Name: Un système organotypiques à haut débit pour la caractérisation de la sensibilité des médicaments cellules du myélome multiple primaire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-15T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 41 s
Description: Découvrez un test de sensibilité aux médicaments à haut débit pour les cellules primaires de myélome multiple. Cette méthode reconstruit la microenvironnement de la moelle osseuse et permet une quantification longitudinale non invasive de la viabilité cellulaire sur 96 heures.

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Cette recherche a été financée par l&#39;État de Bankhead-Coley Science Team Grant de la Floride (2BT03), les National Institutes of / Institut national du cancer de la Santé (1R21CA164322-01) et Science Team Grant Moffitt Cancer Center. Ce travail a été financé en partie par le Fonds pour la recherche translationnelle de base au H. Lee Moffitt Cancer Center &amp; Research Institute, un Comprehensive Cancer Center NCI désigné (P30-CA076292). L&#39;accès aux cellules primaires a été rendue possible grâce au Protocole de Total Care Cancer au Moffitt Cancer Center.

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<li>Scott, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phase+i+trialist%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Oncol%22%5BJournal%5D)">Phase i trialist.</a> Lancet Oncol. 13, 236(2012).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

En résumé, ceci est une méthode de débit puissant et haute de quantifier chimiosensibilité des cellules de MM primaires et ex vivo pharmacodynamique de médicaments dans une reconstitution de la moelle osseuse. Les étapes critiques au sein de ce protocole sont le bon ensemencement des puits et en se concentrant adéquate (voir Figure 2 pour les résultats escomptés): veiller à ce que les cellules de MM et stromales sont uniformément réparties, que les cellules stromales sont adhérentes au fond du ...

