Name: Hémodynamique Caractérisation des modèles rongeurs de lhypertension artérielle pulmonaire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-04-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 40 s
Description: Apprenez l'échocardiographie et la cathétérisation cardiaque droite chez les rongeurs pour caractériser l'hémodynamique dans les modèles d'hypertension artérielle pulmonaire. Cette méthode permet d'évaluer la fonction cardiaque droite et les effets des interventions thérapeutiques.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

SR est soutenu par le NIH K08HL114643, Gilead Research Scholars in Pulmonary Arterial Hypertension et un Burroughs Wellcome Fund Career Award for Medical Scientists.

Toutes les procédures décrites suivent les directives de protection des animaux de l&#39;école de médecine de l&#39;Université Duke. 1. Avant de commencer la procédure Remarque: Avant toute procédure d&#39;animaux, veiller à ce que l&#39;autorisation institutionnelle appropriée a été obtenue. Comme avec toutes les procédures, utiliser des médicaments de la douleur appropriée pour assurer qu&#39;il n&#39;y a pas de souffrance animale. <ol><li> cathéters Rincer avec une solution saline stérile hépariné (100 U / ml) pour assurer la perméabilité. Marquer un point à partir de la pointe du cathéter équivalente à la longueur du cœur au milieu du cou (environ 4 cm pour les rats et 2 cm pour les souris). </li><li> Anesthetize la souris ou le rat. Choix d&#39;anesthésie comprennent isoflurane (3-4% l&#39; induction, l&#39; entretien de 1,5% mélangée avec 100% d&#39; oxygène), la kétamine / xylazine (80-120 / 10 mg / kg) et de pentobarbital (40-80 mg / kg) 6. <ol><li> Par exemple, avec de la kétamine: xylazine (80-120 mg / kg: 10-16 mg / kg IP pour les souris et 80-100 mg / kg: 5-10 mg / kg IP pour les rats), une seule dose dure 20-50 min de l&#39;anesthésie. Pour échocardiographie, anesthésier la souris ou rat avec de l&#39;isoflurane (3-4% pour l&#39;induction et de 1,5% pour la maintenance). Évaluer profondeur de l&#39;anesthésie en pinçant le rongeur dans la zone chirurgicale pour confirmer que les réflexes de retrait sont absents. Utilisez une pommade vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie. Remarque: les agents anesthésiques différents peuvent être utilisés pour obtenir des résultats fiables avec l&#39; utilisation et l&#39; optimisation appropriée (revue ailleurs 6). Notre préférence pour le cathétérisme est d&#39;utiliser la kétamine: xylazine. Overdose avec de la kétamine / xylazine peut profondément diminuer la fréquence cardiaque et la fonction cardiaque, il est donc essentiel de maintenir une température adéquate et le contrôle respiratoire. Pour maintenir la fréquence cardiaque (&gt; 400 / min) chez la souris, nous effectuons régulièrement vagotomie bilatérale. La quantité de kétamine / xylazine ici sera 20-30 typiquement dernière minute, ce qui est suffisant pour effectuer soit ouvert ou cathétérisme cardiaque-thoracique fermée suivieeuthanasier l&#39;animal. </li></ol></li><li> Préparer le rat / souris pour la procédure chirurgicale (figure 1). <ol><li> Rasez la fourrure de la poitrine (pour permettre l&#39;échocardiographie) et de la région chirurgicale, dans le droit du cou. </li><li> Frotter les régions chirurgicales rasés avec un balayage circulaire du centre vers l&#39;extérieur en utilisant la bétadine, suivie par le nettoyage avec un tampon imbibé d&#39;alcool à 70%. </li><li> Placer l&#39;animal sur une plate-forme chirurgicale avec un coussin chauffant en dessous. Réglez le niveau de chauffage pour maintenir une température corporelle de 37 à 37,5 ° C. Surveiller la température du corps d&#39;une sonde rectale. L&#39;hypothermie peut entraîner une bradycardie et hyperthermie résultats significatifs dans la tachycardie significative. </li></ol></li></ol> 2. échocardiographie Remarque: Une description complète des rongeurs échocardiographie est décrit ailleurs 7. Pour la souris, avant l&#39;anesthésie, les images peuvent être obtenues sur le éveillé, animal retenu manuellement. Chez le rat,l&#39;anesthésie avant l&#39;échocardiographie est préférable que les rats sont trop grands pour être retenu manuellement pendant la veille). <ol><li> Parasternale long axe (PLAX) Voir. <ol><li> Placer l&#39;animal dans une position couchée sur le dos sur la plate-forme ou freiner manuellement. </li><li> Sélectionnez le mode B pour projeter une image 2D en direct. </li><li> Aligner le transducteur à ultrasons avec une fréquence de 40 MHz pour les souris ou 25 MHz pour les rats à la ligne parasternale gauche, puis tourner le transducteur dans le sens antihoraire 30 ° avec l&#39;indicateur de sonde pointant dans la direction caudale (5 heures-11 heures position de la ligne) . Angle du transducteur légèrement (bascule le long de l&#39;axe court du transducteur dans le même plan tomographique) pour obtenir une vue de la chambre LV plein dans le centre de l&#39;écran. </li><li> Recherchez et voir ces structures anatomiques (figure 2A): la lumière du ventricule gauche (VG); septum interventriculaire (IVS); la lumière du ventricule droit (VD); Aorte ascendante (AO); et gauche atrium (LA). </li> &lt;li&gt; Basculer en mode M, une fois ces structures ci-dessus sont clairement visualisées. Placez la ligne de l&#39; indicateur à travers la partie la plus large de lumière BT par AO comme point de référence et aussi faire le mensonge de la profondeur de mise au point dans le centre de LV Chambre (figure 2B). Effectuer des mesures similaires de la RV en changeant angulation du transducteur et à obtenir des mesures en mode M. </li><li> Utilisez magasin de cine pour créer une vidéo en boucle pour enregistrer les données de mesure hors ligne (LV chambre dimension, FS et LV épaisseur de paroi). </li><li> Obtenir un tracé doppler de la sortie de l&#39; aorte en mode Doppler PW en plaçant le curseur PW dans l&#39;aorte et l&#39; enregistrement (figure 2C). </li></ol></li><li> Parasternale court axe View (PSAX) au niveau de l&#39;aorte. <ol><li> Passer en mode B. </li><li> Tourner le transducteur de 90 ° dans le sens horaire de la vue parasternale long axe pour obtenir le petit axe parasternale (Figure 3). Déplacer et l&#39;angle du transducteur vers le crâne d&#39;identify la valve aortique section transversale vue. </li><li> Identifier la sortie du ventricule droit (RVOT) comme une structure en forme de croissant localisée à la partie supérieure droite de l&#39;aorte, a continué avec feuillets de la valve pulmonaire et l&#39;artère pulmonaire. </li><li> Tenez stable à la même position manuellement. Passer en mode Doppler PW. Remarque: Une plate-forme de station pour maintenir le rongeur et la sonde peut être utilisée pour minimiser le mouvement et la variation de la position du transducteur. </li><li> Placer l&#39; extrémité proximale du volume d&#39;échantillon au niveau de la valve pulmonaire dans le centre de la droite de chasse du ventricule, puis positionner le curseur parallèlement à la direction de l&#39; écoulement sanguin à travers le vaisseau (figure 3B). Remarque: il est important de régler l&#39;angle d&#39;échantillonnage à la direction de l&#39;écoulement de sang ou d&#39;utiliser le logiciel d&#39;ultrasons pour corriger une variation de l&#39;angle. Sans correction, l&#39;angle maximal dans le récipient est de 30 °, ce qui correspond à environ 15% sous-estimation de la vitesse. </li><li> Adjust l&#39;échelle (la vitesse du flux sanguin) que nécessaire pour obtenir une &quot;bonne&quot; enveloppe de Doppler, qui a des frontières blanches et un creux à l&#39; intérieur indiquant le flux sanguin laminaire sombre (figure 3C). Enregistrez le tracé Doppler. Note: Un &quot;mauvais&quot; enveloppe Doppler ne peut pas accueillir des bordures blanches suffisantes et un creux sombre. </li><li> Si le cathétérisme est pas effectuée à ce stade, de permettre le rongeur de récupérer si l&#39;anesthésie a été utilisée. Ne laissez pas le rongeur sans surveillance jusqu&#39;à ce qu&#39;il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale et ne retourne pas à la compagnie d&#39;autres animaux jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit complètement rétabli. Si le cathétérisme est effectué, passez à la section 3. </li></ol></li></ol> 3. Droit Coeur cathétérisme <ol><li> approche fermée poitrine pour la mesure de la pression RV <ol><li> Installer: <ol><li> Connecter le capteur de pression sur le canal d&#39;entrée 1. Dans le logiciel, réglez le canal 1 pour la pression et channel 2 de la fréquence cardiaque. </li><li> Pour convertir les unités en mmHg, enregistrer la trace de référence, effectuer un étalonnage de pression manuellement à l&#39;aide d&#39;une jauge de pression (si vous utilisez un capteur de pression sanguine et PE tube). Ensuite, effectuer la conversion des unités sous le canal 1. </li><li> Pour définir la fréquence cardiaque, éteignez l&#39;entrée du canal 2. Sélectionnez des mesures cycliques sous le canal 2 et choisissez le canal 1 pour la source et le