Name: Moustaches de signalisation eyeblink conditionnement classique chez les souris de tête-fixe (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 14 s
Description: Découvrez le conditionnement classique du clignement de paupière par stimulation des moustaches chez des souris à tête fixée. Cette méthode permet d'étudier les mécanismes neurobiologiques de l'apprentissage et de la mémoire.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail a été financé par le ministère de la Défense (W81XWH-13-01-0243) et les National Institutes of Health (R37 AG008796). Nous remercions Alan Baker dans la boutique de la machine de la Northwestern University pour la construction de l&#39;appareil de culasse fixe. Nous remercions le Dr Shoai Hattori pour ses conseils en MATLAB et Solidworks. Nous remercions le Dr John Power pour le logiciel LabView qui contrôlait l&#39;expérience.

Toutes les procédures impliquant des souris ont été effectuées conformément aux protocoles approuvés par Institutional Animal Care de l&#39;Université Northwestern et l&#39;utilisation Comité sur la base des lignes directrices publiées par l&#39;Institut national de la santé. 1. Le cylindre (figure 2A) <ol><li> Construire le cylindre comme décrit par Chettih et al. Et Heiney et al. À partir d&#39; un long cylindre de mousse 14-15. Couper une longueur de 10 cm du cylindre et percer un trou dans le centre pour adapter l&#39;axe, une tige de 12,7 mm de métal (0,5 po.) De diamètre. Monter le cylindre avec son axe sur un breadboard optique métallique tel que décrit par Heiney et al. , Ou un autre support (par exemple, Plexiglas) 15. </li><li> Ériger deux tiges métalliques verticales de 12,7 mm de diamètre de part et d&#39;autre du cylindre. </li><li> Fixez les deux supports à angle droit sur les tiges métalliques. </li><li> Fixer deux tiges plus (5 cm de long, 12,7 mm de diamètre) à travers les supports à angle droit. Bevel ee extrémités de ces tiges et niveler leurs extrémités au- dessus du centre du cylindre (figure 2G). </li><li> Percer et appuyez sur un trou à travers les extrémités nivelées des tiges pour tenir deux 4-40 vis de la machine qui contiendra les ailes du connecteur en place (Figure 2G). </li></ol> 2. Montage du système de stimulation Whisker (figure 2B) <ol><li> Couper un segment de 10 dent de peigne d&#39;un peigne ordinaire. </li><li> Couper une fente d&#39;environ 2-3 mm de large et environ 5 mm de profondeur sur la partie supérieure du peigne à accepter un 2-couche actionneur de flexion rectangulaire. </li><li> Soudez un fil à chaque surface de l&#39;actionneur de flexion. Utiliser la soudure et du flux fourni par le fabricant. Couverture de l&#39;actionneur et de la soudure avec du ruban isolant pour protéger la souris et de l&#39;utilisateur à partir du courant électrique. </li><li> Glissez la barre d&#39;actionnement dans la fente découpée dans le peigne de telle sorte que la bande de l&#39;actionneur de flexion se trouve perpendiculaire au plan du peigne. Angle du peigne de sorte qu&#39;il est incliné à 45 ° et plus naturellement suit la courbe du visage de la souris. </li><li> Fixer l&#39;extrémité de la bande d&#39;actionneur vers le haut du peigne avec prise rapide époxy. Remarque: les fils soudés sur la bande d&#39;actionneur de flexion doivent être connectés à un rhéostat qui délivre 40 volts à l&#39;actionneur. Des expériences antérieures ont montré que 40 volts est efficace pour le conditionnement, mais n&#39;évoquent pas de réactions effarouchées. </li><li> Placez l&#39;actionneur de pliage et le peigne sur un support mobile. Un porte-pipette attachée à une base magnétique normalement utilisé pour les plates - formes in vitro d&#39;électrophysiologie fonctionne bien. </li></ol> 3. Montage du connecteur qui se monte à Rods au-dessus du cylindre (figure 2C, 2E) Remarque: Le connecteur est un 3-D imprimé bande 7 trous modélisée de la série 221 bande de nylon Amphenol utilisé pour l&#39;attache par Weiss et Disterhoft et Galvez et al 10,17. <ol><li> Appuyez sur le premier trou dans la bande pour un x-1 0-80&quot;Vis de la machine. Cela servira une vis de blocage pour fixer le casque au connecteur. Apposer un écrou 0-80 à la tête de la vis de blocage avec de la colle cyanoacrylate, afin de faciliter la rotation de la vis à la main. </li><li> Laisser un trou vide après le trou taraudé (pour laisser place à l&#39;écrou 0-80 de la machine) et pousser cinq prises relia-tac dorés à travers les cinq trous restants. </li><li> Dénuder le revêtement de cinq longs fils (fils obtenus à partir d&#39;un câble Ethernet) et souder les extrémités des douilles. Remarque: Les deux premiers fils seront utilisés pour enregistrer les signaux électromyographiques (EMG) qui détecteront une réponse eyeblink suivant le filtrage du signal et l&#39;amplification d&#39;un amplificateur. La seconde deux vont délivrer le signal de choc d&#39;un isolateur de stimulus. Le dernier fil servira de liaison au sol. Ces fils seront connectés aux systèmes utilisés pour la livraison CS-US chronométré. </li><li> Assurer la connectivité électrique entre les fils et les prises avec un multiMeter. Mettez le multimètre sur le réglage de la continuité et de maintenir l&#39;une des sondes à la broche et l&#39;autre sonde aux extrémités dénudées du fil. Les broches et les fils sont reliés électriquement lorsque la résistance est faible et le multimètre émet un signal sonore. <ol><li> Par ailleurs, si le multimètre n&#39;a pas de réglage de la continuité, mesurer la résistance entre les broches et les fils. Il y a continuité électrique s&#39;il y a très peu de résistance mesurée. </li></ol></li><li> Préparer les ailes du connecteur à partir de transistors deux TO-220 style. Coupez les fils émetteur, de base et de collecteur du transistor et niveler la surface de sorte qu&#39;il peut être apposé sur le connecteur. </li><li> Coupez le bord de la patte de fixation de violer le trou de sorte que la languette peut se glisser sous la tête de la vis. </li><li> Époxy transistors au connecteur. Le trou dans la patte de fixation est utilisé pour fixer le connecteur aux