateur. </li><li> Anesthésier l&#39;animal en utilisant 5% isofluorane. G Insérer un cathéter d&#39;injection 27 dans la veine caudale latérale de la souris. Insérer un cathéter 22 G au centre de la tumeur. Placer une température pr de la fibre optiqueOBE dans le cathéter creux pour surveiller les changements de température. </li><li> Couvrir la totalité de la tumeur avec l&#39;illuminateur (Figure 2). Réglez d&#39;abord le pouvoir de 0,8-1 W. Allumez le laser et attendre que la température à la hausse. Maintenir la température de la tumeur à 42 ° C en ajustant manuellement la puissance du laser entre 0,1 à 0,8 W. </li></ol> 6. Distribution de la température évaluée par le biais thermométrie par résonance magnétique (MRT) <ol><li> Mesurer la distribution de la température de la tumeur chauffée à l&#39;aide de l&#39;installation de chauffage à base de laser grâce à protons décalage de fréquence de résonance (PRF-shift) MRT sur un 7 Tesla M. préclinique système d&#39;imagerie 15 en conjonction avec les fibres optiques mesures à la sonde de température. </li><li> Acquérir les images de thermométrie à intervalles de 10 secondes en utilisant une séquence d&#39;impulsions 2D-FLASH (temps d&#39;écho 4,5 ms, le temps de répétition 156,25 ms) avec 312 x 312 um dans le plan de résolution et de 2 mm d&#39;épaisseur de tranche dans une seule tranche au niveau de la fibre optique Pro de la températureêtre. </li></ol> 7. M. surveillance de l&#39;agent de presse <ol><li> Effectuer T 1 imagerie weighted avant et 20 minutes après l&#39;administration de Gd-HTLC. </li><li> Implant deux tumeurs, une sur chacune des pattes postérieures, d&#39;une souris SCID femelles en utilisant le procédé décrit ci-dessus dans la section 3 pour l&#39;implantation. Préchauffer la tumeur sur la patte arrière gauche pendant 5 min à 42 ° C avant l&#39;injection de Gd-HTLC à une dose de 66,3 mg / kg Gd-HP-DO3A et 1,4 mg / kg CDDP, puis chauffer la tumeur pour un supplément de 20 post-injection min. Effectuez l&#39;injection pendant le traitement de chauffage. Utilisez la tumeur sur le membre postérieur droit comme un contrôle non chauffé. </li><li> Acquérir des images dynamiques MR (36 x 20 mm champ de vue, 200 x 200 um dans le plan de résolution, l&#39;épaisseur des tranches de 2 mm; protocole de séquence MR) pour surveiller Gd-HP-DO3A de presse à 12 seconde d&#39;intervalles pour l&#39;ensemble 20 min après l&#39;administration de Gd-HTLC, commençant 30 secondes avant l&#39;injection. </li><li> Contourner la tumeur (chauffés et non chauffés) et des volumes musculaires.Calculer le signal moyenne MR de tous les voxels sein de chaque volume profilée. </li></ol>