taux pour la mesure. </li></ol></li><li> Placez la souris / rat sous un microscope de dissection avec la mise au point en profondeur et un grossissement de 5x. </li><li> Inciser la peau de la mâchoire inférieure du sternum (figure 1). Placer une paire d&#39;écarteurs de chaque côté de l&#39;incision pour exposer complètement la zone cervicale. </li><li> Carrément disséquer pour séparer les glandes salivaires pour exposer la jugulaire externe droite veine en utilisant bien émoussées pointe pince (figure 4A, B). </li><li> isoler soigneusement la veine jugulaire externe droite du tissu conjonctif environnant. </li> &lt;li&gt; Placez deux morceaux de suture de soie (4-0 pour les rats; 6-0 pour les souris) sous la veine jugulaire externe droite, ligaturer la veine distalement (aussi proche de la mandibule que possible), puis attacher un noeud lâche proximalement ( La figure 4C). </li><li> Utilisez iris ciseaux pour faire un petit &quot;nick&quot; (coupe) à proximité du noeud lié distal. </li><li> Tenez le cathéter avec une pince et insérer le cathéter dans la découpe de la veine, puis serrer le noeud proximal. Note: On utilise habituellement le polyéthylène (PE) -10 tube (~ 2 de dimensions Fr) pour les souris et PE-50 (~ 3 Fr taille) pour le rat, qui est relié au transducteur de pression régulière à travers une aiguille de calibre 31 G ou 21 et calibré. Marquez le cathéter avec un marqueur à une longueur correspondant à peu près au placement de la pointe dans le ventricule droit. A titre d&#39;alternative à la tubulure PE, un cathéter peut être utilisé micromanomètre. Doucement tirant sur le noeud distal peut aider à introduire le cathéter. </li><li> Poussez doucement le cathéter dans le cœur droit et le moniteurla profondeur de l&#39;avancement en fonction de la marque. Surveiller la courbe de pression dans le logiciel pour vérifier la position du cathéter et déterminer la pression du VR (figure 5). </li><li> Gardez le cathéter immobile et recueillir les données (données de bascule d&#39;enregistrement à côté du bouton Démarrer) pendant 2 min. </li><li> Passez à échantillonner collection (section 4). </li></ol></li><li> Approche ouverte poitrine pour RV PV Boucle analyse. Nota: L&#39;analyse de la boucle PV du ventricule droit ne peut être réalisé avec une approche à thorax fermé en raison de la rigidité du cathéter de conductance, qui ne passe pas à partir de la VCS à l&#39;AR. Disponibles dans le commerce des cathéters de conductance sont conçus pour l&#39;analyse de la boucle LV PV. <ol><li> Dans le logiciel mis le canal 1 pour la conductance; Canal 2 pour la pression; et le canal 3 de la fréquence cardiaque. </li><li> Intuber les rats avec un G Teflon tube 16 et raccorder le tube à un ventilateur mécanique. Calculer et régler les paramètres de ventilation pour les souris ou les rats en utilisant le suiviformules ING 6: volume courant (V t, ml) = 6,2 x 1,01 M (M = masse animale, kg); la fréquence respiratoire (RR, min -1) = 53,5 x M -0.26 (figure 6A). </li><li> Étaler 70% d&#39;alcool sur la fourrure pour réduire la propagation de la fourrure sur le champ opératoire. </li><li> Faire une incision sous le processus xiphoïde et bilatéralement disséquer la peau avec des ciseaux vers le flanc. </li><li> Couper à travers la paroi abdominale et ouvrir la cavité abdominale par dissection bilatérale le long de la membrane. </li><li> Ouvrez le diaphragme pour exposer la pointe du cœur et bilatéralement couper la cage thoracique (figure 6A). Empêcher l&#39;évaporation et le séchage du tissu en pulvérisant une solution saline dans les cavités thoraciques et péritonéaux à l&#39;aide d&#39;une seringue. Note: Nous utilisons habituellement une paire de ciseaux de dissection pour ouvrir la cavité et la cage thoracique abdominale. Le saignement est généralement pas significative, mais s&#39;il y a un saignement, électrocoagulation peut être utilisé. </li><li> e isolat soigneusemente veine cave inférieure (VCI) à partir du tissu conjonctif environnant. </li><li> Placez un morceau de suture de soie (4-0 pour les rats; 6-0 pour les souris) autour de l&#39;IVC, puis attacher un noeud lâche (ou enfiler la suture à travers un G Teflon tube 16) (figure 6B). </li><li> Piquer la paroi libre de RV apicale avec une aiguille de calibre 27-30 parallèle à la paroi libre de RV et retirer l&#39;aiguille. Veillez à ne pas pousser l&#39;aiguille dans plus de 4 mm. Remarque: En variante, un petit morceau de tube PE-60 peut être utilisé pour guider la ponction du cathéter de la conductance dans le sommet du VR. </li><li> Insérer la pointe conductance du cathéter à travers le couteau enroulé sur la paroi libre de RV apical jusqu&#39;à ce que toutes les électrodes sont à l&#39; intérieur du ventricule (Figure 6C). </li><li> Surveiller la boucle de volume de pression dans le logiciel, puis ajuster la position du cathéter pour obtenir des boucles en forme cohérente qui ne démontrent pas de variation respiratoire significative (Figure 7B, C). </li><li> Recordbase PV boucles (données à bascule d&#39;enregistrement à côté du bouton Démarrer) pendant au moins 10 secondes pour obtenir un certain nombre de PV boucles. </li><li> Tirer le fil de suture placé autour de l&#39;IVC pour modifier les précontraintes et enregistrer les boucles PV. Analyser les données hors ligne et d&#39;en tirer divers paramètres de la fonction RV systolique (Figure 7D). Cette analyse a été décrite précédemment 8. Remarque: IVC peut aussi être obturée par une pince. Surveiller la trace de pression RV pour confirmer la réduction de la précharge. </li><li> Réaliser une solution saline et cuvettes calibrages comme décrit précédemment pour permettre une conversion d&#39;unités de conductance à des unités de volume 6. </li><li> Après l&#39;enregistrement des données, tirez doucement le cathéter et placez la pointe du cathéter immédiatement dans un bain d&#39;eau avec une solution saline. Après avoir terminé, nettoyer le cathéter selon les instructions du fabricant. </li></ol></li></ol> 4. Prélèvement des échantillons cardiaques et pulmonaires Remarque: Comme les procédures ici unre décrit comme terminal, l&#39;animal doit être euthanasié après soit fermées ou à thorax ouvert cardiaque droite cathétérisme. <ol><li> Euthanasier la souris en ouvrant le thorax (thoracotomie bilatérale) si une approche à thorax fermé a été utilisé, exsanguination, ou en éteignant le ventilateur après un surdosage anesthésique. Remarque: La dislocation cervicale est pas recommandée. </li><li> Pour effectuer l&#39; inflation perfusion du poumon, raccorder le tuyau d&#39;inflation sur un ringstand mis à gonfler les poumons avec une pression de 20 cmH 2 O (mais ne pas ouvrir encore la valve pour gonfler les poumons). </li><li> Carrément disséquer la trachée du muscle et du tissu conjonctif environnant. </li><li> Placez un morceau de suture de soie (4-0 pour les rats; 6-0 pour les souris) autour de la trachée, puis faites un noeud lâche. </li><li> Étirez délicatement la trachée en appuyant sur la tête et faire une coupe (70% de la circonférence) près de la mandibule. </li><li> Gardez le léger étirement et insérez la canule trachéale (20 G pour les souris ou 16 G pour les rats).Fixer la canule à l&#39;aide du fil de suture. Branchez la canule sur le tube de gonflage et attacher la suture autour de la canule pour empêcher le reflux de fixateurs. </li><li> Rincer les poumons avec du PBS en utilisant une seringue de 10 ml de poignarder la paroi libre de RV et injecter vers l&#39;artère pulmonaire. Nick l&#39;oreillette gauche une fois que les poumons commencent à blanchir. </li><li> Récolter le cœur en coupant à la racine de l&#39;aorte. </li><li> Fixer le lobe inférieur droit du poumon en utilisant un hémostatique de moustiques et de réduire le lobe inférieur droit. Placez les morceaux dans des tubes à centrifuger et enclenchez gel dans de l&#39;azote liquide. </li><li> Gonfler les poumons avec 10% de formol tamponnée neutre pendant 5 minutes, et retirer la canule de la trachée suivie d&#39;une ligature de la trachée. </li><li> Disséquer le poumon sur le thorax et le fixer avec 10% de formol tamponné neutre. Remarque: Vous pouvez également gonfler les poumons avec les médias de coupe optimale (OCT, dilué 1: 1 avec du PBS) et geler en octobre non dilué pour la préparation ultérieure des coupes congelées. </li><li> Avec attentionséparer les oreillettes des ventricules et d&#39;isoler la paroi du ventricule droit sans en disséquant le long du septum interventriculaire. </li><li> Peser le RV et LV + septum (LV + S) pour calculer un indice Fulton (RV / LV + S) 9, qui quantifie le degré de RV hypertrophie. Note: Indice TheFulton varie selon les modèles de PH. Rat 10: contrôle, 0,28 ± 0,01; induite par l&#39;hypoxie, 0,57 ± 0,02; TCM-traitée, 0,51 ± 0,03. C57BL6 / J souris 11: contrôle, 0,26 ± 0,01; SuHx (14 jours), 0,40 ± 0,02; SuHx (21 jours), 0,43 ± 0,01; SuHx (28 jours), 0,44 ± 0,03. </li><li> Snap geler la RV et LV + S dans de l&#39;azote liquide ou fixer à 10% de formol tamponné neutre. </li></ol>