tiges au-dessus du cylindre. </li><li> Appliquer l&#39;époxy sur la base des fils protruding des prises de courant et permettre à l&#39;époxyde sécher. L&#39;époxy va isoler et protéger les connexions. </li></ol> 4. Préparation de la Coiffe (figure 2D, 2E) Remarque: La bande de têtière est un 3-D imprimé bande 7 trous modélisée de la bande série de nylon Amphenol 221 utilisé pour la têtière par Weiss et Disterhoft et Galvez et al 10,17.. Cette pièce est plus fabriqué commercialement. Le fichier d&#39;imprimante peut être téléchargé à partir du site web de ce journal. <ol><li> Appuyez sur le premier trou dans la bande pour une &quot;vis 0-80 x 1 de la machine et laisser un trou vide après le premier trou. </li><li> Poussez cinq broches plaqués or à travers le fond des cinq trous restants (à travers les extrémités plus étroites). Utilisez un étau pour faciliter pousser les broches dans la bande uniformément. </li><li> En utilisant un extracteur thermique, retirer environ 0,5 cm d&#39;un revêtement de polyimide à l&#39;extrémité d&#39;un fil d&#39;acier inoxydable (0,005 po. De diamètre), souder l&#39;extrémité dénudée du poidsire à l&#39;ouverture de l&#39;une des broches et couper le fil à 0,6-0,7 cm. </li><li> Bande d&#39;environ 0,2 cm de l&#39;extrémité du fil pour permettre au courant de passer à l&#39;animal. </li><li> Répétez les étapes 4,3-4,4 pour les trois fils restants. Remarque: Les deux premiers fils vont enregistrer les réponses EMG tandis que le second deux vont servir à délivrer un choc à l&#39;animal. </li><li> Comme la dernière (cinquième) fil servira de fil de terre, couper environ 5 cm de fil non revêtu d&#39;acier inoxydable (0,005 po. De diamètre), et de la soudure à la broche restante. </li><li> Assurer la continuité entre les fils et les broches avec un multimètre. (Dans le cas du fil de terre, qui est non couché, la sonde multimètre peut être placé n&#39;importe où le long du fil.) </li></ol> 5. Préparation chirurgicale (Figure 2F) <ol><li> Stériliser tous les instruments chirurgicaux, y compris la têtière. Stériliser l&#39;élément de tête en le trempant dans de l&#39;alcool, puis rincer avec une solution saline stérile. </li><li> Anesthésier la souris dans une chambre d&#39;induction à 04/03% en volumeaporized isoflurane mélangé avec un taux de 1-2 litres d&#39;oxygène par minute. </li><li> Vérifier que l&#39;animal est entièrement anesthésié avec une pincée d&#39;orteil. La souris est entièrement anesthésié quand il ne répond pas réflexive au pincement des orteils. </li><li> Une fois que l&#39;animal a été complètement anesthésié, injecter une dose de chlorhydrate de buprénorphine comme analgésique (0,05-2 mg / kg, sc), de se raser le haut de la tête de l&#39;animal, placez-le sur un coussin chauffant recouvert sur la base du cadre stéréotaxique , vérifier que l&#39;animal est complètement anesthésié, et fixer la tête sur le cadre. Maintenir le débit d&#39;isoflurane vaporisé à l&#39;animal, le passage à 2% à un taux de 1-2 litres d&#39;oxygène par minute. Appliquez une petite quantité de pommade ophtalmique aux cornées. </li><li> Désinfecter le cuir chevelu avec povidone-iode et d&#39;alcool trois fois chacun, en alternance entre les deux. </li><li> Avec une lame n ° 10 ou 15 scalpel, faire une incision le long de la ligne médiane du cuir chevelu, à exposer le crâne de l&#39;avant du til les yeux au-delà de l&#39;os interparietal (~ 1,5-2 cm). </li><li> Retenez les volets de la peau avec des micro clips. Placez un clip dessus de l&#39;œil, on le long du milieu de l&#39;axe rostrale-caudale, et un à l&#39;arrière du crâne bilatéral (c. -à- utiliser six clips en tout). Afin d&#39;éviter que headpiece avulsion, exposer autant du crâne que possible, y compris les côtés et l&#39;arrière. Cela augmente la surface pour l&#39;application du ciment colle de scellement. </li><li> En utilisant le scalpel, gratter le long du sommet du crâne pour enlever le périoste et d&#39;assurer une surface de travail propre et sec. Nettoyez le dessus du crâne avec 3% de peroxyde d&#39;hydrogène à trois reprises. </li><li> Percez deux trous dans le crâne avec un inversé ronce de taille 34 de cône ou d&#39;un foret de coupe de gravure de 1,6 mm à accepter 00-90 vis (0,0625 à. Long). Les vis assurer la connexion électrique de masse. Placer un trou en face du bregma, et l&#39;autre en face de Lambda, à gauche de la ligne médiane lorsque le conditionnement droit oeil. Placer une vis dans chaque trou. Abaissez la vis 0,28 mm dans le crâne pour chaque tour complet; deux tours complets est suffisant. </li><li> Créer plusieurs petites mottes de gazon d&#39;environ 0,75 mm de diamètre sur le crâne afin d&#39;augmenter la surface et la force de préhension pour le ciment. </li><li> Prenez le casque rempli et enrouler le fil de terre dans une configuration en forme de huit autour des deux vis. Laissez un peu de mou (~ 1,5 cm entre le casque et la vis) dans le fil de terre de sorte que le casque peut être positionné correctement plus tard. Note: Le chiffre huit assure habituellement une bonne connexion électrique entre le fil et les vis de terre. Le fil peut également être soudée à la vis pour assurer une connexion électrique. </li><li> Appliquer le ciment adhésif de collage. Suivez les instructions du fabricant pour mélanger l&#39;adhésif ciment de scellement ou mélanger 4 boules de L-Powder mélange, 8 gouttes de la base, et 2 gouttes de catalyseur dans un plat de mélange céramique à froid (assurer la bande de température on le plat de mélange est complètement noir.) La température froide prolonge le temps de travail du ciment. <ol><li> Enduire le crâne et les vis libéralement avec le ciment de scellement et laisser le ciment sécher. Cela ne devrait prendre que quelques minutes. </li></ol></li><li> Après que le ciment a séché, positionner verticalement l&#39;élément de tête, avec les broches debout, au-dessus du crâne. Tenir le casque en place avec un support similaire au connecteur Remarque: Voir &quot;3. Montage du connecteur&quot; -Le titulaire doit seulement être une bande de cinq trous avec des prises plaquées