Le but de cette méthode est de caractériser la sensibilité aux médicaments du myélome multiple (MM) des cellules primaires pour un panneau d&#39;agents ex vivo, aussi près que possible des conditions physiologiques, et avec suffisamment de précision que ces résultats peuvent être utilisés pour identifier des sous-chimiorésistance populations au sein de la charge tumorale et, finalement, à paramétrer des modèles de calcul visant à estimer la réponse clinique. Les modèles informatiques sont des outils puissants pour analyser les systèmes complexes, tels que le cancer interactions hôte-thérapie. Cependant, les modèles sont seulement aussi bon que les données utilisées pour les paramétrer. Malheureusement, la plupart des données disponibles dans la littérature ne peuvent pas être utilisés dans sa forme actuelle pour paramétrer ces modèles, car ils sont souvent obtenus dans des conditions expérimentales mutuellement exclusifs. Ainsi, de nouvelles expériences sont souvent nécessaires dans le but d&#39;obtenir l&#39;ensemble des paramètres expérimentaux nécessaires. La plupart des essais de viabilité, cependant, sont destructrices et enous limités à un petit nombre de points dans le temps, souvent un seul. Cette handicape grandement l&#39;utilisation de tests de chimiosensibilité de paramétrer des modèles de calcul, puisque de telles expériences ne parviennent pas à fournir des informations sur la dynamique temporelle du système. Cela est particulièrement vrai avec les cellules cancéreuses primaires, qui sont souvent limitées à quelques millions par échantillon, et ont une courte durée de vie après la biopsie, limitant ainsi le nombre de conditions expérimentales disponibles. En outre, la plupart des essais de viabilité nécessitent la séparation du cancer des cellules non cancéreuses (stroma) au moment de la quantification, qui ajoute un surcroît de travail pour le protocole, perturbe en outre les cellules, et limite le nombre d&#39;expériences qui peuvent être effectuées . Il ya 40 ans, le saumon et ses collaborateurs 1 proposé leur fameux test in vitro de la formation de colonies pour l&#39;évaluation de la chimiosensibilité des cellules tumorales. Malheureusement, ce test a trouvé un succès mitigé en raison du petit nombre de mye multiplesLoma (MM) des échantillons de patients qui étaient capables de former des colonies dans des conditions de contrôle: Il a été estimé que seulement un petit sous-groupe de 0,001% à 0,1% des cellules MM ont été capables de replication, étant désignées comme des cellules souches de myélome multiple 2. Cela a limité de manière significative le taux de succès de l&#39;essai et le nombre de médicaments qui pourraient être testés en même temps, même dans les modèles plus récents 3. Cette question est beaucoup plus important maintenant, quand des agents MM (standard ou expérimentales) sont plus nombreux que il ya quatre décennies. Une limitation majeure de ces premiers essais est leur production dichotomique: soit un patient est «sensible» ou «résistant» à un médicament particulier. Aucune information n&#39;a été fournie concernant le degré de sensibilité et de l&#39;hétérogénéité de la population de la tumeur. Ainsi, les patients avec de petites sous-populations de cellules résistantes à croissance rapide seraient classées comme «sensibles» à la thérapie, mais retombait peu, et donc pas benEFIT du traitement. Compte tenu de l&#39;importance de la durée de la réponse de la survie globale (OS) des patients atteints de cancer de 4,5, il est clair comment ces tests ne sont pas en mesure d&#39;estimer correctement OS cohérente. Afin de contourner ces limitations, et d&#39;être en mesure de générer des modèles de calcul spécifiques à un patient qui permettraient d&#39;estimer la réponse clinique personnalisé à un panel de médicaments, nous avons développé une méthode pour la sensibilité au médicament de contrôle non destructif de myélome multiple (MM) lignées cellulaires et les cellules MM primaires dans une ex vivo reconstruction du microenvironnement de la moelle osseuse, y compris le stroma et la matrice extracellulaire 6. Cet essai, cependant, avait la limitation de compter sur une diapositive microfluidique commerciale particulière, dont les dimensions et le coût limité le nombre d&#39;expériences ou de médicaments qui pourraient être réalisées à la fois dans un équipement donné. Le système décrit ici étend cette analyse originale dans une haute-throughput organotypique plate-forme de dose-réponse, pour le criblage in vitro de médicaments, sur la base d&#39;un algorithme numérique d&#39;analyse d&#39;image de manière non destructive quantifier la viabilité cellulaire. Chaque puits dans 384 ou 1 536 puits des plaques est une reconstruction 3D du microenvironnement de la moelle osseuse, y compris des cellules primaires de MM, une matrice extracellulaire, et le stroma et les facteurs de croissance dérivés de patients. Microscopie directe et une analyse d&#39;image numérique sont utilisés pour détecter des événements de mort cellulaire dans différentes concentrations de médicament, qui sont utilisés pour générer des surfaces de dose-réponse. D&#39;après les données in vitro, un modèle mathématique identifie la taille et la chimiosensibilité des sous-populations à l&#39;intérieur de la charge tumorale du patient, et peut être utilisé pour simuler la manière dont la tumeur répondrait à la drogue (s) dans des conditions physiologiques dans un régime clinique 6 ( Figure 1). Les principales innovations de cette plate-forme sont: (a) petit nombre de cellules cancéreuses nécessaires (1,000-10,000 par médicament concentration); (B) l&#39;évaluation de l&#39;efficacité des médicaments dans des conditions physiologiques (matrice extracellulaire, stroma, des facteurs de croissance provenant de patients); (C) Aucune toxicité de la viabilité des marqueurs 7 puisque seule l&#39;imagerie du champ lumineux est utilisé, donc pas nécessaire de transfecter des cellules avec une fluorescence 8 ou 9 bioluminescence; (D) l&#39;imagerie en continu fournit l&#39;effet du médicament en fonction de la concentration et du temps d&#39;exposition (pharmacodynamie); et (e) l&#39;intégration entre les modèles in vitro et l&#39;évolution de calcul pour estimer le résultat clinique 6 (Silva et al., en préparation). Le facteur clé qui permet à l&#39;algorithme d&#39;analyse d&#39;image numérique de discerner le cancer à partir de cellules stromales est leur affinité différente pour le fond du puits: les cellules MM ne se conforment pas, et restent en suspension dans la matrice, tandis que les cellules stromales adhèrent au fond de la bien et puis étirer. Cette séparation se produit même si MM et le stroma unere ensemencées en même temps, et se produit au cours de la / O N processus d&#39;incubation. L&#39;ensemencement de filature dans la centrifugeuse suivante de la plaque accélère encore ce processus. En conséquence, les cellules MM apparaissent dans l&#39;image que les disques ronds lumineux entouré par un anneau sombre, tandis que le stroma maintient un profil bas et une teinte plus foncée (Figure 2). Ainsi, le dosage dans sa forme actuelle est le mieux adapté pour les cellules cancéreuses non-adhérentes, bien que des ajustements dans l&#39;algorithme pourrait être fait pour le cancer et le stroma séparé reposant sur d&#39;autres caractéristiques morphologiques, comme la taille et la forme. Dans ce protocole, nous décrivons deux types de matrice extracellulaire (collagène et de sous-sol matrice de membrane) ainsi que les deux types de co-cultures, avec (cellules souches mésenchymateuses de moelle extraite d&#39;os) BMSC et HUVEC, qui représente les créneaux interstitiels et périvasculaires de la moelle osseuse respectivement. Utiliser une plaque de 384 puits, 5 concentrations par la drogue et deux répétitions, nous avons été en mesure de test jusqu&#39;à 31 médicaments différents avec l&#39;échantillon d&#39;un seul patient. En 1536 plaques ainsi ce nombre est 127. Figure 3 représente la disposition actuellement utilisée pour l&#39;ensemencement manuel cellulaire, tandis que la figure 1 supplémentaire représente la distribution optimale aide d&#39;une pipette robotisée. Dans la conception de la figure 3, chaque plaque de 384 puits peut transporter 3 échantillons de patients avec 7 différents médicaments, soit un échantillon de patient testés avec 21 médicaments. Chaque médicament est représenté par 5 concentrations, et chaque état est ensemencée en double. 4 puits de contrôle (pas de médicament ajouté) sont ensemencées pour chaque ensemble de 7 médicaments (par exemple, les puits 36-39, 126-129 et 200-203). Pour garantir l&#39;efficacité des médicaments utilisés, une lignée cellulaire de myélome humain (par exemple, H929 ou MM1.S) est également tête de série, et droguée en double à la plus forte concentration de chacun des médicaments utilisés (puits 76-89). Le contrôle de la lignée cellulaire positif assure que les médicaments utilisés ont une puissance suffisante, puisque leurs courbes de réponse de dose sont comparables acexpériences Ross. Deux puits sont ensemencés avec une lignée cellulaire de myélome que le contrôle des conditions environnementales, en d&#39;autres termes, pour détecter d&#39;éventuels problèmes dans la paillasse incubateur lors de l&#39;imagerie (puits 75 et 90). Le dénombrement des puits suit un motif en zigzag afin de réduire la distance parcourue par la platine motorisée du microscope, ce qui réduit le temps d&#39;acquisition et de réduire l&#39;usure de l&#39;équipement.