<ol><li>Gomez-Arroyo, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+brief+overview+of+mouse+models+of+pulmonary+arterial+hypertension%3A+problems+and+prospects%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">A brief overview of mouse models of pulmonary arterial hypertension: problems and prospects.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 977-991 (2012).</li>
<li>Ryan, J. J., Marsboom, G., Archer, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+of+group+1+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Handbook+of+experimental+pharmacology%22%5BJournal%5D)">Rodent models of group 1 pulmonary hypertension.</a> Handbook of experimental pharmacology. 218, 105-149 (2013).</li>
<li>Voelkel, N. F., Tuder, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia-induced+pulmonary+vascular+remodeling%3A+a+model+for+what+human+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Hypoxia-induced pulmonary vascular remodeling: a model for what human disease.</a> J Clin Invest. 106, 733-738 (2000).</li>
<li>Gomez-Arroyo, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+monocrotaline+model+of+pulmonary+hypertension+in+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 363-369 (2012).</li>
<li>Abe, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+of+plexiform+lesions+in+experimental+severe+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Formation of plexiform lesions in experimental severe pulmonary arterial hypertension.</a> Circulation. 121, 2747-2754 (2010).</li>
<li>Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+cardiac+function+using+pressure-volume+conductance+catheter+technique+in+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats.</a> Nat Protoc. 3, 1422-1434 (2008).</li>
<li>Brittain, E., Penner, N. L., West, J., Hemnes, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiographic+Assessment+of+the+Right+Heart+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Echocardiographic Assessment of the Right Heart in Mice.</a> J. Vis. Exp. (81), e50912(2013).</li>
<li>Abraham, D. M., Mao, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+Pressure-Volume+Loop+Analyses+Using+Conductance+Catheters+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Cardiac Pressure-Volume Loop Analyses Using Conductance Catheters in Mice.</a> J Vis Exp. , In revision (2015).</li>
<li>Vergadi, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+macrophage+recruitment+and+alternative+activation+are+critical+for+the+later+development+of+hypoxia-induced+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Early macrophage recruitment and alternative activation are critical for the later development of hypoxia-induced pulmonary hypertension.</a> Circulation. 123, 1986-1995 (2011).</li>
<li>Mam, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+vasoconstriction+and+nitric+oxide-mediated+relaxation+in+pulmonary+arteries+of+hypoxia-+and+monocrotaline-induced+pulmonary+hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Exp+Ther%22%5BJournal%5D)">Impaired vasoconstriction and nitric oxide-mediated relaxation in pulmonary arteries of hypoxia- and monocrotaline-induced pulmonary hypertensive rats.</a> J Pharmacol Exp Ther. 332, 455-462 (2010).</li>
<li>Wang, Z., Schreier, D. A., Hacker, T. A., Chesler, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progressive+right+ventricular+functional+and+structural+changes+in+a+mouse+model+of+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rep%22%5BJournal%5D)">Progressive right ventricular functional and structural changes in a mouse model of pulmonary arterial hypertension.</a> Physiol Rep. 1, 00184(2013).</li>
<li>Thibault, H. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+assessment+of+murine+pulmonary+arterial+pressure%3A+validation+and+application+to+models+of+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Cardiovasc+Imaging%22%5BJournal%5D)">Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension.</a> Circ Cardiovasc Imaging. 3, 157-163 (2010).</li>
<li>Abe, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+treatment+with+a+Rho-kinase+inhibitor+improves+monocrotaline-induced+fatal+pulmonary+hypertension+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Long-term treatment with a Rho-kinase inhibitor improves monocrotaline-induced fatal pulmonary hypertension in rats.</a> Circ Res. 94, 385-393 (2004).</li>
<li>Ma, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((hypoxia+chamer+info--Calpain+mediates+pulmonary+vascular+remodeling+in+rodent+models+of+pulmonary+hypertension%2C+and+its+inhibition+attenuates+pathologic+features+of+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">hypoxia chamer info--Calpain mediates pulmonary vascular remodeling in rodent models of pulmonary hypertension, and its inhibition attenuates pathologic features of disease.</a> J Clin Invest. 121, 4548-4566 (2011).</li>
<li>de Man, F. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bisoprolol+delays+progression+towards+right+heart+failure+in+experimental+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Heart+Fail%22%5BJournal%5D)">Bisoprolol delays progression towards right heart failure in experimental pulmonary hypertension.</a> Circ Heart Fail. 5, 97-105 (2012).</li>
<li>de Man, F. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dysregulated+renin-angiotensin-aldosterone+system+contributes+to+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Dysregulated renin-angiotensin-aldosterone system contributes to pulmonary arterial hypertension.</a> Am J Respir Crit Care Med. 186, 780-789 (2012).</li>
<li>Pritts, C. D., Pearl, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia+for+patients+with+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Anaesthesiol%22%5BJournal%5D)">Anesthesia for patients with pulmonary hypertension.</a> Curr Opin Anaesthesiol. 23, 411-416 (2010).</li>
<li>Paulin, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+miR-208-Mef2+Axis+Drives+the+Decompensation+of+Right+Ventricular+Function+in+Pulmonary+Hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">A miR-208-Mef2 Axis Drives the Decompensation of Right Ventricular Function in Pulmonary Hypertension.</a> Circ Res. 116, 56-69 (2015).</li>
<li>Brittain, E., Penner, N. L., West, J., Hemnes, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiographic+assessment+of+the+right+heart+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Echocardiographic assessment of the right heart in mice.</a> J Vis Exp. , (2013).</li>
<li>Cheng, H. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+right+ventricular+structure+and+function+in+mouse+model+of+pulmonary+artery+constriction+by+transthoracic+echocardiography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography.</a> J Vis Exp. , e51041(2014).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Les protocoles décrits ici décrivent une caractérisation complète de l’hémodynamique et de la fonction ventriculaire droite dans des modèles de rongeurs d’hypertension pulmonaire. Bien que le cathétérisme cardiaque droit décrit ici soit une procédure terminale, la mortalité associée à l’échocardiographie est minime, ce qui permet le dépistage et le suivi de la progression de la maladie. Cependant, à l’instar des patients atteints d’HTP ayant une mortalité nettement accrue avec l’anesthésie17, d’après notre exp...