or afin de recevoir les broches de la têtière. Le support est fixé à un bras sur le cadre stéréotaxique. L&#39;utilisation du support et du bras facilite le positionnement de l&#39;embout supérieur et les fils. </li><li> Après la têtière a été positionné, peler la peau autour de la zone périorbitaire et positionner les deux fils de choc pour permettre aux 0,2 cm extrémité dénudée pour se reposer sous la peau et d&#39;environ 2-4 mm directement caudale à l&#39;eye. Ne pas laisser les extrémités des deux fils se touchent mutuellement. Placez les deux fils EMG sur la musculeuse orbiculaire au-dessus de l&#39;orbite. <ol><li> Si nécessaire, couper les extrémités des fils si elles sont trop longues et semblent comme si elles peuvent directement rayer l&#39;orbite et entraîner une infection. Si couper les extrémités du fil, assurez-vous qu&#39;il ya assez de fil nu exposé. Par ailleurs, si les fils semblent trop long, plier le fil de retour à la base, où ils étendent de la têtière. </li><li> Sceller la base des fils (ie, la fin près de la têtière) en place sur le crâne avec un petit écart de l&#39;adhésif ciment de scellement et laisser sécher (utiliser la moitié de la partie décrite plus haut). </li></ol></li><li> Retirez les micro clips et incorporer délicatement les volets de la peau en arrière sur le ciment. Laissez la peau de régler naturellement à éviter les tensions sur toute partie de la peau afin d&#39;éviter toute distorsion de la paupière, de la prévention de la réponse eyeblink,et la détresse de l&#39;animal. </li><li> Sceller la zone exposée avec du ciment dentaire, couvrant tout de la peau incisée sur le bord de la partie supérieure de la coiffe avec du ciment. Prendre des précautions supplémentaires pour éviter dégoulinant de ciment sur les yeux ou les broches de la têtière. Partiellement ciment durci peut être lissée et manipulé avec un coton-tige qui est humidifié avec un solvant de ciment dentaire. Laisser le ciment sécher complètement avant de retirer le support de têtière. </li><li> Permettre à l&#39;animal de se remettre de l&#39;anesthésie sur une surface chauffée avant de remplacer l&#39;animal dans sa cage. Administrer Metacam (1 mg / kg, SQ), puis placer l&#39;animal dans sa cage. </li><li> Laisser l&#39;animal 5-7 jours de récupération avant l&#39;essai ou de formation. Maintenir les soins post-opératoires standard pour l&#39;animal selon les directives de votre institution. L&#39;animal doit être vérifié au moins une fois par jour après qu&#39;il a récupéré de la chirurgie. Surveillez les signes de mauvaise alimentation et / ou de boire et de comportement apathique. Si la douleurest soupçonné, fournir Metacam toutes les 24 heures (même dose à la fin du post-chirurgie) jusqu&#39;à atténué. Lidocaïne peut être appliqué localement sur la plaie si l&#39;animal se gratte ou montre des signes d&#39;inconfort. </li></ol> 6. Mise en place de la souris sur le cylindre et la formation (Figure 2G) <ol><li> Pour placer la souris sur le cylindre, retenir la souris avec une main brièvement en le tenant par la queue avec une main, puis saisir la souris derrière les épaules avec l&#39;index et le pouce de l&#39;autre. Envelopper les autres doigts autour de l&#39;abdomen et le torse de la souris. </li><li> Avec la main ne retenant la souris, branchez le connecteur du casque sur la tête de la souris et tourner la vis de blocage. </li><li> Placez la souris doucement sur le cylindre et le maintenir en place pendant que la fixation du connecteur sur le châssis. Utiliser les deux vis pour fixer le connecteur sur les barres au-dessus du cylindre. </li><li> Une fois que le connecteur a été fixé sur le châssis de cylindre, release l&#39;emprise de la souris. Donnez la souris une journée de deux sessions de habituation au cylindre. Permettre à chaque session d&#39;habituation la même durée que chaque session de conditionnement. <ol><li> Enregistrement fréquence de clignotement spontanée au cours de l&#39;habituation et pré-exposer la souris à la vibration des moustaches CS afin de minimiser l&#39;apparition de réponses effarouchées. Appliquer le CS comme lors d&#39;une séance réelle de conditionnement, mais sans le choc électrique US. </li><li> Appliquer la stimulation des moustaches CS en plaçant la fin du système de Piezo (environ 0,5 cm) sur le côté conditionné (du côté droit) de la souris, tout en glissant les dents du peigne sur les moustaches individuelles. Assurez-vous que les mêmes moustaches sont stimulées au jour le jour en plaçant le système Piezo dans la même position de jour en jour. </li></ol></li><li> Commencez la formation de la souris sur le conditionnement classique. Livrer deux sessions de formation par jour pendant cinq jours. Laissez environ deux heures entre chaque session de formation. <ol><li> Pour le groupe conditionné, épiceriever trente essais par session d&#39;une 250 msec longue vibration whisker CS (60 Hz) couplé à une 100 msec longue impulsion électrique US (0,3 mA - 3 mA, livrés à partir d&#39;un WPI A385R stimulus isolateur). Séparez le CS et les Etats - Unis avec un msec long intervalle de trace 250 sans stimulus pour rendre la tâche dépendante de l&#39;hippocampe (figure 1) 23. </li><li> Réglez l&#39;intensité du choc électrique pour chaque animal de telle sorte qu&#39;un clin est évoqué. Des essais distincts avec un intervalle intertrial aléatoire de 30-60 sec (moyenne de 45 secondes, la durée totale de 30 minutes par session.) </li><li> Livrer trente apparié CS seul et essais seuls américains chacune (pour un total de soixante essais) au groupe pseudoconditioned, en utilisant les mêmes paramètres de stimulus comme indiqué pour le groupe conditionné. Veiller à ce que le CS seul et essais américains seuls sont pseudorandomized de telle sorte que l&#39;absence de stimulus est présenté plus de deux fois de suite. Séparer chaque essai avec un intervalle intertrial moyenne de 22,5 sec. </li></ol></li><li> debruit de fond du foie à 65 dB tout au long de l&#39;habituation et de formation afin de masquer le bruit de la vibration générée par le stimulateur de moustache. </li></ol>

