Name: Dissolution Polarisation Dynamique Nucléaire Instrumentation pour en temps réel la vitesse de réaction enzymatique mesures par RMN (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-02-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 54 s
Description: Découvrez la polarisation dynamique nucléaire par dissolution pour suivre les processus enzymatiques en temps réel par RMN. Cette méthode améliore la sensibilité des expériences sur spectromètres 500 MHz sans altérer les molécules étudiées.

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Les auteurs remercient le Dr JJ van der Klink pour l&#39;assistance dans le choix et l&#39;assemblage de l&#39;équipement, ainsi que le Dr F. Kateb et le Dr G. Bertho pour des discussions utiles. AC a été soutenu par le Fonds national suisse (accorder PPOOP2_157547). Nous reconnaissons financement de Paris Sorbonne Cité (RMN @ Com, DIM Analytics, Ville de Paris, la Fondation de la Recherche Médicale (FRM ING20130526708), et l&#39;Parteneriat Hubert Curien Brancusi 32662QK. Notre équipe fait partie des programmes Equipex Paris-en résonance et CACSICE.

NOTE: Toutes les analyses des données a été réalisée en utilisant un logiciel commercial. 1. Préparer la solution polarisant <ol><li> Préparer 2 ml de pyruvate de sodium 1,12 M 13 C-marqué (Na + [CH 3 -CO- 13 COO] -, substrat) dopée avec une solution 33 mM de TEMPOL radical (4-hydroxy-2,2,6,6- tétraméthylpipéridine-1-oxyle, un agent polarisant) 4 à 2: 1 D 2 O / D 6 -éthanol C pendant 13 observations. ATTENTION: Précautions de manipulation doivent être prises en raison de la nature inflammable des d6 éthanol. </li><li> Vérifiez que la concentration de radicaux est optimale en termes de polarisation atteint. <ol><li> Changer légèrement la concentration radicale de la solution au point 1.1 (par exemple, à 30 mm ou 35 mm). </li><li> Déterminer de manière itérative l&#39;amélioration à l&#39;état solide (voir l&#39;étape 3) et de trouver la concentration de radicaux qui conduit à la mise en valeur maximale. </li></ol></li></ol> 2. Polarization <ol><li> Baissez la température du cryostat DNP par la procédure de recharge. Cliquez sur le bouton «Recharge» sur l&#39;interface du logiciel de cryostat (figure 2D). </li><li> Recueillir l&#39;hélium liquide dans le cryostat DNP par la procédure de remplissage. Cliquez sur le bouton «de remplissage» sur l&#39;interface du logiciel de cryostat (figure 2D). </li><li> Placer 300 ul de la solution de polarisation optimisé obtenu à l&#39;étape 1.1 dans le récipient d&#39;échantillon fourni avec le polariseur DNP. Congeler le conteneur d&#39;échantillon avec l&#39;échantillon à l&#39;intérieur en immergeant doucement dans un bain d&#39;azote liquide. </li><li> Éliminer l&#39;azote liquide qui peut être présent dans le conteneur d&#39;échantillon après la procédure de congélation (étape 2.3) en extrayant le conteneur d&#39;échantillon du bain d&#39;azote liquide et à faire tourner à l&#39;envers. NOTE: Cette étape est cruciale pour obtenir une dissolution complète de l&#39;échantillon (voir l&#39;étape 5). </li><li> Insérer l&#39;échantillon dans le cryostat. NOTE: Ce Step, composé de la sous-étape suivante doit être réalisée rapidement (par exemple, en moins de 10 à 20 secondes) afin d&#39;empêcher l&#39;échantillon de la fonte. <ol><li> Insérer le conteneur d&#39;échantillon dans le porte-échantillon. Insérez le porte-échantillon dans le cryostat principale insert. Insérer le guide d&#39;onde de micro-ondes dans le porte-échantillon. </li></ol></li><li> Baissez la