<ol><li>Maeda, H., Wu, J., Sawa, T., Matsumura, Y., Hori, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+vascular+permeability+and+the+EPR+effect+in+macromolecular+therapeutics%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22J+Control+Releas%22%5BJournal%5D)">Tumor vascular permeability and the EPR effect in macromolecular therapeutics: a review.</a> J Control Releas. 65 (1-2), 271-284 (2000).</li>
<li>Simard, P., Leroux, J. C., Allen, C., Meyer, O. Liposomes for Drug Delivery. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSimard%2C+P+%22Nanoparticles+for+Pharmaceutical+Application%22">Nanoparticles for Pharmaceutical Application</a>. , American Scientific Publishers. (2007).</li>
<li>O'Brien, M. E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+cardiotoxicity+and+comparable+efficacy+in+a+phase+III+trial+of+pegylated+liposomal+doxorubicin+HCl+%28CAELYX+%28TM%29%2FDoxil+%28R%29%29+versus+conventional+doxorubicin+for+first-line+treatment+of+metastatic+breast+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Onco%22%5BJournal%5D)">Reduced cardiotoxicity and comparable efficacy in a phase III trial of pegylated liposomal doxorubicin HCl (CAELYX (TM)/Doxil (R)) versus conventional doxorubicin for first-line treatment of metastatic breast cancer.</a> Ann Onco. 15 (3), 440-449 (2004).</li>
<li>White, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phase+II+study+of+SPI-77+%28sterically+stabilised+liposomal+cisplatin%29+in+advanced+non-small-cell+lung+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Cancer%22%5BJournal%5D)">Phase II study of SPI-77 (sterically stabilised liposomal cisplatin) in advanced non-small-cell lung cancer.</a> Br J Cancer. 95 (7), 822-828 (2006).</li>
<li>Laginha, K. M., Verwoert, S., Charrois, G. J. R., Allen, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+doxorubicin+levels+in+whole+tumor+and+tumor+nuclei+in+murine+breast+cancer+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Determination of doxorubicin levels in whole tumor and tumor nuclei in murine breast cancer tumors.</a> Clin Cancer Res. 11 (19), 6944-6949 (2005).</li>
<li>Baronzio, G. F., Hager, E. D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaronzio%2C+GF+%22Hyperthermia+in+cancer+treatment%3A+a+primer%22">Hyperthermia in cancer treatment: a primer</a>. , Springer Science. (2006).</li>
<li>Landon, C. D., Park, J. Y., Needham, D., Dewhirst, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoscale+Drug+Delivery+and+Hyperthermia%3A+The+Materials+Design+and+Preclinical+and+Clinical+Testing+of+Low+Temperature-Sensitive+Liposomes+Used+in+Combination+with+Mild+Hyperthermia+in+the+Treatment+of+Local+Cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Open+Nanomed%22%5BJournal%5D)">Nanoscale Drug Delivery and Hyperthermia: The Materials Design and Preclinical and Clinical Testing of Low Temperature-Sensitive Liposomes Used in Combination with Mild Hyperthermia in the Treatment of Local Cancer.</a> Open Nanomed. 3, 38-64 (2011).</li>
<li>Celsion Corporation. , Celsion Announces Updated Overall Survival Data from HEAT Study of ThermoDox
	 <a target="_blank" href="http://investor.celsion.com/releasedetail.cfm?ReleaseID=862248">http://investor.celsion.com/releasedetail.cfm?ReleaseID=862248</a> (2014).</li>