<ol><li>Clark, R. E., Squire, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Classical+conditioning+and+brain+systems%3A+the+role+of+awareness%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Classical conditioning and brain systems: the role of awareness.</a> Science. 280 (5360), 77-81 (1998).</li>
<li>Thompson, R. F., Kim, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Memory+systems+in+the+brain+and+localization+of+a+memory%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Memory systems in the brain and localization of a memory.</a> PNAS. 93 (24), 13438-13444 (1996).</li>
<li>Solomon, P. R., Vander Schaaf, E. R., Thompson, R. F., Weisz, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hippocampus+and+trace+conditioning+of+the+rabbit%27s+classically+conditioned+nictitating+membrane+response%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Hippocampus and trace conditioning of the rabbit's classically conditioned nictitating membrane response.</a> Behav Neurosci. 100 (5), 729-744 (1986).</li>
<li>Moyer, J. R., Deyo, R. A., Disterhoft, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hippocampectomy+disrupts+trace+eye-blink+conditioning+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Hippocampectomy disrupts trace eye-blink conditioning in rabbits.</a> Behav Neurosci. 104 (2), 243-252 (1990).</li>
<li>Weiss, C., Bouwmeester, H., Power, J. M., Disterhoft, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hippocampal+lesions+prevent+trace+eyeblink+conditioning+in+the+freely+moving+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Hippocampal lesions prevent trace eyeblink conditioning in the freely moving rat.</a> Behav Brain Res. 99 (2), 123-132 (1999).</li>
<li>Weiss, C., Disterhoft, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploring+prefrontal+cortical+memory+mechanisms+with+eyeblink+conditioning%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Exploring prefrontal cortical memory mechanisms with eyeblink conditioning.</a> Behav Neurosci. 125 (3), 318-326 (2011).</li>
<li>Aiba, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deficient+cerebellar+long-term+depression+and+impaired+motor+learning+in+mGluR1+mutant+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Deficient cerebellar long-term depression and impaired motor learning in mGluR1 mutant mice.</a> Cell. 79 (2), 377-388 (1994).</li>
<li>Skelton, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bilateral+cerebellar+lesions+disrupt+conditioned+eyelid+responses+in+unrestrained+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Bilateral cerebellar lesions disrupt conditioned eyelid responses in unrestrained rats.</a> Behav Neurosci. 102 (4), 586-590 (1988).</li>
<li>Takehara, K., Kawahara, S., Takatsuki, K., Kirino, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-limited+role+of+the+hippocampus+in+the+memory+for+trace+eyeblink+conditioning+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Time-limited role of the hippocampus in the memory for trace eyeblink conditioning in mice.</a> Brain Res. 951 (2), 183-190 (2002).</li>
<li>Weiss, C., Disterhoft, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evoking+blinks+with+natural+stimulation+and+detecting+them+with+a+noninvasive+optical+device%3A+A+simple%2C+inexpensive+method+for+use+with+freely+moving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Meth%22%5BJournal%5D)">Evoking blinks with natural stimulation and detecting them with a noninvasive optical device: A simple, inexpensive method for use with freely moving animals.</a> J Neurosci Meth. 173, 108-113 (2008).</li>
<li>Royer, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Control+of+timing%2C+rate+and+bursts+of+hippocampal+place+cells+by+dendritic+and+somatic+inhibition%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Control of timing, rate and bursts of hippocampal place cells by dendritic and somatic inhibition.</a> Nature. 15 (5), 769-775 (2012).</li>
<li>Goldey, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removable+cranial+windows+for+long-term+imaging+in+awake+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protoc%22%5BJournal%5D)">Removable cranial windows for long-term imaging in awake mice.</a> Nature Protoc. 9 (11), 2515-2538 (2014).</li>
<li>Lovett-Barron, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendritic+inhibition+in+the+hippocampus+supports+fear+learning%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Dendritic inhibition in the hippocampus supports fear learning.</a> Science. 343 (6173), 857-863 (2014).</li>
<li>Chettih, S. N., McDougle, S. D., Ruffolo, L. I., Medina, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptive+timing+of+motor+output+in+the+mouse%3A+the+role+of+movement+oscillations+in+eyelid+conditioning%5BTitle%5D)+AND+%22Front+in+Integ+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Adaptive timing of motor output in the mouse: the role of movement oscillations in eyelid conditioning.</a> Front in Integ Neurosci. 5 (72), (2011).</li>
<li>Heiney, S. A., Wohl, M. P., Chettih, S. N., Ruffolo, L. I., Medina, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebellar-Dependent+Expression+of+Motor+Learning+during+Eyeblink+Conditioning+in+Head-Fixed+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Cerebellar-Dependent Expression of Motor Learning during Eyeblink Conditioning in Head-Fixed Mice.</a> J Neurosci. 34 (45), 14845-14853 (2014).</li>
<li>Siegel, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trace+Eyeblink+Conditioning+in+Mice+is+Dependent+upon+the+Dorsal+Medial+Prefrontal+Cortex%2C+Cerebellum%2C+and+Amygdala%3A+Behavioral+Characterization+and+Functional+Circuity%5BTitle%5D)+AND+%22eNeuro%22%5BJournal%5D)">Trace Eyeblink Conditioning in Mice is Dependent upon the Dorsal Medial Prefrontal Cortex, Cerebellum, and Amygdala: Behavioral Characterization and Functional Circuity.</a> eNeuro. , (2015).</li>
<li>Galvez, R., Weiss, C., Cua, S., Disterhoft, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+precisely+timed+stimulation+of+mouse+whiskers+in+a+freely+moving+preparation%3A+application+for+delivery+of+the+conditioned+stimulus+in+trace+eyeblink+conditioning%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Meth%22%5BJournal%5D)">A novel method for precisely timed stimulation of mouse whiskers in a freely moving preparation: application for delivery of the conditioned stimulus in trace eyeblink conditioning.</a> J Neurosci Meth. 177 (2), 434-439 (2009).</li>
<li>Gruart, A., Sánchez-Campusano, R., Fernández-Guizán, A., Delgado-Garcìa, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Differential+and+Timed+Contribution+of+Identified+Hippocampal+Synapses+to+Associative+Learning+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cereb+Cortex%22%5BJournal%5D)">A Differential and Timed Contribution of Identified Hippocampal Synapses to Associative Learning in Mice.</a> Cereb Cortex. , (2014).</li>
<li>Weiss, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+Eyeblink+Conditioning+and+Decreased+Hippocampal+Volume+in+PDAPP+V717F+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Dis%22%5BJournal%5D)">Impaired Eyeblink Conditioning and Decreased Hippocampal Volume in PDAPP V717F Mice.</a> Neurobiol Dis. 11 (3), 425-433 (2002).</li>
<li>Galvez, R., Weiss, C., Weible, A. P., Disterhoft, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vibrissa-signaled+eyeblink+conditioning+induces+somatosensory+cortical+plasticity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Vibrissa-signaled eyeblink conditioning induces somatosensory cortical plasticity.</a> J Neurosci. 26 (22), 6062-6068 (2006).</li>
<li>Galvez, R., Weible, A. P., Disterhoft, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+barrel+lesions+impair+whisker-CS+trace+eyeblink+conditioning%5BTitle%5D)+AND+%22Learn+%26+Memory%22%5BJournal%5D)">Cortical barrel lesions impair whisker-CS trace eyeblink conditioning.</a> Learn & Memory. 14 (1), 94-100 (2007).</li>
<li>Johnson, K. R., Zheng, Q. Y., Erway, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Major+Gene+Affecting+Age-Related+Hearing+Loss+Is+Common+to+at+Least+Ten+Inbred+Strains+of+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Genomics%22%5BJournal%5D)">A Major Gene Affecting Age-Related Hearing Loss Is Common to at Least Ten Inbred Strains of Mice.</a> Genomics. 70 (2), 171-180 (2000).</li>
<li>Tseng, W., Guan, R., Disterhoft, J. F., Weiss, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trace+eyeblink+conditioning+is+hippocampally+dependent+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hippocampus%22%5BJournal%5D)">Trace eyeblink conditioning is hippocampally dependent in mice.</a> Hippocampus. 14 (1), 58-65 (2004).</li>
<li>Joachimsthaler, B., Brugger, D., Skodras, A., Schwarz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spine+loss+in+primary+somatosensory+cortex+during+trace+eyeblink+conditioning%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Spine loss in primary somatosensory cortex during trace eyeblink conditioning.</a> J Neurosci. 35 (9), 3772-3781 (2015).</li>
<li>Boele, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebellar+and+extracerebellar+involvement+in+mouse+eyeblink+conditioning%3A+the+ACDC+model%5BTitle%5D)+AND+%22Front+in+Cell+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Cerebellar and extracerebellar involvement in mouse eyeblink conditioning: the ACDC model.</a> Front in Cell Neurosci. 3 (19), (2010).</li>
<li>Koekkoek, S. K. E., Den Ouden, W. L., Perry, G., Highstein, S. M., De Zeeuw, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+kinetic+and+frequency-domain+properties+of+eyelid+responses+in+mice+with+magnetic+distance+measurement+technique%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Monitoring kinetic and frequency-domain properties of eyelid responses in mice with magnetic distance measurement technique.</a> J Neurophysiol. 88 (4), 2124-2133 (2002).</li>
<li>Ward, R. L., Flores, L. C., Disterhoft, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infragranular+barrel+cortex+activity+is+enhanced+with+learning%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Infragranular barrel cortex activity is enhanced with learning.</a> J Neurophysiol. 108 (5), 1278-1287 (2012).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils ont aucun intérêt financier concurrents.