<table><tbody><tr><td>EVOS FL AUTO</td><td>AMG</td> AMAFD1000 <td>+ AMC1000</td><td>Microscope numérique équipé d’une platine motorisée et d’un incubateur de paillasse.</td></tr><tr><td>Plaque à 384 puits CellBind</td><td>CORNING</td><td>CLS3683 SIGMA</td><td>Corning CellBIND Plaques à 384 puits Plaque à 384 puits, polystyrène, surface CellBIND, stérile, transparent à fond plat, noir, avec couvercle</td></tr><tr><td>Plaque à 1 536 puits CellBind</td><td>CORNING</td><td>CLS3832 ALDRICH</td><td>Corning Plaques à 1 536 puits, base basse, traitement de surface CellBIND, stérile</td></tr><tr><td>Ficoll-Paque Plus&nbsp ;</td><td>GE Healthcare</td><td>GE17-1440-02 SIGMA</td><td>Pour l’isolement in vitro des lymphocytes du sang périphérique humain.</td></tr><tr><td>CD138 perles magnétiques</td><td>Miltenyi&nbsp ;</td><td>130-051-301</td><td>Billes magnétiques conjuguées d’anticorps pour la sélection de cellules CD138+.</td></tr><tr><td>Colonnes LS</td><td>Miltenyi&nbsp ;</td><td>&nbsp ; 130-042-401</td><td>Colonne pour la séparation des cellules.</td></tr><tr><td>Séparateur MidiMACS</td><td>Miltenyi&nbsp ;</td><td>130-042-302</td><td>Aimant pour colonne de séparation.</td></tr><tr><td>Matrigel</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E6909 SIGMA</td><td>ECM Gel d’Engelbreth-Holm-Swarm Sarcome murin</td></tr><tr><td>Getrex</td><td>Life Technologies</td><td>A1413201</td><td>Matrice membranaire basale à facteur de croissance réduit sans LDEV</td></tr><tr><td>HUVEC</td><td>Life Technologies</td><td>C-003-25P-B</td><td>Cellules endothéliales de la veine ombilicale humaine (HUVEC)</td></tr><tr><td>RPMI-1640 média</td><td>GIBCO</td><td>11875-093</td><td>RPMI 1640 Medium + L-Glutamine + Rouge de Phénol</td></tr><tr><td>FBS Inactivé par la chaleur</td><td>GIBCO</td><td>10082-147</td><td>Sérum de veau fœtal, certifié, inactivé par la chaleur, origine américaine</td></tr><tr><td>3,1 mg/ml Collagène bovin de type I</td><td>Advanced Biomatrix</td><td>5005-B</td><td>Solution de collagène bovin, Type I, 3 mg/ml, 100 ml</td></tr><tr>Système de <td>pipette robotisé</td> <td>Precision XS</td><td>BIOTEK</td><td>PRC3841</td></tr></tbody></table>