L&#39;hypertension artérielle pulmonaire (HTAP) est une maladie du système vasculaire pulmonaire associée à une infiltration de cellules inflammatoires, prolifération du muscle lisse et l&#39;apoptose des cellules endothéliales. Ces changements se traduisent par l&#39;oblitération des artérioles pulmonaires, conduisant ensuite à ventriculaire droite (RV) dysfonction et l&#39;insuffisance cardiaque. Afin de comprendre la physiopathologie sous - jacente des HAP et l&#39; échec de RV dans l&#39; HTAP, un certain nombre de modèles différents, y compris les modèles génétiques et pharmacologiques pour étudier cette maladie ont été développés (revue ailleurs 1,2). Parmi ces modèles, les plus populaires sont induite par l&#39;hypoxie (Hx) PAH chez la souris et le monocrotaline (MCT) et SU5416-hypoxie (SuHx) modèles chez le rat. Dans le modèle Hx de la souris, les souris sont exposées à une hypoxie de 4 semaines (soit normobares ou hypobare, ce qui correspond à une altitude de 18000 pieds avec une FiO2 de 0,10), avec le développement résultant de la prolifération médiale, une augmentation RV SYSTpressions PFR et le développement de l&#39; hypertrophie RV 3. MCT à une dose unique de 60 mg / kg dans les résultats des blessures aux cellules endothéliales pulmonaires par un mécanisme pas certain que résulte alors dans le développement de l&#39; HTAP 4. SU5416 est un inhibiteur des récepteurs vasculaires endothéliales de facteurs de croissance (VEGFR) 1 et 2 bloqueur, et le traitement avec une seule injection sous-cutanée de 60 mg / kg suivie d&#39;une exposition à l&#39;hypoxie chronique pendant 3 semaines des résultats dans l&#39;hypertension artérielle pulmonaire permanente avec des changements pathologiques similaires à celui observé dans la maladie humaine, avec la formation de lésions vasculaires oblitérantes 5. Au cours des dernières années, plusieurs modèles de souris transgéniques pour l&#39;hypertension pulmonaire ont été développés. Ceux - ci comprennent KO et mutations du récepteur de la protéine morphogénétique osseuse 2 (BMPR2), que les mutations du gène BMPR2 se trouvent dans les deux formes familiales et idiopathiques de l&#39; HTAP, l&#39; hème oxygénase-1 KO et IL-6 surexpression (revue ailleurs 1,2). Ces différents modèles de rongeurs de PH ont différents niveaux de l&#39;hypertension artérielle pulmonaire, RV hypertrophie et l&#39;insuffisance RV. Alors que l&#39;hypoxie et divers modèles de souris transgéniques entraînent des HAP beaucoup plus doux que le modèle de rat , soit 1, elle permet l&#39; essai de différentes mutations génétiques et de leurs voies de signalisation associées moléculaires. Le modèle du TCM ne résulte de l&#39;HTAP sévère, bien que MCT semble être toxique pour les cellules endotheliales dans des tissus multiples 4. Le modèle SuHx se caractérise par vasculaire change plus similaire à celle observée dans l&#39;HTAP idiopathique chez l&#39;homme, bien que nécessite à la fois la manipulation et de l&#39;hypoxie exposition pharmacologique. En outre, dans tous ces modèles, il peut y avoir une déconnexion entre les changements histopathologiques, pressions pulmonaires et la fonction RV associés au développement de l&#39;HTAP. Ceci est en contraste avec la maladie humaine, où il existe généralement une relation proportionnelle entre les changements histopathologiques, la gravité de pulmonhypertension ary et le degré d&#39;insuffisance de RV. Ainsi, une caractérisation complète de ces modèles de rongeurs de PH est nécessaire, et implique des évaluations de la fonction RV (généralement par échocardiographie), hémodynamique (par cathétérisme cardiaque) et l&#39;histopathologie du cœur et des poumons (à partir de la récolte des tissus). Dans ce protocole, nous décrivons les techniques de base utilisées pour la caractérisation hémodynamique des modèles de HAP chez le rat et la souris. Ces techniques générales peuvent être appliquées à toute étude du ventricule droit et de la vascularisation pulmonaire et ne se limite pas aux modèles de HAP. Visualiser le RV par échocardiographie est relativement simple chez les rats, mais il est plus difficile chez les souris en raison de leur taille et de la géométrie complexe de la RV. En outre, certains substituts utilisés pour quantifier la fonction RV, comme TAPSE, artère pulmonaire (PA) Temps d&#39;accélération et de PA Doppler forme d&#39;onde entaillage, ne sont pas bien validées chez l&#39;homme et sont en corrélation que faiblement avec l&#39;évaluation de puhypertension lmonary et la fonction de RV par hémodynamique invasives. Détermination de l&#39;hémodynamique RV est le mieux fait avec un thorax fermé, afin de maintenir les effets d&#39;une pression intrathoracique négative avec l&#39;inspiration, bien ouverte cathétérisme poitrine avec un cathéter d&#39;impédance permet de déterminer la pression volume (PV) des boucles et une caractérisation hémodynamique plus détaillée . Comme pour toute procédure, le développement de l&#39;expérience avec les procédures est essentielle au succès expérimental.