Classique eyeblink conditionné est une forme d&#39;apprentissage associatif qui est un outil utile pour comprendre les substrats neuronaux sous-jacents apprentissage et la mémoire. Les méthodes précédentes utilisées pour le conditionnement eyeblink chez les rongeurs tels que les souris impliqués une chambre qui a permis à l&#39;animal de se déplacer librement. Une préparation de tête fixe pour le conditionnement eyeblink chez la souris, en utilisant l&#39;appareil décrit par Chettih et al. Et Heiney et al.<...

conditionné eyeblink est une forme de conditionnement pavlovien et un système de modèle pour étudier les mécanismes neuronaux de l&#39;apprentissage associatif et de la mémoire. Il a été étudié chez différentes espèces, y compris les humains, les lapins, les chats, les rats et les souris. Le paradigme implique la présentation de deux stimuli appariés: un stimulus neutre conditionné (CS, par exemple, un ton, un éclair de lumière, ou la stimulation de la moustache), et un stimulus inconditionné saillant (Etats - Unis, par exemple, une bouffée d&#39;air à l&#39;œil, ou choc périorbitaire). Les États - Unis suscite, une réponse eyeblink réflexive inconditionnée (c. -à- UR). Finalement, après plusieurs présentations du CS-US jumelé, le sujet apprend à associer le CS avec les États-Unis. Cet apprentissage se manifeste sous la forme d&#39;une réponse conditionnée (RC), un clin d&#39;œil provoquée par le CS seul qui précède la présentation des Etats-Unis. conditionné eyeblink sous forme de trace comprend un intervalle de quelques heures sans stimulusmillisecondes undred qui sépare le CS et les États - Unis (figure 1). Trace conditionné est une forme d&#39;apprentissage déclarative puisqu&#39;elle nécessite la sensibilisation aux risques de relance 1. L&#39;écart temporel besoin de l&#39;animal pour maintenir une neuronal «trace» de la CS dans les régions du cerveau antérieur telles que l&#39;hippocampe pour que les États - Unis et de la CS de devenir associé 1-6. Ainsi que les régions du cerveau antérieur, le conditionnement de trace est également dépendante du cervelet 7. conditionné eyeblink est donc un paradigme utile pour l&#39;enquête sur les multiples facettes de la mémoire, y compris l&#39;acquisition, la consolidation et la récupération. Pendant le conditionnement eyeblink, un groupe témoin d&#39;animaux est présenté avec des stimuli non appariés dans un ordre aléatoire pour tester pseudoconditioning ou sensibilisés réponses à la CS qui peuvent être causés par la présentation seuls Etats-Unis plutôt que d&#39;une association CS-US appris. Un appa couramment utiliséTus pour l&#39;enquête du conditionnement eyeblink chez les rongeurs est une chambre dans laquelle les rongeurs sont autorisés à se déplacer librement pendant le processus de formation 8-10. Avec ce type d&#39;appareil, une attache est normalement attaché à une pièce de tête qui est fixée au crâne du rongeur. L&#39;attache permet la livraison des États - Unis (et parfois le CS) et pour transmettre la réponse de l&#39;animal à ces stimuli ( par exemple, la réponse de eyeblink) 10. L&#39;attache elle-même peut être modifiée en fonction du type de stimulus délivré et la manière dont la réponse en eyeblink est enregistrée. La raison de l&#39;utilisation &quot;librement mobiles&quot; souris attachés pour le conditionnement eyeblink est que les souris luttent contre la retenue. Bien que d&#39;autres espèces peuvent être plus favorable à la retenue, le principal avantage d&#39;utiliser des souris dans des expériences de conditionnement eyeblink est que la majorité des souches mutantes disponibles génétiquement modifiées sont des souches de souris. En plus de difficulté, res completsTraint des souris entraîne une détresse aiguë. Une préparation de la souris tête fixe qui minimise le stress augmenterait l&#39;information physiologique qui peut être obtenue pendant le conditionnement eyeblink. Par exemple, ce système pourrait permettre l&#39; imagerie des neurones corticaux avec deux photons 11 microscopie. Préparations de tête fixe ont été utilisées dans les expériences précédentes pour l&#39; imagerie optique du cortex au moyen d&#39; implants crâniens amovibles, in vivo , des enregistrements électrophysiologiques du cerveau de rongeurs avec des tableaux tétrode, l&#39; imagerie calcique à deux photons, et aussi comme une plate - forme pour le conditionnement eyeblink chez les souris 11 -16. Dans le système de tête fixe, la stimulation et des enregistrements fiables sont assurés sans retenue complète de la souris (Figure 2). Un bandeau tel que celui utilisé dans le système se déplaçant librement est fixé sur le crâne de la souris. Pendant l&#39;entraînement, l&#39;élément de tête est fixé à un connecteur qui est fixé au-dessus des barresun tapis roulant cylindrique afin de stabiliser la tête du rongeur (figure 2A). Le tapis de course cylindrique permet à la souris de se reposer confortablement, mais si la souris le souhaite, lui permet également de courir ou de marcher. Avec l&#39;utilisation de ce système, les souris peuvent être formés avec une vibration de moustache que le CS et un choc électrique périorbitaire doux que les États - Unis (figure 1). Les États-Unis est assurée par des fils chirurgicalement placés sous la partie latérale de la peau à l&#39;œil. CS est délivrée par l&#39; intermédiaire d&#39; un peigne qui est attaché à une couche 2 rectangulaire actionneur de flexion (figure 2B). Le peigne et de l&#39;actionneur de flexion sont ensuite attachés à une base magnétique qui est déplacé vers la position correcte pendant l&#39;entraînement et est ajusté pour la livraison optimale pour chaque animal. Le peigne est positionné à cheval sur les moustaches sélectionnés. Lors de la livraison du CS, un signal est envoyé à l&#39;actionneur de cintrage qui déplace le peigne et conduit à des vibrations des barbes 17. 16,18,19. La stimulation de trichites de motif est choisi pour que le CS dans ce paradigme expérimental est la dépendance à l&#39;égard des animaux murins sur leur vibrisses pour somatosensoriel entrée d&#39;information au cours de l&#39;exploration. Moustaches stimulation a été montré pour être un CS fiable et efficace 20. En outre, étant donné le substrat cortical bien établi et organisé du système de vibrisses (ie, le cortex baril), la stimulation de la moustache que le CS fournit un outil élégant pour cartographier les changements corticaux et la plasticité associés à l&#39; apprentissage eyeblink conditionné 20,21. Un système de tête fixe permet la stimulation précise de moustaches sélectionnées pour comparer les réponses entre les neurones et les neurones recevant des entrées de moustaches non stimulées stimulées. Enfin, de nombreuses souches de souris présentent une perte auditive liée à l&#39;âge comme relativement jeunes adultes <sup&gt; 22, et la fermeture des paupières pendant le clignotement conditionné modifie une CS visuelle (bien qu&#39;un CS visuel fait améliorer les questions avec des réponses effarouchées 16). Trichites stimulation ne soit pas affectée par l&#39;une ou l&#39;autre de ces complications. Présenté ici sont des modifications uniques et importantes sur d&#39;autres préparations de tête-fixe pour le conditionnement eyeblink, y compris les méthodes de livraison CS et des États-Unis, et l&#39;acquisition de la réponse eyeblink. La fiabilité de cet appareil et le paradigme de la formation dans le conditionnement eyeblink est démontrée par des courbes de souris climatisées et une courbe d&#39;apprentissage relativement plat des animaux témoins pseudoconditioned (Figure 7A) d&#39; apprentissage.