température du cryostat en démarrant la procédure 1 K de refroidissement. Cliquez sur le bouton &quot;1K refroidissement» sur l&#39;interface du logiciel de cryostat (figure 2D). </li><li> Mettez la source de micro-ondes sur et irradier l&#39;échantillon. Cliquez sur le &#39;MW-ON &quot;bouton sur l&#39;interface du logiciel de cryostat (figure 2D). </li></ol> 3. RMN des solides mesures <ol><li> Déconnecter le câble coaxial du canal de détection de la console de RMN provenant de la bobine en faisant tourner le spectromètre de connecteur dans le sens antihoraire de 90 ° et en le tirant. Brancher le câble coaxial de la voie de détection sur le connecteur coaxial du cryostatbobine RMN. Insérez le connecteur mâle du câble de la console RMN dans le connecteur femelle de la bobine de RMN du cryostat, en accordant une attention à la broche d&#39;orientation; appuyez fermement et tourner le connecteur dans le sens horaire de 90 °. </li><li> Mesurer le signal thermique RMN à l&#39;état solide sur le site de cryostat utilisant une simple séquence d&#39;impulsions acquérir avec de faibles impulsions flip-angle de non-étalonné répétées à un intervalle de T = 5 min. Après la mise en place de la mesure, écrire dans la ligne de commande du logiciel &quot;ZG&quot; et appuyez sur la touche «Entrée» du clavier. Reportez-vous au manuel d&#39;utilisation RMN du spectromètre pour de plus amples détails sur le fonctionnement du spectromètre et de la configuration de mesure. </li><li> Mesurer le signal RMN DNP-renforcée. Répéter les opérations de l&#39;étape 3.2 après le lancement du processus DNP comme décrit à la section 2. </li><li> Déconnecter le câble de détection de canal coaxial de la console de RMN à partir de la bobine de RMN du cryostat par une rotation dans le sens antihoraire de raccordement de 90 ° et en le tirant. Branchez le câble coaxial de la detection canal au connecteur coaxial de l&#39;enroulement du spectromètre. Insérez le connecteur mâle du câble de la console RMN dans le connecteur femelle de la bobine du spectromètre, en accordant une attention à la broche d&#39;orientation; appuyez fermement et tourner le connecteur dans le sens horaire de 90 °. </li></ol> 4. Optimiser l&#39;homogénéité de l&#39;aimant principal champ ( &#39;Calage&#39;) <ol><li> Placez dans le spectromètre un tube contenant 500 pi de mélange produit dans les expériences précédentes (par exemple, après l&#39;étape 6.2). </li><li> Effectuer spectromètre RMN calage en faisant varier le courant dans les bobines de gradient de calage à la recherche d&#39;un maximum de &#39;verrouiller&#39; signal du deutérium. Sélectionnez la bobine de calage pertinente en appuyant sur le bouton correspondant sur la console RMN. <ol><li> Tourner le bouton sur la console de RMN pour déterminer le sens de rotation qui augmente le signal de verrouillage. Continuer à tourner jusqu&#39;à ce que le signal atteint un maximum. Choisir une autre bobine de calage et de répéter l&#39;ONU de maximisationtil un maximum local pour toutes les bobines de calage se trouve. Reportez-vous au manuel d&#39;utilisation RMN du spectromètre pour plus de détails. A la fin, retirer l&#39;échantillon utilisé pour le blocage. </li></ol></li></ol> 5. Dissolution <ol><li> Introduire 5 ml de D 2 O dans la chaudière d&#39;insertion de dissolution. Pressuriser et chauffer le D 2 O au moyen du fil résistif jusqu&#39;à 180 à 200 ° C de T soit atteinte. Cliquez sur le bouton «Préparer Heater &#39;sur l&#39;interface du logiciel de cryostat (figure 2D). </li><li> Après l&#39;achèvement de