<li>Koning, G. A., Eggermont, A. M., Lindner, L. H., ten Hagen, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperthermia+and+thermosensitive+liposomes+for+improved+delivery+of+chemotherapeutic+drugs+to+solid+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Pharm+Res%22%5BJournal%5D)">Hyperthermia and thermosensitive liposomes for improved delivery of chemotherapeutic drugs to solid tumors.</a> Pharm Res. 27 (8), 1750-1754 (2010).</li>
<li>Viglianti, B. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+monitoring+of+tissue+pharmacokinetics+of+liposome%2Fdrug+using+MRI%3A+illustration+of+targeted+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Me%22%5BJournal%5D)">In vivo monitoring of tissue pharmacokinetics of liposome/drug using MRI: illustration of targeted delivery.</a> Magn Reson Me. 51 (6), 1153-1162 (2004).</li>
<li>Ponce, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+imaging+of+temperature-sensitive+liposome+release%3A+drug+dose+painting+and+antitumor+effects%5BTitle%5D)+AND+%22J+Natl+Cancer+Ins%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance imaging of temperature-sensitive liposome release: drug dose painting and antitumor effects.</a> J Natl Cancer Ins. 99 (1), 53-63 (2007).</li>
<li>Kong, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+of+liposomes+and+hyperthermia+in+a+human+tumor+xenograft+model%3A+importance+of+triggered+drug+release%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Efficacy of liposomes and hyperthermia in a human tumor xenograft model: importance of triggered drug release.</a> Cancer Res. 60 (24), 6950-6957 (2000).</li>
<li>Yarmolenko, P. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+effects+of+thermosensitive+doxorubicin-containing+liposomes+and+hyperthermia+in+human+and+murine+tumours%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Hyperthermia%22%5BJournal%5D)">Comparative effects of thermosensitive doxorubicin-containing liposomes and hyperthermia in human and murine tumours.</a> Int J Hyperthermia. 26 (5), 485-498 (2010).</li>
<li>Wang, L. H., Jacques, S. L., Zheng, L. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MCML-Monte+Carlo+modeling+of+photon+transport+in+multi-layered+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Comput+Meth+Prog+Bio%22%5BJournal%5D)">MCML-Monte Carlo modeling of photon transport in multi-layered tissues.</a> Comput Meth Prog Bio. 47, 131-146 (1995).</li>
<li>Rieke, V., Butts Pauly, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MR+thermometry%5BTitle%5D)+AND+%22J+Magn+Reson+Imaging%22%5BJournal%5D)">MR thermometry.</a> J Magn Reson Imaging. 27 (2), 376-390 (2008).</li>
<li>Dou, Y. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heat-activated+thermosensitive+liposomal+cisplatin+%28HTLC%29+results+in+effective+growth+delay+of+cervical+carcinoma+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Control+Release%22%5BJournal%5D)">Heat-activated thermosensitive liposomal cisplatin (HTLC) results in effective growth delay of cervical carcinoma in mice.</a> J Control Release. 178, 69-78 (2014).</li>
<li>Lammers, T., Kiessling, F., Hennink, W. E., Storm, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanotheranostics+and+image-guided+drug+delivery%3A+current+concepts+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Pharm%22%5BJournal%5D)">Nanotheranostics and image-guided drug delivery: current concepts and future directions.</a> Mol Pharm. 7 (6), 1899-1912 (2010).</li>
<li>Lee, H., et al. A novel 64Cu-liposomal PET agent (MM-DX-929) predicts response to liposomal chemotherapeutics in preclinical breast cancer models. Thirty-Fifth Annual CTRC-AACR San Antonio Breast Cancer Symposium. , (2012).</li>
</ol>