<table><tbody><tr><td>Exervo TeraNova Rouleau en mousse 36 » x 6"&nbsp ;</td><td>Amazon</td><td>B002ONUM0E</td><td>Pour cylindre</td></tr><tr><td>en plexiglas</td><td></td><td></td><td>Sur mesure ; Tiges métalliques de 1 cm d’épaisseur</td></tr><tr><td>(12,7 po) mm de diamètre)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vis à métaux 4-40 sur mesure (.25&nbsp ; dans. long)</td><td>Amazon Supply</td><td>B00F33Q8QO</td><td>Pour Cylindre</td></tr><tr><td>Peigne à Cheveux Design Classique</td><td>Conair</td><td>93505WG-320</td><td>Pour la stimulation des moustaches</td></tr><tr><td>Actionneur de flexion rectangulaire à 2 couches</td><td>Systèmes Piezo</td><td>T220-A4-303X&nbsp ;</td><td>Pour la stimulation des moustaches</td></tr><tr><td>Kit de soudure et de flux</td><td>Piezo Systems</td><td>MSF-003-NI</td><td>Pour la stimulation des moustaches</td></tr><tr><td>Base magnétique</td><td>Thor Labs</td><td>MB175</td><td>Pour la stimulation des moustaches</td></tr><tr><td>Tige filetée pour base</td><td></td><td></td> magnétique <td>Bandes sur mesure</td></tr><tr><td>basées sur les connecteurs de bande de nylon de la série 221 d’Electronic Connector Corp.</td><td></td><td></td><td>Sur mesure, basé sur Weiss et Disterhoft, 2008</td></tr><tr><td>TO-220 Style Transistor</td><td>Amazon Supply</td><td>B0002ZPZYO&nbsp ;</td><td>Pour le connecteur, pour les ailes</td></tr><tr><td>Relia-Tac Sockets</td><td>Electronic Connector Corp.</td><td>220-S02</td><td>Pour connecteur</td></tr><tr><td>Relia-Tac Pins</td><td>Electronic Connector Corp.</td><td>220-P02</td><td>Pour tête</td></tr><tr><td>Vis à métaux en acier inoxydable 0-80 (1 po de long)</td><td>Vis</td><td>de</td><td>blocage</td>B000FN68EE</tr> en <tr><td>acier inoxydable Amazon Supply Écrou hexagonal en acier inoxydable 0-80 (5/32 po d’épaisseur)</td><td>Amazon Supply</td><td></td><td>B000N2TK7Y Tête de vis de blocage</td></tr><tr><td>Loctite Super Glue-Liquid</td><td>Loctite</td><td>1365896</td><td>Colle cyanoacrylique ; pour la vis de blocage</td></tr><tr><td>Quick Setting Epoxy</td><td>Ace Quincaillerie</td><td>18613</td><td>Pour le connecteur et le système de stimulation des moustaches</td></tr><tr><td>Fils de câble Ethernet Le</td><td></td><td></td><td>câble Ethernet peut être démonté pour utiliser les fils individuels du connecteur</td></tr><tr><td>Fils d’acier inoxydable revêtus de polyimide (2&nbsp ; dans. long, .005 po. diamètre)</td><td>PlasticsOne</td><td>005sw/2.0 37365 S-S&nbsp ;</td><td>Pour les fils de tête, d’EMG et de choc</td></tr><tr><td>Fil d’acier inoxydable non revêtu (.005&nbsp ; dans. diamètre)</td><td>AM Systems</td><td>792800</td><td>Pour la têtière, fils de terre Tenma</td></tr><tr><td>Autotransformateur variable</td><td>Tenma</td><td>72-110</td><td>Pour la stimulation des moustaches ; rhéostat pour régler le courant à l’actionneur de flexion</td></tr><tr><td>Amplificateur</td><td>A-M Systems</td><td>1700</td><td>Amplificateur pour filtrer et amplifier les signaux EMG</td></tr><tr><td>WPI A385R Isolateur de stimulus</td><td>World Precision Instruments</td><td>31405</td><td>Pour le choc électrique</td></tr><tr><td>Isothésie (Isoflurane)</td><td>Henry Schein : Santé animale</td><td>50031</td><td>Pour la chirurgie ; anesthésie</td></tr><tr><td>Buprenex Injectable CIII</td><td>Reckett Benckiser Pharmaceuticals Inc</td><td>NDC 12496-0757-1</td><td>Pour la chirurgie ; analgésique</td></tr><tr><td>Akwa Tears : Lubrifiant Pommade ophtalmique&nbsp ;</td><td>Akorn</td><td>NDC 17478-062-35</td><td>Pommade lacrymale artificielle pour prévenir la sécheresse oculaire sous anesthésie</td></tr><tr><td>Tampons de préparation à la povidine-iode</td><td>PDI</td><td>NDC 10819-3883-1</td><td>Pour la chirurgie ; antiseptique</td></tr><tr><td>Les coussinets</td><td></td><td></td> de préparation à l’alcool <td>peuvent être achetés dans n’importe quelle pharmacie standard</td></tr><tr><td>Manches de scalpel chirurgical en acier inoxydable (n°3)</td><td>Integra Miltex&nbsp ;</td><td>4-7.Pour</td> la <td>chirurgie</td></tr><tr><td>Lames de scalpel chirurgical en acier inoxydable</td><td>Integra Miltex</td><td>4-310 ou 4-315</td><td>Pour la chirurgie ; lame de scalpel numéro 10 ou 15</td></tr><tr><td>3 % Peroxyde d’hydrogène</td><td></td><td></td><td>Peut être acheté dans n’importe quelle pharmacie standard</td></tr><tr><td>Micro Clip</td><td>Roboz</td><td>RS-5459</td><td>Pour la chirurgie, pour retenir la peau</td></tr><tr><td>00-90 Vis mécanique en acier inoxydable (0.0625&nbsp ; dans. long)</td><td>Amazon Supply</td><td>B002SG89X4&nbsp ;</td><td>Pour la chirurgie, pour enrouler le fil de terre autour</td></tr><tr><td>Outil rotatif professionnel</td><td>Walnut Hollow</td><td>29637</td><td>Perceuse à main pour la chirurgie, pour percer des trous dans le crâne</td></tr><tr><td>Cône inversé Burr</td><td>Roboz</td><td>RS-6282C-34</td><td>Cône inversé taille 34 ; pour la chirurgie, pour percer des trous dans le crâne</td></tr><tr><td>Gravure Cutter Drill Bit</td><td>Dremel</td><td>106</td><td>Coupe-gravure ; 1,6 mm Embout ; pour la chirurgie, pour percer des trous dans le crâne</td></tr><tr><td>C& B Metabond-Vite ! Système de ciment « B » Quick Base</td><td>Parkell</td><td>S398</td><td>Pour la chirurgie ; système de ciment de scellement adhésif ; important pour prévenir l’avulsion de la tête</td></tr><tr><td>C& B Metabond-Vite ! Système de ciment Clear L-Powder</td><td>Parkell</td><td>S399</td><td>Pour la chirurgie ; système de ciment de scellement adhésif ; important pour prévenir l’avulsion de la tête</td></tr><tr><td>C& B Metabond-Vite ! Système de ciment « C » Catalyseur universel TBB 0,7 ml</td><td>Parkell</td><td>S371</td><td>Pour la chirurgie ; système de ciment de scellement adhésif ; important pour prévenir l’avulsion de la têtière</td></tr><tr><td>C& B Metabond-Vite ! Système de ciment Bol de mélange en céramique avec bande de température</td><td>Parkell</td><td>S387</td><td>Pour la chirurgie ; système de ciment de scellement adhésif ; important pour prévenir l’avulsion de la tête</td></tr><tr><td>Pince à épiler suisse, style #5</td><td>World Precision Instruments</td><td>504506</td><td>Pour la chirurgie</td></tr><tr><td>Puritan Applicateurs à pointe de coton</td><td>VWR International</td><td>10806-005&nbsp ;</td><td>Pour la chirurgie</td></tr><tr><td>Dental Caulk Grip Cement Kit</td><td>Dentsply</td><td>675570</td><td>Pour la chirurgie ; ciment dentaire</td></tr></tbody></table>

moustaches de signalisation eyeblink conditionnement classique chez les souris de tête-fixe

Whisker-signaled Eyeblink Classical Conditioning in Head-fixed Mice

Le conditionnement des yeux est un paradigme courant pour étudier les mécanismes neuronaux sous-jacents à l’apprentissage et à la mémoire. Pour mieux utiliser le vaste répertoire de techniques scientifiques disponibles pour étudier l’apprentissage et la mémoire au niveau cellulaire, il est idéal d’avoir une plate-forme crânienne stable. Parce que les souris ne tolèrent pas facilement la contention, elles sont généralement entraînées tout en se déplaçant librement dans une chambre. Les informations sur les stimuli conditionnés (CS) et les stimulus inconditionnés (US) sont délivrées et les réponses au clignement des yeux sont enregistrées via une attache connectée à la tête de la souris. Dans l’appareil à tête fixe présenté ici, les souris sont autorisées à courir comme elles le souhaitent tandis que leur tête est sécurisée pour faciliter l’expérimentation. Un conditionnement fiable de la réponse au clignement des yeux est obtenu avec cet appareil d’entraînement, qui permet l’administration d’une stimulation des moustaches comme le CS, d’un choc électrique périorbitaire comme l’US, et l’analyse de l’activité électromyographique (EMG) de la paupière pour détecter les réponses de clignement.