un système organotypiques à haut débit pour la caractérisation de la sensibilité des médicaments cellules du myélome multiple primaire

An Organotypic High Throughput System for Characterization of Drug Sensitivity of Primary Multiple Myeloma Cells

Dans ce travail, nous décrivons une nouvelle approche qui combine ex vivo tests de sensibilité aux médicaments et l&#39;analyse d&#39;image numérique pour estimer la chimiosensibilité et l&#39;hétérogénéité de myélome multiple (MM) de cellules provenant de patients. Cette approche consiste à ensemencer les cellules MM primaires fraîchement extraites d&#39;aspirats de moelle osseuse dans des chambres microfluidiques mises en œuvre dans des plaques à puits multiples, chacun consistant en une reconstruction du microenvironnement de la moelle osseuse, y compris la matrice extracellulaire (collagène ou de la membrane basale matrice) et le stroma (patient des cellules dérivées de souches mésenchymateuses ou des cellules endotheliales) d&#39;origine humaine (HUVEC). Les chambres sont drogués avec différents agents et concentrations, et sont imagés séquentiellement pendant 96 heures grâce à la microscopie à champ clair, dans un microscope motorisé équipé d&#39;un appareil photo numérique. Logiciel d&#39;analyse d&#39;image numérique détecte cellules vivantes et mortes de présence ou absence de mouvement de la membrane, et génère des courbes d&#39;évolution de la viabilité en fonction of concentration de drogue et le temps d&#39;exposition. On utilise un modèle de calcul pour déterminer les paramètres de la chimiosensibilité de la population ayant une tumeur de chaque médicament, ainsi que le nombre de sous-populations présentes en tant que mesure de l&#39;hétérogénéité de la tumeur. Ces modèles adaptés au patient peuvent alors être utilisées pour simuler des régimes thérapeutiques et estimer la réponse clinique.

Le flux de l&#39;expérience est brièvement décrit à la figure 1 Si toutes les étapes sont terminées avec succès, les images obtenues par le microscope devraient être équivalentes à la figure 2:. Vivent les cellules MM doivent être clairement visibles comme des disques lumineux et BMSCs ou HUVECs devraient être à peine visible et bien réparties dans le fond. Comme on le voit sur ​​la figure 2A, les cellules MM varient en taille d&#39;un patient à l&#39;autre, mais en gén...