Il n’y a pas de divulgation.

Les liposomes ont été développés dans les années 1960 en tant que véhicules d&#39;administration de médicaments qui transportent des médicaments hydrophiles dans leur volume interne et aqueuse médicaments hydrophobes dans leur bicouche lipidique 2. En plus de l&#39;utilisation dans des applications thérapeutiques, les liposomes ont été explorées pour des applications de diagnostic lorsqu&#39;ils sont marqués avec des radionucléides ou chargés avec des agents de contraste d&#39;imagerie 17. Au cours...

La physiopathologie de tumeurs solides résultats de la perméabilité et de rétention amélioré (EPR) des systèmes à l&#39;échelle nanométrique. Cela a conduit au développement de nombreux systèmes de délivrance de médicaments qui tirent parti de cet effet de cibler le tissu tumoral tout en minimisant les effets secondaires systémiques 1. Technologies de livraison de liposomale ont été largement étudiés pour la drogue ou d&#39;imagerie des sondes 2. Bien que les liposomes ont considérablement réduit la toxicité systémique par rapport à la chimiothérapie conventionnelle, il ya eu quelques améliorations dans l&#39;efficacité clinique 3,4. Des études ont montré que l&#39;efficacité est limitée en raison d&#39;un manque de libération du médicament à partir du support 4,5. En conséquence, le développement de liposomes qui sont activés pour libérer le médicament encapsulé en réponse à des stimuli externes a attiré une attention considérable. L&#39;hyperthermie a été utilisé pendant des décennies comme une modalité de traitement relativement sûr pour les patients atteints de cancer 6. Par conséquent, le développementment de liposomes thermosensibles avec la chaleur comme un déclencheur externe a été une combinaison logique avec un potentiel important pour la traduction clinique. En effet, la formulation thermosensible de liposomes contenant de lysolipide-de doxorubicine, connu sous le nom LTSL-DOX, a maintenant atteint évaluation clinique 7. Des données cliniques récentes avec LTSL-DOX a montré que le protocole pour la distribution de chaleur est un facteur critique qui peut fortement influencer les résultats des patients 8. Chez les humains, radiofréquences, micro-ondes, laser et ultrasons transducteurs sont utilisés pour appliquer hyperthermie localement à des sites tumoraux 9. Dans les études précliniques nécessitant le chauffage de tumeurs sous-cutanées, les cathéters de chauffage 10,11 et 12,13 bains d&#39;eau sont le plus souvent utilisés. Dans ce manuscrit, nous introduisons une nouvelle méthode pour le chauffage de tumeurs sous-cutanées en utilisant une installation de chauffage conçu sur mesure à base de laser, ce qui permet un chauffage plus conforme de volume de la tumeur. Utiliser ma compatibles M.maté-, la configuration est assez petit pour tenir dans le trou d&#39;un petit animal M. imageur, permettant suivi en temps réel de l&#39;évolution de la température des tissus pendant le chauffage laser. L&#39;agent MR de contraste, gadotéridol (Gd-HP-DO3A), a été co-encapsulé avec CDDP dans une formulation de liposome thermosensible du CDDP (HTLC), connu sous le nom Gd-HTLC, en temps réel MR suivi et l&#39;évaluation de la chaleur guidée par l&#39;image libération du médicament et activé par validation du protocole de chauffage. Nos résultats démontrent que l&#39;appareil de chauffage à base de laser activé efficacement la libération d&#39;agents encapsulés de la formulation Gd-HTLC tout en étant suivis par IRM.

<table><tbody><tr><td>Évaporateur rotatif</td><td>Heidolph Instruments GmbH & Co.KG</td><td>Laborota 4000</td><td></td></tr><tr><td>Extrudeuse haute pression</td><td>Northern Lipids Inc.</td><td>T.001</td><td>10 ml thermo-cylindre</td></tr><tr><td>Circulateur de chauffage</td><td>VWR International LLC.</td><td>11305</td><td>Connecté à l’extrudeuse</td></tr><tr><td>Filtre à membrane en polycarbonate</td><td>Whatman</td><td>110605 ; </td><td></td>110606</tr><tr><td>Calorimètre différentiel à balayage (DSC)</td><td>TA Instruments</td><td>Q100</td><td></td></tr><tr><td>Spectromètre d’émission atomique à plasma à couplage inductif (ICP-AES)</td><td>PerkinElmer</td><td>Optima 7300DV</td><td></td></tr><tr><td>Zetasizer</td><td>Malvern Instruments Ltd.</td><td>Incubateur de cellules Nano-ZS</td><td></td></tr><tr><td></td><td>NuAire Inc.</td><td>NU-5800</td><td></td></tr><tr><td>Applicateur de clip de blessure Autoclip</td><td>Becton Dickinson</td><td>427630</td><td></td></tr><tr><td>Extracteur de clip de blessure Autoclip</td><td>Becton Dickinson</td><td>427637</td><td></td></tr><tr><td>Clips de blessure</td><td>Becton Dickinson</td><td>427631</td><td>9 mm</td></tr><tr><td>763 nm Dispositif laser</td><td>Biolitec</td><td>Ceralas CD 403</td><td></td></tr><tr><td>laser Sonde laser</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>FT400EMT</td><td>Avec connecteurs SMA et clivage plat</td></tr><tr><td>Spectralon (illuminateur)</td><td>Labsphere Inc.</td><td>FAST-SL-5CMX5CM</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>CSTM-SL-5CMX5CM</td><td></td></tr><tr><td>Système d’imagerie par résonance magnétique (MR) prélinéaire 7 Tesla</td><td>Bruker Corporation</td><td>Biospec 70/30</td><td></td></tr><tr><td>Capteur de température à fibre optique</td><td>LumaSense Technologies Inc.</td><td>Luxtron FOT Lab Kit</td><td></td></tr><tr><td>Sphère d’intégration</td><td>Newport Corporation</td><td>819C</td><td></td></tr><tr><td>Wattmètre optique</td><td>Newport Corporation</td><td>1830-R</td><td></td></tr></tbody></table>

spécialement conçu à base de laser appareils de chauffage à libération déclenchée de cisplatine de thermosensible liposomes avec guidage par l&#39;image par résonance magnétique