8-10 semaine vieille souris mâles C57BL6 / J ont été formés sur la trace eyeblink conditionné sur l&#39;appareil de tapis roulant tête cylindrique fixe. 8 souris ont été formés avec des présentations appariés CS-US (groupe conditionné) et 9 souris ont été formés avec des présentations non appariés CS et américains (groupe pseudoconditioned). Exemple enregistrements EMG d&#39;une réponse conditionnée à partir d&#39; une souris ...

La préparation présentée ici pour le conditionnement des clignements d’yeux signalés par les moustaches chez les souris à tête fixe stimule précisément des moustaches spécifiques tout en permettant aux souris de se déplacer sur un tapis roulant cylindrique. Un stimulus conditionné par stimulation par moustache (CS) associé à un stimulus inconditionné par choc périorbitaire (US) permet un apprentissage associatif fiable sur cet appareil.

Moustaches de signalisation eyeblink conditionnement classique chez les souris de tête-fixe

Eyeblink conditioning is a common paradigm for investigating the neural mechanisms underlying learning and memory. To better utilize the extensive ...

L'objectif général de ce protocole est d'utiliser les avancées génétiques chez la souris et nos connaissances du système des vibrisses pour étudier les bases neurobiologiques du conditionnement de clignement des yeux, un paradigme transposable à l'étude de l'apprentissage et de la mémoire. Cette méthode peut aider à répondre à des questions mécanistiques en matière d'apprentissage et de mémoire en combinant l'imagerie calcique et l'électrophysiologie chez des souris génétiquement modifiées, tout en stimulant des vibrisses spécifiques durant le conditionnement. Le principal avantage de cette technique réside dans la possibilité de fixer la tête des souris tout en minimisant leur stress, en leur permettant de se déplacer à leur propre rythme sur un tapis roulant cylindrique.Les implications de cette technique s'étendent à des traitements potentiels des troubles de la mémoire, notamment ceux associés au vieillissement normal et à la maladie d'Alzheimer. La préparation du cylindre et du système de stimulation des vibrisses sont chacune décrites dans le protocole textuel. Cette section couvre la préparation de l'élément crânien.La bande de fixation est une bande imprimée en 3D comportant sept trous, modélisée d'après la bande en nylon de la série Amphenol 221 qui n'est plus fabriquée commercialement. À partir de la pièce imprimée en 3D, taraudez le premier trou de la bande pour une vis machine de 0-80 par un pouce et laissez un trou vide après le premier trou. Ensuite, à l'aide d'un étau, insérez cinq broches dorées dans les cinq trous restants.Insérez les épingles dans les trous les plus étroits du plastique. Ensuite, à l’aide d’un dénudeur thermique, retirez un demi-centimètre de revêtement en polyimide. Puis, soudez l’extrémité dénudée à l’une des épingles, là où l’épingle présente une ouverture.Coupez le fil soudé à une longueur comprise entre six et sept millimètres et dénudez-en environ deux millimètres. Répétez maintenant ce processus afin d’attacher au total quatre fils aux cinq broches. Les deux premiers fils enregistreront les réponses EMG des paupières, tandis que les deux suivants délivreront une stimulation électrique à la région périorbitaire.Sur la cinquième broche, souder un fil en acier inoxydable nu de cinq centimètres servant de masse électrique. Après avoir effectué toutes les connexions, vérifier chacune d’entre elles à l’aide d’un multimètre afin de s’assurer de leur continuité électrique. Commencer avec un animal complètement anesthésié, dont l’état est confirmé par une pincée au niveau de l’orteil.Injecter une dose de chlorure de buprénorphine comme analgésique. Ensuite, appliquer une petite quantité de pommade ophtalmique sur les cornées et raser le sommet de la tête de l'animal. Puis, fixer la tête de l'animal sur un cadre stéréotaxique et désinfecter le cuir chevelu à l’aide de trois applications alternées de povidone-iodée et d’alcool.Avec une lame de scalpel n°10 ou 15, pratiquez une incision le long de la ligne médiane du cuir chevelu, en exposant le crâne depuis l'avant des yeux jusqu'au-delà de l'os interpariétal. Écartez les lambeaux de peau à l'aide de six microclips, en exposant autant que possible la surface du crâne, y compris les côtés et la partie postérieure. Ensuite, utilisez le scalpel pour gratter le périoste recouvrant le crâne.Ensuite, nettoyer le dessus du crâne avec du peroxyde d'hydrogène à 3 % trois fois. Une fois le crâne sec, percer deux trous à l'aide d'une fraise conique inversée de taille 34, en prenant soin de ne pas endommager le cerveau. Placer un trou devant le bregma et l'autre trou devant le lambda, à gauche de la ligne médiane lorsqu'on conditionne l'œil droit, ou inversement.Il faut percer soigneusement ces trous afin d’y insérer les vis, en prenant grand soin de ne pas endommager le cerveau. Insérez dans les trous des vis destinées aux connexions électriques. Chaque tour complet abaisse la vis de 0,28 millimètre ; ainsi, deux tours complets suffisent.Ensuite, créez plusieurs petites dépressions sur le crâne afin d'augmenter la surface de contact pour le ciment. À partir de la pièce crânienne terminée, enroulez le fil de masse en configuration en huit autour des deux vis. Laissez une certaine marge de manœuvre dans le fil de masse afin que la pièce crânienne puisse être positionnée correctement.Appliquez maintenant du ciment de scellement froid. Recouvrez généreusement le crâne et les vis, puis laissez le ciment sécher. Une fois le ciment sec, positionnez la pièce crânienne verticalement, avec les broches orientées vers le haut au-dessus du crâne.Fixer le dispositif sur la tête à l’aide d’un support attaché à un bras du cadre. Le support doit comporter cinq douilles plaquées or destinées à accueillir les broches du dispositif. Placer les deux fils EMG sur le muscle orbiculaire de l’œil, au-dessus de l’orbite.Ensuite, positionnez les deux fils stimulateurs. Placez les extrémités dénudées sous la peau, à deux à quatre millimètres en arrière de l'œil. Veillez à ce que leurs extrémités ne se touchent pas.Si les fils sont si longs qu'ils pourraient rayer l'œil de l'animal, raccourcissez-les ou repliez-les vers l'arrière. Une petite partie du fil nu doit rester exposée. Collez maintenant la base des fils sur le crâne avec un peu plus de ciment de scellement et laissez sécher.Utilisez environ la moitié du volume précédemment utilisé. Pour poursuivre, retirez les microclips et repositionnez la peau. Laissez la peau s'ajuster naturellement afin d'éviter toute tension qui déformerait la paupière, empêchant le clignement et compromettant ainsi l'expérience.Une fois que la peau est en place, retirez le support de l’implant et scellez la zone exposée avec du ciment dentaire. Évitez de faire tomber du ciment sur les yeux ou sur les broches de l’implant. Utilisez ensuite un coton-tige humidifié avec du solvant de ciment dentaire pour lisser et façonner le ciment partiellement polymérisé selon les besoins.Une fois que le ciment est complètement sec, retirer l'animal de la barre stéréotaxique et lui permettre de se remettre sur une surface chaude avant de le ramener à sa cage d'origine. Commencer l'habituation des souris après qu'elles aient eu au moins cinq jours de temps de récupération. Pour immobiliser la souris, la maintenir brièvement par la queue afin de la pincer juste derrière les épaules.Ensuite, soulevez la souris par-dessous l'abdomen et le tronc. Puis, fixez un connecteur sur la pièce montée sur la tête et serrez la vis de verrouillage. Placez ensuite délicatement la souris sur le cylindre et maintenez-la immobile tout en utilisant deux vis pour fixer le connecteur aux barres situées au-dessus du cylindre.Ensuite, relâchez la souris. Lors des deux premières séances, laissez la souris s'habituer au cylindre pendant la même durée qu'une séance de conditionnement. Pendant l'habituation, enregistrez la fréquence spontanée des clignements.En outre, exposez préalablement les souris au stimulateur de vibration des vibrisses sans appliquer de stimulation électrique. Avec le système piézo proche du côté conditionné, faites glisser les dents du peigne sur les vibrisses individuelles. Sélectionnez les mêmes vibrisses pour chaque séance.Procédez ensuite à l'entraînement par conditionnement classique tel que décrit dans le texte. Des souris mâles C57 Black 6J âgées de huit à dix semaines ont été entraînées au conditionnement oculaire avec intervalle dans un tapis roulant cylindrique fixé à la tête. Des enregistrements EMG de chaque essai ont été effectués.Les EMG ont été redressés et intégrés avec une constante de temps de 10 millisecondes, puis moyennés sur l'ensemble des essais. L'évolution des réponses conditionnées au cours de 10 séances d'entraînement montre que progressivement, l'amplitude de la réponse a augmenté et que la latence de la réponse a diminué. Cette évolution n'est pas observée dans les réponses des souris pseudoconditionnées, où les stimuli sont présentés en ordre aléatoire.On peut également observer l'évolution de réponses conditionnées bien synchronisées, et donc bien apprises, dans les histogrammes du temps nécessaire pour atteindre le pic de réponse après le début du stimulus conditionné. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment préparer la pièce crânienne, implanter chirurgicalement cette pièce sur un souris, et placer le souris sur un tapis roulant cylindrique, pour un conditionnement oculo-palpébral chez des animaux immobilisés en tête. Vos souris devraient présenter une bonne courbe d'apprentissage au fil des jours, au fur et à mesure qu'elles acquièrent le conditionnement.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en une heure si elle est effectuée correctement. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de rester vigilant et d'observer attentivement tout signe de détresse chez les animaux. Des mesures appropriées doivent être prises afin de minimiser le stress des animaux.