<table><tbody><tr><td>Système d’imagerie Vevo 2100 (120 V)</td><td>VisualSonics, inc.&nbsp ;</td><td>VS-11945</td><td></td></tr><tr><td>Station d’imagerie Vevo 2100</td><td>VisualSonics, inc.&nbsp ;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Transducteurs mécaniques haute fréquence</td><td>VisualSonics, inc.&nbsp ;</td><td>MS250, MS550D, MS400</td><td></td></tr><tr><td>Gel à ultrasons Parker&nbsp ;</td><td>Laboratories Inc.&nbsp ;</td><td>01-08</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 4/35</td><td>ADInstruments</td><td>ML765</td><td></td></tr><tr><td>Labchart 8</td><td>ADInstruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Transducteur BP avec robinet d’arrêt et câble</td><td>ADInstruments</td><td>MLT1199</td><td></td></tr><tr><td>Kit d’étalonnage de transducteur BP</td><td>ADInstruments</td><td>MLA1052</td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Tip Cathéter de pression pour souris</td><td>Millar</td><td>SPR-1000</td><td>Cathéter alternatif disponible chez Scisense FT111B (souris) et FT211B (rat)</td></tr><tr><td>Sonde de pression Mikro-Tip pour rat</td><td>Millar</td><td>SPR-513</td><td>Cathéter alternatif disponible chez Scisense FT111B (souris) et FT211B (rat)</td></tr><tr><td>Millar Mikro-Tip&nbsp ; Cathéter à boucle PV ultra-miniature pour souris</td><td>Millar</td><td>PVR-1035</td><td>Cathéter alternatif disponible chez Scisense FT112 (souris)</td></tr><tr><td>Millar Mikro-Tip cathéter à boucle PV ultra miniature pour rats</td><td>Millar</td><td>SPR-869</td><td>Cathéter alternatif disponible chez Scisense FT112 (souris)</td></tr><tr><td>Système PV Millar MPVS-300&nbsp ;</td><td>Millar</td><td>MPVS-300</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool</td><td>Roboz Surgical</td><td>SUT-15-2</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool</td><td>Roboz Surgical</td><td>SUT-14-1</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à iris, Delicate, Integra Miltex</td><td>VWR</td><td>21909-248</td><td></td></tr><tr><td>VWR Ciseaux de dissection, Pointe pointue / émoussée</td><td>VWR</td><td>82027-588</td><td></td></tr><tr><td>VWR Ciseaux délicats, 4 1/2"</td><td>VWR</td><td>82027-582</td><td></td></tr><tr><td>Hémostats à deux étoiles, Excelta</td><td>VWR</td><td>63042-090</td><td></td></tr><tr><td>Formol à tampon neutre</td><td>VWR</td><td>89370-094</td><td></td></tr><tr><td>Crotaline</td><td>Sigma</td><td>C2401</td><td></td></tr><tr><td>SU5416</td><td>Tocris Biosciences</td><td>3037</td><td></td></tr><tr><td>3.5X-45X Boom Stand Trinocular Zoom Stereo Microscope&nbsp ;</td><td>AmScope</td><td>SM-3BX</td><td></td></tr><tr><td>PE (Tube en polyéthylène)-10</td><td>Braintree Scientific Inc</td><td>PE10 36 FT</td><td></td></tr><tr><td>PE (Tube en polyéthylène)-50</td><td>Braintree Scientific Inc</td><td>PE50 36 FT</td><td></td></tr><tr><td>PE (Tube en polyéthylène)-60</td><td>Braintree Scientific Inc</td><td>PE60 Unité</td> d’anesthésie isoflurane de table de 36 pieds <td></td></tr><tr><td></td><td>Kent Scientific</td><td>ACV-1205S</td><td></td></tr><tr><td>Plate-forme chirurgicale multifonctionnelle Surgisuite</td><td>Kent Scientific</td><td>Surgisuite</td><td></td></tr><tr><td>Set d’écarteur</td><td>Kent Scientific</td><td>SURGI-5002</td><td></td></tr><tr><td>Chambre d’induction d’anesthésie</td><td>VetEquip</td><td>941443</td><td></td></tr><tr><td>Anesthésie Cartouche filtrante en gaz</td><td>Kent Scientific</td><td>ACV-2001</td><td></td></tr><tr><td>Cône de nez pour rongeurs</td><td>VetEquip</td><td>921431</td><td></td></tr></tbody></table>