Custom-designed Laser-based Heating Apparatus for Triggered Release of Cisplatin from Thermosensitive Liposomes with Magnetic Resonance Image Guidance

Les liposomes ont été utilisés comme systèmes de délivrance de médicament à cibler les tumeurs solides à travers l&#39;exploitation de la perméabilité accrue et la rétention (EPR) en produisant une réduction significative de la toxicité systémique. Néanmoins, la libération insuffisante de médicament encapsulé des liposomes a limité leur efficacité clinique. Liposomes sensibles à la température ont été conçus pour fournir une libération spécifique au site de médicament afin de surmonter le problème de la tumeur limitée biodisponibilité du médicament. Notre laboratoire a conçu et développé une formulation de liposome thermosensible activé par la chaleur du cisplatine (CDDP), connu sous le nom HTLC, pour fournir une libération déclenchée de CDDP à tumeurs solides. Livraison activé par la chaleur a été réalisée in vivo dans des modèles murins en utilisant un appareil de chauffage au laser sur mesure qui fournit un motif de chauffage conforme au site de la tumeur comme confirmé par M. thermométrie (MRT). Dispositif de surveillance de température à fibre optique a été utilisé pour mesurer la température en temps réelau cours de la période de chauffage en ligne avec réglage de la fourniture de chaleur par une alternance de la puissance du laser. La livraison du médicament a été optimisée en cas de résonance magnétique (MR) d&#39;image orientation par co-encapsulation d&#39;un agent de contraste pour MR (c.-à-gadotéridol) avec CDDP dans les liposomes thermosensibles comme un moyen pour valider le protocole de chauffage et d&#39;évaluer l&#39;accumulation de tumeur. Le protocole de chauffage est composée d&#39;une période de préchauffage de 5 minutes avant l&#39;administration de HTLC et 20 min de chauffage de post-injection. Ce protocole de chauffage conduit à la libération efficace des agents encapsulés avec le plus grand changement de signal de résonance MR observée dans la tumeur chauffée par rapport à la tumeur non chauffé et le muscle. Cette étude a démontré l&#39;application réussie de l&#39;appareil de chauffage à base de laser pour le développement de liposomes thermosensibles préclinique et l&#39;importance de validation guidée par RM du protocole de chauffage pour l&#39;optimisation de délivrance de médicament.

Les liposomes sont fabriqués en utilisant HTLC méthodes courantes, y compris la formation du film lipidique, l&#39;hydratation, l&#39;extrusion et la dialyse. Au cours des étapes impliquant CDDP, la prudence devrait être prise de ne pas exposer CDDP à tout matériau d&#39;aluminium, comme CDDP sera désactivé par la formation d&#39;un dépôt noir. Une illustration de HTLC est montré dans la figure 3. Les propriétés physico-chimiques de HTLC ont été résumées dans un manuscrit publié récemme...

Un appareil de chauffage à base de laser compatible avec l&#39;IRM conçu sur mesure a été conçu pour fournir un chauffage local de tumeurs sous-cutanées afin d&#39;activer la libération d&#39;agents de liposomes thermosensibles spécifiquement à la région de la tumeur.

Spécialement conçu à base de laser appareils de chauffage à libération déclenchée de cisplatine de thermosensible liposomes avec guidage par l&#39;image par résonance magnétique

Liposomes have been employed as drug delivery systems to target solid tumors through exploitation of the enhanced permeability and retention (EPR) effect ...