Nous décrivons un test de sensibilité aux médicaments à haut débit pour les cellules primaires du myélome multiple. Il s’agit d’une reconstruction du microenvironnement de la moelle osseuse (y compris la matrice extracellulaire et le stroma) dans des plaques multi-puits, et d’une méthode non invasive de quantification longitudinale de la viabilité cellulaire.

Un système organotypiques à haut débit pour la caractérisation de la sensibilité des médicaments cellules du myélome multiple primaire

In this work we describe a novel approach that combines ex vivo drug sensitivity assays and digital image analysis to estimate chemosensitivity and ...

L'objectif général de cette procédure est de quantifier la chimiosensibilité des cellules primaires de myélome multiple à un panel d'agents chimiothérapeutiques. Cela est réalisé en mélangeant d'abord des cellules de myélome multiple isolées à partir d'un prélèvement frais de moelle osseuse avec un stroma dérivé du patient et du collagène en pré-culture. Dans la deuxième étape, le mélange de cellules est ensemencé dans une plaque multipuits.Les cellules sont ensuite traitées avec les agents chimiothérapeutiques d'intérêt, et la plaque est transférée dans l'incubateur d'un microscope motorisé pour une imagerie séquentielle des cellules sur une période d'incubation de 96 heures. En fin de compte, un algorithme d'analyse d'image numérique peut être utilisé pour générer des courbes de viabilité pour chaque médicament et chaque concentration. Les principaux avantages de cette technique par rapport aux tests de viabilité existants en point final sont qu'elle permet de tester plusieurs agents chimiothérapeutiques contre un seul échantillon provenant d'un patient, et que la viabilité des cellules du patient peut être mesurée de façon longitudinale sur plusieurs jours sans avoir à séparer les cellules du stroma ou de la matrice.Les implications de cette technique s'étendent à la thérapie des tumeurs hématopoïétiques, car elle peut théoriquement être utilisée pour prédire la réponse clinique à des régimes chimiothérapeutiques spécifiques. Nous avons eu l'idée de ce protocole lorsque nous avons réalisé que le remplacement de nos anciennes lames microfluidiques par des plaques multi-puits réduirait considérablement le coût et le temps nécessaires pour mener à bien l'expérience. Pour préparer les cocultures primaires de myélome multiple et de cellules souches mésenchymateuses dérivées de la moelle osseuse à l’aide d’une pipette multicanal, commencez par suspendre les cellules à une concentration six fois supérieure à la concentration finale dans le milieu RPMI 1640.Ensuite, mélanger 50 microlitres de chaque type cellulaire avec du collagène de type I fraîchement préparé jusqu'à un volume final de 300 microlitres. Puis utiliser une pipette multicanal pour distribuer manuellement huit microlitres du mélange matriciel cellulaire au centre de chaque puits d'une plaque 384. Centrifuger ensuite la plaque afin de concentrer toutes les cellules sur le même plan focal.Après centrifugation, incuber les plaques dans des conditions de culture cellulaire pendant une heure afin de permettre la polymérisation du gel. Ajouter ensuite 80 microlitres de milieu de croissance complémenté dans chaque puits et incuber la plaque toute la nuit pour permettre au stroma d'adhérer au fond de la plaque. Pour préparer des co-cultures de stroma de myélome multiple à l'aide d'une pipette robotisée, commencer par suspendre 300 microlitres de cellules de myélome multiple positives pour le CD138 et 300 microlitres de cellules stromales dans du RPMI 1640, milieu à six fois la densité finale souhaitée, comme vient d'être illustré.Ensuite, mélanger les deux types cellulaires dans un tube de 1,5 millilitre étiqueté CD138 positif et placer le tube dans une étuve à culture cellulaire. Puis, suspendre 60 microlitres de la lignée cellulaire de myélome multiple appropriée et 60 microlitres des cellules stromales dans du RPMI 1640, milieu à six fois la densité finale souhaitée, puis mélanger les deux types cellulaires dans un tube de 1,5 millilitre étiqueté « lignée cellulaire de ce second tube » et incuber également à 37 degrés Celsius. Sur le pipeteur robotisé, charger le fichier de script de semis cellulaire.Ensuite, placez une boîte de pointes de pipette de 200 microlitres dans la station A, une plaque de microtitration dans la station B et une plaque stérile de 384 puits dans la station E du robot. Puis, mélangez le mélange de cellules CD138-positives avec le tube de milieu préparé fraîchement contenant du CD138 prémélangé, et transférez 1,5 millilitre de la solution cellulaire obtenue dans le puits numéro un de la plaque de microtitration.Placer le reste des cellules sur de la glace et démarrer le programme. Le robot va semer les 176 premiers puits de la plaque de 384 puits, puis faire une pause. Profiter de ce moment pour transférer les cellules CD138 positives restantes dans le puit numéro deux de la plaque microtitration et reprendre le programme.Le robot détectera les 144 puits restants de la plaque et s'arrêtera à nouveau. Mélangez alors les cellules provenant du tube de lignée cellulaire avec un tube de mélange préparé fraîchement pour la lignée cellulaire, puis transférez le contenu dans le puit numéro trois de la plaque microtitration. Reprenez ensuite le programme, permettant