September 18th, 2015
L'utilisation de plusieurs angles à couper le cerveau des petits de la souris, nous améliorons sur une tranche de cerveau aiguë décrite précédemment qui capture les liens entre la plupart des grands du mésencéphale et du cerveau antérieur structures auditives.
L’objectif global de cette procédure est de préparer la coupe corticale de Calot Thal avec quatre structures auditives principales, la colus inférieure, le thalamus auditif, la partie auditive du noyau réticulaire thalamique et le cortex auditif. Pour ce faire, il faut d’abord retirer le cerveau de la souris. La deuxième étape consiste à bloquer le cerveau en préparation du tranchage.
Ensuite, coupez le cerveau pour obtenir des tranches contenant la connexion corticale Calot. La dernière étape consiste à utiliser l’imagerie des flavoprotéines pour évaluer la connectivité. En fin de compte, la tranche de cerveau contenant la connexion corticale carotale peut être utilisée pour une variété d’expériences afin de mieux comprendre le traitement de l’information dans les régions auditives du cerveau moyen et du cerveau quatre. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle car les étapes pour bloquer le cerveau avant de trancher sont difficiles à apprendre car elle nécessite une coupe complexe à double angle. ce qui est essentiel pour obtenir des projections intactes.
Pour préparer l’étape de coupe pour le tranchage, coupez un petit morceau de tarière à 3 % d’environ un centimètre cube à utiliser comme butée pour le cerveau, et un autre morceau de 1,5 centimètre sur 1,5 millimètre sur trois millimètres à utiliser comme bosse pour soutenir le colliculus inférieur. Ensuite, collez la butée arrière sur la scène avec de l’adhésif cyanoacrylate, puis collez la bosse sur le côté droit de la butée de sorte qu’elle forme un angle de 80 degrés sur une diapositive marquée de deux lignes à 90 degrés et d’une ligne diagonale à 17 degrés du haut à gauche vers le bas à droite, placez le côté dorsal du cerveau vers le haut au point d’intersection des deux lignes. À l’aide d’une lame de rasoir, retirez deux à quatre millimètres de l’extrémité rostrale du cerveau pour créer une surface plane.
Ensuite, placez le dorlotement du cerveau vers le haut sur la surface plane nouvellement créée. Alignez la surface dorsale du cerveau avec une ligne horizontale et la ligne médiane du cerveau avec une ligne verticale marquée sur la lame. Alignez ensuite la lame du rasoir avec une ligne de 17 degrés.
Inclinez le rasoir à un angle de 30 degrés et retirez environ trois millimètres du cortex droit dans une double diagonale pour monter le cerveau sur la scène de vibrato. Placez un petit morceau de papier filtre sur la face ventrale du cerveau de manière à ce que la dimension longue soit perpendiculaire à la ligne médiane. Appliquez soigneusement une petite quantité d’adhésif cyanoacrylate sur la zone située devant la butée arrière et à gauche de la bosse.
Par la suite, placez le côté cerveau coupé en diagonale double sur la colle de sorte que la partie dorlotée du cerveau et le cerveau postérieur soient calés sur la bosse, et que le côté droit du cerveau soit contre le butoir. Dans cette procédure, placez rapidement l’étape de coupe dans le vibrato, construisez une étape avec la solution de coupe. Ensuite, alignez la lame avec le haut du cerveau.
Retirez un à 1,5 millimètre du haut du cerveau. Ensuite, coupez et retirez d’autres tranches de 300 à 500 micromètres tout en vous déplaçant plus profondément. Lorsque le colliculus inférieur, le corps médial et le noyau ICT latéral sont tous visibles, le gyrus denté doit apparaître en forme de C et la structure doit être alignée.
Obtenez environ deux tranches de 600 micromètres. Il s’agit des tranches corticales carotales. Après cela, transférez-les dans la chambre de maintien à 32 degrés Celsius.
Pour acquérir l’image de l’autofluorescence de la flavoprotéine, collectez les images à quatre hertz pendant 105 secondes. Illuminez le tissu avec une lumière bleue de 470 à 490 nanomètres et capturez au-dessus de 515 nanomètres en veillant à ce que l’image ne soit ni trop sombre ni soufflée. Utilisez ensuite la stimulation électrique pour activer le tissu afin d’acquérir une image calcique.
Collectez des images à 10 hertz pendant 25 secondes. Illuminez le tissu avec une lumière de 365 nanomètres et capturez la fluorescence au-dessus de 510 nanomètres. Encore une fois, assurez-vous que l’image n’est ni trop sombre ni soufflée.
Utilisez ensuite la stimulation électrique pour activer les cellules. Cette image montre la confirmation de la connexion corticale carotale dans la tranche de cerveau par autofluorescence de flavoprotéines. La stimulation électrique administrée à 0,05 hertz au colus inférieur a été imagée à quatre hertz et quatre a traitée pour montrer la puissance à cette stimulation.
Fréquence, le thalamus auditif, le thalamus, le réticulaire, le noyau et le cortex auditif sont activés synaptiquement. Voici une tranche non connectée. La stimulation électrique de la colus inférieure avec activation n’a été observée que dans le thalamus auditif.
La totalité du chemin n’a pas été capturée, probablement parce que l’une des coupures était légèrement hors du plan. Avec projections corticales d’Alam. Cette image montre une activation atypique du cortex auditif.
La stimulation électrique de la colus inférieure a activé le cortex auditif sans signal visible. Dans le thalamus auditif, il est probable que le thalamus était toujours activé, mais il n’était pas à la surface de l’image. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’obtenir une tranche corticale thalamique AAL et d’évaluer sa connectivité.
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Cet article présente une méthode pour préparer la tranche corticale de Calot Thal, en se concentrant sur les principales structures auditives du cerveau de souris. La technique améliore la compréhension de la connectivité dans les régions auditives.
Preserving colliculo-thalamocortical connectivity in mouse brain slices enables rigorous interrogation of auditory information processing across multiple brain regions. This approach supports predictive confidence in mechanistic studies by maintaining both ascending and descending pathways, critical for target validation and pathway de-risking in early discovery. The integration of 3-D printed chamber components and multi-scale optical imaging enhances reproducibility and cross-study comparability, strengthening portfolio decision-making.
This method bridges early discovery and preclinical research by enabling multi-scale analysis of auditory circuits from single-slice preparations. It supports workflows from hypothesis testing to lead identification and mechanistic validation.