L'objectif général de cette procédure est de démontrer le fonctionnement d'un appareil de chauffage personnalisé, basé sur un laser, pouvant être utilisé pour chauffer localement des tumeurs sous-cutanées afin d'administrer une formulation de liposomes activés par la chaleur. Cela est réalisé en préparant d'abord la formulation HTLC par formation d'un film lipidique, hydratation par extrusion et dialyse. Dans une deuxième étape, une souris donneur est inoculée avec des cellules de carcinome du col de l'utérus.Après quatre à cinq semaines, la tumeur est excisée, découpée en fragments et implantée individuellement dans une souris receveuse. Dans la dernière étape, la tumeur de la souris receveuse est chauffée localement à 42 degrés Celsius à l’aide du système de chauffage basé sur un laser. L’appareil de chauffage au laser est compatible IRM, ce qui permet de surveiller les variations de température tissulaire pendant l’administration de la lumière, et est compact et portable, permettant un chauffage simple et efficace de la tumeur à l’intérieur du tunnel de l’IRM pour petits animaux.En fin de compte, la libération activée par la chaleur du liposome thermo-sensible HTLC peut être surveillée par imagerie par résonance magnétique en temps réel. Les principaux avantages de cette technique par rapport aux méthodes existantes, comme l'utilisation d'un bain-marie ou d'un cathéter chauffant, sont qu'elle permet une méthode conforme d'appliquer la chaleur à la tumeur en un à deux minutes après le début du traitement thermique, et qu'elle autorise un ajustement en temps réel de la puissance du laser, minimisant ainsi les fluctuations de température pendant l'intervention. Nous avons eu l'idée de cette méthode pour la première fois lorsque nous avons commencé à réaliser des études in vivo avec notre formulation de liposomes thermo-sensibles HTLC.Nous avons constaté que les méthodes existantes ne permettaient pas de fournir efficacement un chauffage localisé d'une tumeur sous-cutanée. Les procédures de préparation des liposomes seront démontrées par Myung, un étudiant au doctorat de mon laboratoire. Pour préparer les liposomes, commencez par mélanger le mélange lipidique fraîchement préparé avec le mélange médicamenteux lipidique fraîchement préparé, puis hydratez pendant une heure en vortexant toutes les 15 à 20 minutes pendant l'hydratation du mélange lipidique. Assemblez l'extrudeuse de 10 millilitres avec deux empilements de filtres en polycarbonate de 200 nanomètres, reliez le corps thermique de l'extrudeuse à un bain d'eau circulant réglé à 70 degrés Celsius, et connectez l'appareil à une bouteille d'azote comprimé.Immédiatement après l'hydratation, transférez les lipides dans la chambre de l'extrudeuse et ouvrez le flux d'azote. Ensuite, à une pression de 200 PSI, extrudez les liposomes à travers les membranes, en les récupérant dans un tube conique de 50 millilitres placé dans un bain d'eau à 70 degrés Celsius. Après avoir extrudé les liposomes cinq fois, démontez l'appareil et remontez-le avec deux empilements de filtres en polycarbonate de 100 nanomètres.Régler la pression à 400 PSI et extruder les liposomes 10 fois comme vient de l'être démontré. Récolter les liposomes à partir de la dernière extrusion dans un tube conique de 15 millilitres permet aux liposomes de refroidir à température ambiante, suivis d'une précipitation du cisplatine insoluble par centrifugation, puis dialyser les liposomes toute la nuit contre une solution saline à 0,9 % dans un tube de dialyse avec une coupure de poids moléculaire de 15 000 dans des conditions stériles. Pour implanter le xénogreffe de tumeur du col de l'utérus, prélever 180 cellules à partir d'une culture ayant atteint 90 % de confluence et dénombrer le nombre de cellules viables de carcinome du col de l'utérus par hémocytomètre.Le cytomètre permet ensuite de diluer les cellules à une concentration de 1 × 10⁶ cellules par 100 microlitres. Tous les travaux impliquant des animaux ont été réalisés au centre d'innovation Star ; inoculer des souris skit femelles par injection intramusculaire dans le muscle gastrocnémien du membre postérieur à l’aide de pinces, mesurer la taille tumorale résultante jusqu’à ce que les tumeurs atteignent de neuf à douze millimètres dans leur plus grande dimension. Ensuite, exciser la tumeur de la souris donneuse et la diviser en fragments de deux à trois millimètres cubes.Épilez maintenant la patte postérieure gauche de l'animal receveur et pratiquez une incision dans la peau nue. Insérez un fragment du tumeur donneur par voie sous-cutanée à travers l'incision et utilisez un à deux agrafes chirurgicales pour fermer la peau trois à cinq jours après l'implantation. Retirez les agrafes et laissez la tumeur croître pendant deux à trois semaines avant de procéder au traitement thermique.Commencez par connecter une extrémité d'une fibre laser au dispositif laser et l'autre extrémité à l'illuminateur. Ensuite, insérez un cathéter d'injection de calibre 27 dans la veine caudale latérale d'une souris réceptrice anesthésiée, puis insérez un cathéter de calibre 22 au centre de la tumeur. Placez ensuite une sonde optique de température dans le cathéter creux afin de surveiller les variations de température, et recouvrez entièrement la tumeur avec l'illuminateur. Final.Régler la puissance sur 0,8 à un watt, puis allumer le laser et attendre la montée en température, en ajustant manuellement la puissance du laser tout au long du traitement entre 0,1 et 0,8 watt afin de maintenir la température de la tumeur à 42 degrés Celsius, comme illustré dans cette image d'une coupe transversale d'une tumeur traitée thermiquement. En supposant une puissance totale d'un watt, l'irradiation maximale en tout point de la tumeur est de 70 milliwatts par centimètre carré, l'irradiation dans la tumeur à la profondeur de la peau mesurant 50 % de l'irradiation maximale, comme confirmé par le déplacement de fréquence de résonance protonique en thermométrie par résonance magnétique. L'utilisation du dispositif de chauffage au laser génère une carte de distribution de température relativement uniforme, affichée sur l'image, qui suit l'évolution relative de la température à partir d'une mesure de référence absolue acquise avant le chauffage par la source ponctuelle. La tumeur chauffée présente l'augmentation de signal relative la plus élevée par rapport au muscle tumoral non chauffé après l'administration de gad HTLC, comme déterminé par l'analyse du signal de résonance magnétique, en maintenant ce signal jusqu'à la fin de la période de chauffage. Une fois maîtrisée, cette technique peut être mise en place en moins de 15 minutes si elle est correctement réalisée, offrant ainsi un outil précieux pour l'évaluation préclinique de formulations de liposomes thermodépendants.N'oubliez pas que travailler avec un laser de classe quatre peut être extrêmement dangereux, et que des précautions telles que le port de lunettes de sécurité doivent toujours être prises lors de l'exécution de cette procédure.