hémodynamique caractérisation des modèles rongeurs de l&#39;hypertension artérielle pulmonaire

Hemodynamic Characterization of Rodent Models of Pulmonary Arterial Hypertension

L’hypertension artérielle pulmonaire (HTAP) est une maladie rare du système vasculaire pulmonaire caractérisée par l’apoptose des cellules endothéliales, la prolifération des muscles lisses et l’oblitération des artérioles pulmonaires. Cela entraîne à son tour une insuffisance ventriculaire droite (VD), avec une morbidité et une mortalité importantes. Les modèles de rongeurs de l’HTAP, chez la souris et le rat, sont importants pour comprendre la physiopathologie sous-jacente à cette maladie rare. Notamment, différents modèles d’HTAP peuvent être associés à différents degrés d’hypertension pulmonaire, d’hypertrophie du rotavirus et d’échec du rotavirus. Par conséquent, une caractérisation hémodynamique complète des souris et des rats atteints d’HTAP est essentielle pour déterminer les effets des médicaments ou des modifications génétiques sur la maladie. 
Ici, nous démontrons des procédures standard pour l’évaluation de la fonction ventriculaire droite et de l’hémodynamique dans des modèles d’HTAP chez le rat et chez la souris. L’échocardiographie est utile pour déterminer la fonction du VD chez les rats, bien qu’il soit difficile d’obtenir des vues standard du ventricule droit chez la souris éveillée. L’accès pour le cathétérisme cardiaque droit est obtenu par la veine jugulaire interne chez les souris et les rats à poitrine fermée. Les pressions peuvent être mesurées à l’aide d’un tube en polyéthylène équipé d’un transducteur de pression de fluide ou d’un cathéter de pression miniature à micromanomètre. L’analyse de l’anse pression-volume peut être effectuée dans la poitrine ouverte. Après avoir obtenu l’hémodynamique, le rongeur est euthanasié. Le cœur peut être disséqué pour séparer la paroi libre du ventricule gauche (VG) et du septum, ce qui permet d’évaluer l’hypertrophie du rotavirus à l’aide de l’indice de Fulton (RV/(LV+S)). Ensuite, des échantillons peuvent être prélevés dans le cœur, les poumons et d’autres tissus si nécessaire.

Comme cathétérisme cardiaque droit chez les rongeurs est typiquement une procédure terminale qui ne sont pas applicables à un suivi longitudinal, l&#39; échocardiographie est une excellente alternative non invasive pour le dépistage et le suivi 12. Alors que la pression systolique de l&#39;artère pulmonaire dans l&#39;HTAP humaine sur échocardiographie est généralement dérivé de régurgitation tricuspide qui est généralement simple à obtenir dans la vue apicale, un tel point de vue ne soit pas fiable obtenue c...

L’hypertension artérielle pulmonaire (HTAP) est une maladie des artérioles pulmonaires qui conduit à leur oblitération et au développement d’une insuffisance ventriculaire droite. Les modèles de rongeurs de l’HTAP sont essentiels pour comprendre la physiopathologie de l’HTAP. Ici, nous démontrons la caractérisation hémodynamique, avec cathétérisme cardiaque droit et échocardiographie, chez la souris et le rat.