whisker-signaled-eyeblink-classical-conditioning-in-head-fixed-mice

Research

Recherche

JoVE Journal

Behavior

Comportement

Ce protocole décrit comment réduire temporairement et à distance l’activité neuronale dans des régions cérébrales discrètes pendant que les rats sont engagés dans des tâches d’apprentissage et de mémoire. L’approche combine la pharmacogénétique (Designer-Receptors-Exclusively-Activated-by-Designer-Drugs) avec un paradigme comportemental (préconditionnement sensoriel) conçu pour distinguer les différentes composantes de l’apprentissage.

Une méthode de distance Silencing activité neuronale chez les rongeurs Pendant phases distinctes de l&#39;apprentissage

Conditionnement classique de trace eyeblink (ECC) a servi à évaluer apprentissage associatif hippocampe-dépendante chez des rats adultes qui ont administré une forte concentration (11,9 % v/v) d’alcool pendant le développement précoce du cerveau néonatal. En général, les procédures ECC sont sons outils de diagnostic pour la détection de dysfonctionnement cérébral à travers de nombreux paramètres psychologiques et biomédicales.

L’utilisation de Trace Eyeblink conditionnement de classique pour évaluer le dysfonctionnement hippocampique dans un modèle de Rat de Fetal Alcohol Spectrum Disorders

Le développement de nouvelles stratégies de raffinement pour les souris de laboratoire est une tâche difficile qui contribue à la réalisation du principe des 3R. Ce protocole introduit l’entraînement au clicker en tant que programme d’enrichissement cognitif pour les souris de laboratoire.

Présentation de Clicker Training comme un enrichissement cognitif pour souris de laboratoire

Ce protocole décrit un eyeblink paradigme approprié pour les expériences de conditionnement avec un bébé d’un ans. Équipement commercial ou sur mesure peut être utilisé pour livrer les stimuli, et collecte de données et l’analyse doivent être effectuées sur les enregistrements vidéo.

Conditionnement classique court-retard Eyeblink dans One-Year-Old Children

Décrit ici est un nouveau système expérimental automatisé qui offre une alternative au test à trois chambres et résout également plusieurs mises en garde. Ce système fournit de multiples paramètres comportementaux qui permettent une analyse rigoureuse de la dynamique comportementale des petits rongeurs lors des tests de préférence sociale et de préférence de nouveauté sociale.

Un système de suivi de la dynamique du comportement de préférence sociale chez les petits rongeurs

Nous avons développé une plate-forme unique pour suivre le comportement des animaux lors de deux tâches d’apprentissage associative dépendantes des fibres d’escalade. La conception à faible coût permet l’intégration avec des expériences optogénétiques ou d’imagerie orientées vers l’activité cérébelleuse associée aux fibres grimpantes.

Une plate-forme flexible pour la surveillance de l’apprentissage associatif sensoriel dépendant du cervelet

Pour étudier les comportements de vol dans un contexte de peur, nous introduisons un protocole de conditionnement de peur modifié. Ce protocole garantit que les souris présentent systématiquement des comportements de vol lors de la présentation des signaux dans le conditionnement de la peur.

Conditionnement de peur modifié pour induire des comportements de fuite chez la souris

Le paradigme de la peur observationnelle évalue la congélation par procuration chez les rongeurs comme un modèle d’empathie affective. Cette procédure consiste à exposer des rongeurs observateurs à des démonstrateurs conspécifiques recevant des chocs de pied aversifs pour susciter des réponses de gel empathiques. En utilisant des tests de peur observationnels, les chercheurs peuvent étudier les mécanismes neuronaux sous-jacents à l’empathie affective.

La peur observationnelle comme modèle d’empathie affective chez la souris

Ce protocole fournit une méthode pour suivre le strabisme oculaire automatisé chez les rongeurs au fil du temps d’une manière compatible avec le verrouillage temporel des mesures neurophysiologiques. Ce protocole devrait être utile aux chercheurs qui étudient les mécanismes des troubles de la douleur tels que la migraine.

Une méthode automatisée de strabisme pour synchroniser le comportement et la dynamique cérébrale dans les études sur la douleur chez la souris

Le protocole décrit comment mesurer la réponse optomotrice chez les écureuils terrestres à 13 lignes, une espèce à dominante conique dont les caractéristiques rétiniennes ressemblent à la macula humaine. La conception de la plate-forme améliore la manipulation et réduit l’anxiété, améliorant ainsi la capacité de l’animal à rester sur la plate-forme surélevée, permettant une évaluation non invasive des changements dans la fonction visuelle.

Contention animale non aversive permettant l’enregistrement du réflexe optomoteur chez les écureuils terrestres

Découvrez le conditionnement classique du clignement de paupière par stimulation des moustaches chez des souris à tête fixée. Cette méthode permet d'étudier les mécanismes neurobiologiques de l'apprentissage et de la mémoire.

Moustaches de signalisation eyeblink conditionnement classique chez les souris de tête-fixe

Explorer plus de vidéos