custom-designed-laser-based-heating-apparatus-for-triggered-release

Research

Recherche

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingénierie

Commençons par un patient humain anesthésié avec le crâne exposé. Le patient est diagnostiqué avec une tumeur intracrânienne.Percez dans le crâne exposé pour créer un trou, générant un point d’accès.À l’aide du guidage stéréotaxique, insérez une fibre de diffusion laser ou LDF le long du chemin prédéterminé et fixez-la en place.Transférez le patient vers un scanner IRM et connectez le LDF à une source laser.Capturez des images IRM sous plusieurs angles pour visualiser le trajet de la fibre et...

Thérapie thermique interstitielle au laser pour l’ablation d’une tumeur intracrânienne chez un patient humain

Nous avons développé de nouveaux nanovésicules multifonctionnels appelés porphysomes intrinsèques, qui ont une structure dépendante fluorescence à auto-extinction et de propriétés uniques photothermiques, fonctionnant ainsi comme de puissants agents de thérapie photothermique. Nous avons formulé porphysomes utilisant extrusion à haute pression et étudié leur efficacité de la thérapie photothermique dans un modèle de xénogreffe de tumeur.

Une minute, Photothermal Tumor Ablation-un-Watt Sous Utilisation porphysomes, intrinsèque multifonctions nanovésicules

Ce protocole décrit un procédé de préparation simple pour nanoparticules d'or intégré liposomes photosensibles avec les matériaux disponibles dans le commerce. Il montre également comment évaluer le processus de cavitation de microbulles des liposomes de synthèse sur le traitement de laser pulsé.