ainsi au robot de semer les 64 puits restants de la plaque 3 en 84 puits.Une fois que le dernier puits a été ensemencé, centrifuger les cellules et transférer les cocultures dans l'incubateur de culture cellulaire pour la polymérisation du collagène. Après une heure, charger le script de la couche de milieu sur le robot et placer une boîte de pointes de pipette de 120 microlitres dans la station A, un réservoir de réactif contenant 31 millilitres de milieu RPMI 1640 supplémenté en sérum de veau fœtal, plasma de patient et antibiotiques dans la station B, et la plaque CED 3 de 84 puits dans la station E. Ensuite, exécuter le programme. Le robot transférera 81 microlitres du milieu supplémenté dans chaque puits.Lorsque le robot a terminé, remettez les cellules dans l’incubateur pour permettre au stroma d’adhérer au substrat pendant la nuit. Pour traiter les cellules semées avec le médicament d’intérêt, chargez d’abord le script du plateau de médicament pour la couche de milieu dans l’interface utilisateur du pipeteur robotisé. Ensuite, placez une boîte de pointes de pipette de 120 microlitres sur la station A, un réservoir contenant 21 millilitres de RPMI 1640 supplémenté avec du plasma de patient FPS et des antibiotiques sur la station B, et une plaque vide de 3 84 puits sur la station E, puis lancez le programme ; le pipeteur robotisé ajoutera 30 microlitres de milieu dans chacun des puits.La plaque 3 84 puits. Ensuite, selon le modèle, ajouter 200 microlitres de médicament à 20 fois la concentration maximale dans chaque puits d'une plaque microtitration pour le témoin. Ajouter du milieu complété avec du plasma de patient FPS et des antibiotiques.Placez ensuite une boîte de pointes de pipette de 120 microlitres dans la station A, la plaque multidébouchons de médicaments dans la station B et une plaque 384 puits de milieu dans la station C, puis chargez le programme de plaque de médicaments. Le pipeteur robotisé effectuera une dilution sérielle un sur trois, comme illustré sur cette figure. Placez maintenant une nouvelle boîte de pointes de pipette de 120 microlitres dans la station A, la plaque 384 puits contenant le médicament dilué dans la station B et la plaque 384 puits contenant les cellules ensemencées dans la station C, puis lancez le programme d'ajout de médicament.Le pipeteur robotisé transférera huit microlitres de médicament depuis chaque puits de la plaque de médicament vers le puits correspondant de la plaque de cellules. Une fois le dernier puits traité, transférez immédiatement la plaque de cellules dans l'incubateur du microscope numérique. Ensuite, pour imager les cellules, nettoyez l'intérieur de l'incubateur de paillasse avec une lingette humide imprégnée d'éthanol, puis échangez soigneusement le couvercle de la plaque contre le couvercle de l'incubateur.Ensuite, suivez les étapes logicielles pour ajouter les points de repère des régions d'intérêt à imager successivement au cours de l'expérience. Enfin, à l’aide d’un objectif de 5 ou 10 x, mettez les cellules au point jusqu’à ce que les cellules de myélome multiple apparaissent comme des disques brillants entourés par un anneau sombre, tandis que les cellules stromales sont à peine visibles. Dans cette expérience, les cellules vivantes de myélome multiple ont été colorées artificiellement en vert, aucune ou très peu de fluorescence verte n’étant observée dans les cellules stromales et les cellules endothéliales veineuses ombilicales humaines à la fin de l’expérience, à la concentration la plus élevée du médicament, lorsque toutes les cellules de myélome multiple étaient mortes.Le logiciel du robot a ensuite été utilisé pour analyser la perte progressive de viabilité résultant de l'exposition aux différentes concentrations de médicament au fil du temps. Il est important d'observer attentivement toutes les puits ensemencés avant de commencer le processus d'acquisition d'images, car des artefacts pourraient induire en erreur le logiciel d'analyse d'images et conduire à des résultats erronés. Par exemple, ici, le résultat d'une densité excessive de cellules stromales ou d'un temps trop long entre la trypsination, l'individualisation et l'ensemencement est montré, entraînant la formation d'agrégats cellulaires, comme visible sur cette image.Si les lignées cellulaires sont ensemencées à deux densités élevées, elles formeront des colonies au fur et à mesure de leur réplication, réduisant ainsi la précision de l'algorithme d'analyse d'image numérique, car il devient de plus en plus difficile de distinguer une cellule d'une autre. Trop peu de cellules de myélome multiple ont été ensemencées lorsque le nombre de cellules de myélome multiple obtenues à partir du prélèvement de moelle osseuse est inférieur à 500 000. Il est nécessaire de déterminer le volume mort du tube utilisé avant l'ensemencement des cellules et d'inclure ce volume dans les calculs de dilution. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en deux à trois heures.Lorsque vous effectuez cette procédure, il est important de garder le milieu prémélangé contenant le collagène sur de la glace afin d'éviter la polymérisation avant que les cellules ne soient prêtes. Cela a également permis d'explorer comment l'hétérogénéité de la chimiosensibilité de la charge tumorale peut déterminer la profondeur et la durée de la réponse du patient.