Hémodynamique Caractérisation des modèles rongeurs de l&#39;hypertension artérielle pulmonaire

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle ...

L'objectif général de l'échocardiographie et de la cathétérisation cardiaque droite chez les rongeurs est d'évaluer la fonction du cœur droit dans divers modèles de maladies cardiaques et pulmonaires. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés en recherche de physiologie cardiovasculaire, comme, quels sont les effets de manipulations génétiques ou des effets de médicaments sur le développement de l'hypertension pulmonaire ? Le principal avantage de cette technique est qu'elle permet une analyse complète de la fonction cardiaque droite dans ces modèles de maladies cardiaques et pulmonaires.Pour visualiser l'axe long parasternal du cœur d'un rongeur, commencez par placer un rongeur anesthésié en position supine. Vérifiez le niveau approprié de sédation par une pression sur l'orteil et appliquez une pommade vétérinaire sur les yeux de l'animal. Ensuite, rasez la poitrine et appliquez du gel échographique.Sélectionnez le mode B pour projeter une image en direct en 2D. Ensuite, alignez un transducteur à ultrasons de fréquence appropriée sur la ligne parasternale gauche. Faites pivoter le transducteur de 30 degrés dans le sens inverse des aiguilles d'une montre, l'indicateur de la sonde étant orienté vers la direction caudale.Ensuite, inclinez légèrement le transducteur en le basculant selon son axe court, dans le même plan tomographique, afin d'obtenir une vue complète de la cavité du ventricule gauche au centre de l'écran. Repérez et visualisez la lumière du ventricule gauche, le septum interventriculaire, la lumière du ventricule droit, l'aorte ascendante et l'oreillette gauche. Pour visualiser l'axe court parasternal au niveau aortique, en mode B, faites pivoter le transducteur de 90 degrés et inclinez-le vers le crâne afin d'identifier la vue en coupe transversale de la valve aortique.Ensuite, tout en maintenant le transducteur immobile à la même position, passez en mode Doppler à onde de pouls. Placez ensuite le volume d'échantillonnage à proximité du niveau de la valve pulmonaire, au centre du tronc pulmonaire, et positionnez le curseur parallèlement à la direction du flux sanguin dans le vaisseau. Ajustez l'échelle selon la direction du flux sanguin, si nécessaire, afin d'obtenir un bon enveloppe Doppler, c'est-à-dire une image aux bords blancs et à l'intérieur sombre, caractéristique d'un flux sanguin laminaire, puis enregistrez le tracé Doppler.Pour réaliser une cathétérisation cardiaque droite par voie fermée, placer le rongeur anesthésié sous un microscope de dissection et pratiquer une incision cutanée allant de la mandibule au sternum. Placer une paire de rétracteurs de chaque côté de l'incision afin d'exposer complètement la région cervicale. Ensuite, disséquer les glandes salivaires par dissection émoussée, puis utiliser des pinces fines à extrémité émoussée pour exposer la veine jugulaire externe droite.Isolez soigneusement la veine jugulaire externe droite du tissu conjonctif environnant et placez deux morceaux de suture en soie sous la veine jugulaire externe droite. Liguez distalement la veine aussi près que possible de la mandibule et faites un nœud lâche proximalement. À l’aide de ciseaux à iris, pratiquez une petite incision dans la veine jugulaire externe, proximale par rapport au nœud ligaturé distal.Ensuite, marquer le cathéter à une longueur approximativement équivalente à celle séparant la veine jugulaire externe du cœur. Puis, à l’aide de pinces, insérer le cathéter dans l’incision et serrer le nœud proximal. Pousser délicatement le cathéter vers le cœur droit, en surveillant la profondeur d’avancement selon la marque sur le cathéter et en vérifiant la position du cathéter in situ grâce au tracé de pression sur l’écran de l’ordinateur.Une fois qu'un tracé de pression du ventricule droit a été identifié, stabilisez le cathéter pour la collecte de données. Pour obtenir des boucles pression-volume du ventricule droit, intubez ensuite le rongeur. Ensuite, pratiquez une incision sous le processus xiphoïde et disséquez bilatéralement la peau avec des ciseaux en direction des flancs.Pour ouvrir la cavité abdominale à travers la paroi abdominale, réalisez une dissection bilatérale à travers la paroi abdominale sous le diaphragme. Ensuite, ouvrez le diaphragme afin d'exposer l'apex du cœur et sectionnez bilatéralement la cage thoracique. Isolez soigneusement la veine cave inférieure des tissus conjonctifs environnants et placez une compresse stérile imprégnée de sérum physiologique sur la cavité abdominale et les sites d'intubation.Ensuite, à l’aide d’un petit morceau de tube PE 60, guider la perforation du cathéter de conductance dans l’apex du ventricule droit et insérer la pointe du cathéter à travers la plaie ponctiforme jusqu’à ce que toutes les électrodes soient à l’intérieur du ventricule. Surveiller maintenant la boucle pression-volume dans le logiciel, en ajustant la position du cathéter pour obtenir des boucles de forme constante et ne présentant pas de variations respiratoires importantes, selon les besoins. Pour obtenir une série de boucles pression-volume, exercer doucement une pression sur la veine cave inférieure afin de réduire le remplissage du ventricule droit.Un certain nombre de paramètres hémodynamiques peuvent ensuite être calculés à partir de ces données. Pour réaliser la perfusion par insufflation du poumon, reliez d'abord un tube d'insufflation à un support en forme d'anneau. Ensuite, disséquez soigneusement la trachée des muscles et tissus conjonctifs environnants, puis placez un brin de suture en soie autour de la trachée.Ensuite, faites un nœud lâche dans le fil de suture, appuyez doucement sur la tête pour étirer légèrement la trachée et sectionez 70 % de la circonférence de la trachée près de la mandibule. En maintenant la trachée étirée, insérez une canule trachéale et fixez la canule à l’aide d’un point de suture. Connectez la canule au tube d’insufflation, puis percez la paroi libre du ventricule droit avec une seringue de 10 millilitres remplie de PBS, et rincez les poumons en injectant le liquide vers l’artère pulmonaire.Lorsque les poumons commencent à blanchir, inciser une fois l'oreillette gauche. Ensuite, couper la racine de l'aorte pour prélever le cœur. Enfin, insuffler les poumons avec du formol neutre tamponné à 10 % pendant cinq minutes et retirer la canule trachéale.Ensuite, ligaturez la trachée, excisez le poumon de la cavité thoracique et fixez le tissu pulmonaire avec du formol neutre tamponné à 10 % frais. Une vue para- sternale en axe court au niveau aortique peut être facilement visualisée chez les rongeurs, permettant l'enregistrement et la mesure des tracés Doppler artériels pulmonaires, dont les formes ont été associées au degré d'hypertension pulmonaire. Lors d'une cathétérisation cardiaque droite en chambre close réalisée chez une souris exposée à une hypoxie chronique, la pression systolique du ventricule droit est élevée à 45 millimètres de mercure, ce qui est compatible avec une hypertension pulmonaire significative.Lors d'une cathétérisation cardiaque droite avec thoracotomie chez un rat normal, la pression systolique du ventricule droit est observée à un niveau nettement plus bas de 27 millimètres de mercure. La procédure peut être entièrement réalisée en quelques minutes si la technique est maîtrisée et correctement exécutée. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de s'assurer que le rongeur est correctement anesthésié et qu'il n'existe aucune source importante de saignement ou de dessèchement tissulaire pouvant entraîner une hypervolémie.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'effectuer une caractérisation hémodynamique complète du cœur droit. La pratique est essentielle pour maîtriser ces techniques.