Synthèse de l&#39;or nanoparticules liposomes intégré photosensible et mesurer leur microbulles cavitation sur Pulse Laser excitation

Le protocole présente les paramètres optimisés pour la préparation des liposomes thermosensibles à l’aide du dispositif microfluidique micromélangeur d’os de hareng décalé. Cela permet également la co-encapsulation de la doxorubicine et de l’indocyanine vert dans les liposomes et la libération photothermique déclenchée de doxorubicine pour la libération contrôlée / déclenchée de médicaments.

Production microfluidique de liposomes sensibles à la température contenant des lysolipides

Présenté ici est un protocole pour la fabrication de microbulles à coquille de nanoparticules d’oxyde de fer (NSM) par auto-assemblage, synergie magnétique, acoustique et réactivité optique dans une plate-forme nanothérapeutique pour l’hyperthermie magnétique et la thérapie du cancer combinée photothermique.

Microbulles magnétiques, acoustiques et optiques triple-réactives pour l’hyperthermie magnétique et la thérapie du cancer combinée pothototherme

Ce protocole présente les techniques et la méthodologie nécessaires à l’administration précise de l’hyperthermie des nanoparticules magnétiques à l’aide d’un système sophistiqué de livraison et de surveillance.

Administration in vitro et in vivo d’hyperthermie par nanoparticules magnétiques à l’aide d’un système d’administration sur mesure

Un protocole d’utilisation de l’hyperthermie contrôlée, générée par des ultrasons focalisés de haute intensité guidés par résonance magnétique, pour déclencher la libération de médicaments à partir de liposomes sensibles à la température dans un modèle murin de rhabdomyosarcome.

Hyperthermie générée par ultrasons focalisés de haute intensité guidés par résonance magnétique: une méthode de traitement réalisable dans un modèle de rhabdomyosarcome murin

La méthode de ponction thermoplasmonique intègre la microscopie confocale, la pince optique et les nanoparticules d’or pour étudier les réponses des protéines lors de la réparation de la membrane plasmique dans les cellules et les vésicules unilamellaires géantes. Cette technique permet une ponction membranaire rapide et localisée, permettant l’identification de protéines clés et de leurs rôles fonctionnels dans la machinerie complexe de réparation de la membrane plasmique.

Une approche thermoplasmonique pour étudier la réparation de la membrane plasmique dans les cellules vivantes et les membranes modèles

Le glioblastome est une forme dévastatrice de cancer primitif du cerveau, et la thérapie thermique interstitielle au laser apparaît comme une alternative prometteuse à la résection chirurgicale conventionnelle pour le glioblastome inopérable. Ce protocole décrit un modèle murin préclinique optimisé qui peut être utilisé pour étudier les effets du traitement ou les traitements adjuvants et combinatoires.

Un modèle murin immunocompétent pour la thérapie thermique interstitielle au laser du glioblastome

Ce protocole présente les techniques et la méthodologie nécessaires à la thérapie hyperthermique ciblée dans des modèles de tumeurs solides. L’approche exploite la conversion photothermique de la lumière proche infrarouge par des nanotiges d’or injectées intratumorale pour induire un réchauffement localisé dans le microenvironnement tumoral.

Induction d’une légère hyperthermie ciblée dans des modèles de tumeurs murines par conversion photothermique de la lumière proche infrarouge par des nanotiges d’or intratumorales

Découvrez un appareil de chauffage laser compatible IRM pour activer la libération de médicaments à partir de liposomes thermosensibles dans les tumeurs cervicales subcutanées chez la souris. Cette méthode permet un contrôle précis de la température à 42°C.

Spécialement conçu à base de laser appareils de chauffage à libération déclenchée de cisplatine de thermosensible liposomes avec guidage par limage par résonance magnétique (Vidéo) | JoVE Journal

Spécialement conçu à base de laser appareils de chauffage à libération déclenchée de cisplatine de thermosensible liposomes avec guidage par l'image par résonance magnétique

Explorer plus de vidéos