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Cette vidéo présente un test étudiant le rôle des cellules de type neutrophile dans la protection des cellules de lymphome contre la cytotoxicité des agents chimiothérapeutiques. Une co-culture 3D, composée de cellules de type lymphome et neutrophiles, est établie et exposée à la vincristine, un médicament de chimiothérapie. Le contact direct avec les cellules de type neutrophile induit une régulation positive des protéines anti-apoptotiques dans les cellules du lymphome, favorisant ainsi leur...

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En vrac gene expression mesures nuage cellule individuelle différences dans les populations de cellules hétérogènes. Nous décrivons ici un protocole pour analyse de l’expression génique et l’index Comment unicellulaires Tri par Florescence activé cellule Tri (FACS) peut être combiné pour délimiter l’hétérogénéité et immunophenotypically caractériser les populations cellulaires moléculairement distinctes.

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Ici nous utilisons bioluminescent, radiographie et tomographie par émission de positons/calculé tomographie imaging pour étudier comment inhiber l’activité mTOR impacts tumeurs myélome de la moelle osseuse-implanté dans un modèle de xénogreffe. Cela permet des analyses physiologiquement pertinents, non invasif et multimodales de l’effet anti-myélome de thérapies ciblant myélome de la moelle osseuse-greffée tumeurs in vivo.

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Un système organotypiques à haut débit pour la caractérisation de la sensibilité des médicaments cellules du myélome multiple primaire (Vidéo) | JoVE Journal

Un système organotypiques à haut débit pour la caractérisation de la sensibilité des médicaments cellules du myélome multiple primaire

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