hemodynamic-characterization-rodent-models-pulmonary-arterial

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Un protocole spécifique et rapide à la fois étudier la fonction cardiaque droite, une inflammation des poumons, et la réponse immunitaire est décrit comme un outil d'apprentissage. Vidéo et chiffres décrivent la physiologie et de techniques de microdissection dans une équipe organisée approche qui est adaptable pour être utilisé pour les petites et grandes études taille.

Mesures systolique ventriculaire droite pression en combinaison avec la récolte du poumon et des échantillons de tissus immunitaires chez des souris

Cet article fournit un protocole pour l'évaluation échocardiographique de la taille du ventricule droit et l'hypertension pulmonaire chez la souris. Les applications comprennent la détermination du phénotype et évaluation de série en modèles transgéniques et de souris induite par la toxine de myocardiopathie et une maladie vasculaire pulmonaire.

Évaluation échocardiographique du cœur droit chez la souris

Ce protocole décrit une procédure chirurgicale visant à créer un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire (HTAP) induite par le flux chez le rat et les procédures permettant d’analyser les principaux paramètres hémodynamiques et histologiques dans ce modèle.

Chirurgie Shunt, droite Cathétérisme cardiaque et vasculaire Morphometry dans un modèle de rat pour Flow-induite Hypertension artérielle pulmonaire

Nous décrivons ici un protocole détaillé pour les mesures envahissantes des paramètres hémodynamiques, y compris la pression portale, débit sanguin splanchnique et hémodynamique systémique afin de caractériser le syndrome d’hypertension chez les rats.

Envahissante hémodynamique caractérisation du Syndrome chez les Rats cirrhotiques portail-hypertendus

Ce protocole décrit l’induction de l’hypertension pulmonaire (PH) chez les souris basée sur l’exposition à l’hypoxie et l’injection d’un antagoniste des récepteurs VEGF. Les animaux développent l’hypertrophie ph et ventriculaire droite (RV) 3 semaines après le début du protocole. La caractérisation fonctionnelle et morphométrique du modèle est également présentée.

Induction et caractérisation de l’hypertension pulmonaire chez les souris à l’aide du modèle Hypoxie/SU5416

Ici, nous présentons un protocole pour effectuer une évaluation hémodynamique invasive du ventricule droit et de l'artère pulmonaire chez les souris utilisant une approche de chirurgie à coffre ouvert.

Évaluation hémodynamique invasive pour le système ventriculaire droit et l'hypertension artérielle pulmonaire induite par l'hypoxie chez les souris

Le présent protocole décrit la caractérisation échocardiographique de la morphologie et de la fonction ventriculaires droites dans un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire chez le rat.

Évaluation échocardiographique complète de la fonction du ventricule droit dans un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire chez le rat

Ce protocole fournit une procédure étape par étape pour l’exécution de l’administration de plusieurs doses de bolus intraveineux et la surveillance hémodynamique invasive chez la souris. Les chercheurs peuvent utiliser ce protocole pour le dépistage futur de composés thérapeutiques pour l’hypertension artérielle pulmonaire.

Dosage multiple de bolus intraveineux et évaluation hémodynamique invasive dans un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire induite par l’hypoxie chez la souris

Nous décrivons un modèle murin de surcharge de pression ventriculaire droite induite par l’anneau du tronc pulmonaire. Des protocoles détaillés pour l’intubation, la chirurgie et le phénotypage par échocardiographie sont inclus dans l’article. Des instruments sur mesure sont utilisés pour l’intubation et la chirurgie, ce qui permet une reproduction rapide et peu coûteuse du modèle.

Un modèle murin d’hypertrophie ventriculaire droite induite par une surcharge de pression et d’échec par bande du tronc pulmonaire

Ici, la méthode d’induction de l’hypertension artérielle pulmonaire associée à la fibrose pulmonaire (PF-PH) modèle de rat par injection de bléomycine dans les voies respiratoires est introduite. Nous proposons également une approche étape par étape pour valider ce modèle animal.

Etablissement et validation d’un modèle chez le rat d’hypertension artérielle pulmonaire associée à une fibrose pulmonaire

La présentation de méthodes détaillées pour l’évaluation de la fonction du ventricule droit améliorera la qualité et la fiabilité de la recherche sur l’hypertension pulmonaire, offrant un cadre solide pour les études futures et améliorant la reproductibilité entre les différents laboratoires.

Évaluation de la fonction ventriculaire droite dans des modèles expérimentaux d’hypertension artérielle pulmonaire

Apprenez l'échocardiographie et la cathétérisation cardiaque droite chez les rongeurs pour caractériser l'hémodynamique dans les modèles d'hypertension artérielle pulmonaire. Cette méthode permet d'évaluer la fonction cardiaque droite et les effets des interventions thérapeutiques.

Hémodynamique Caractérisation des modèles rongeurs de l'hypertension artérielle pulmonaire

Explorer plus de vidéos