la procédure de polarisation de l&#39;échantillon (par exemple, après 3 T DNP), pressuriser le cryostat légèrement supérieure à la pression ambiante. Cliquez sur le bouton &#39;SS&#39; opérations sur l&#39;interface du logiciel de cryostat (figure 2D). Retirez le guide de micro-ondes de l&#39;insert de dissolution. </li><li> Faire glisser la plaquette de dissolution (figure 3B) vers le bas dans le porte-échantillon (figure 3A-c). L&#39;insert de dissolution doit atteindre le fond du porte-échantillon et doit être poussé fermement pour établir une connexion étanche avec le récipient d&#39;échantillon afin d&#39;éviter une fuite D 2 O dans le cryostat. </li><li> Appuyer sur la gâchette du matériel (figure 3C-h) pour commencer la séquence de dissolution, une séquence cadencée prédéterminée d&#39;opérations de vannes pneumatiques. </li></ol> 6. injection <ol><li> Avant la dissolution place un tube de RMN de 5 mm, contenant 500 pi d&#39;échantillon (par exemple, D 2 O pour <img alt="Equation13" src="/files/ftp_upload/53548/53548equation13.jpg" width="29" /> la mesure à l&#39;étape 7 ou LDH solution provenant de l&#39;étape 8 pour la mesure de l&#39;activité enzymatique dans l&#39;étape 9), dans l&#39;isocentre du T spectromètre RMN 11,74 (voir l&#39;étape 4). </li><li> Juste après la dissolution (étape 5), mélanger 500 pi de solution hyperpolarisé avec l&#39;échantillon placé dans le spectromètre de RMN à l&#39;étape 6.1. <ol><li> Injection manuelle: recueillir le hyperpolarisésolution à la fin d&#39;un long tube de transfert de 2,5 m dans un bêcher en verre placée à proximité de l&#39;aimant du spectromètre de RMN. injecter manuellement 500 ul de solution hyperpolarisé dans le tube à échantillon RMN à travers un système capillaire sur mesure. </li><li> injection automatique: avant que le processus de dissolution, connecter le tube de transfert d&#39;un dispositif automatisé d&#39;injection sur mesure qui sépare la solution hyperpolarisé du gaz d&#39;hélium utilisé pour le transfert. Le dispositif délivre automatiquement 500 ul de solution hyperpolarisé dans le tube de l&#39;échantillon. </li></ol></li></ol> 7. Liquide L&#39;état-RMN mesure <ol><li> Après la dissolution, mesurer le signal hyperpolarisé RMN de l&#39;échantillon dans le spectromètre par une série de 10 ° bascules angle séquences d&#39;impulsions acquièrent espacées de 1,5 sec pour suivre la progression de l&#39;aimantation du substrat (A) et le produit (B). Après la mise en place de la mesure, écrire dans la ligne de commande du logiciel &quot;ZG&quot; et appuyez sur le &amp; #39; Enter »du clavier. Reportez-vous au manuel d&#39;utilisation RMN du spectromètre pour de plus amples détails sur le fonctionnement du spectromètre et de la configuration de mesure. </li><li> Une fois que l&#39;aimantation est complètement détendu (par exemple, après 10 T = T 1), mesurer le signal RMN thermique par une série de 90 ° d&#39;angle de bascule d&#39;impulsion acquérir des séquences espacées de T = 3 T 1 ≈ 3 min. Après la mise en place de la mesure, écrire dans la ligne de commande du logiciel &quot;ZG&quot; et appuyez sur la touche «Entrée» du clavier. Reportez-vous au manuel d&#39;utilisation RMN du spectromètre pour de plus amples détails sur le fonctionnement du spectromètre et de la configuration de mesure. </li></ol> 8. Préparation de l&#39;enzyme contenant des échantillons (spécifique pour la transformation du pyruvate à lactate) <ol><li> Préparer le tampon de réaction avec la recette suivante: 50 mM de nicotinamide adénine dinucléotide réduit (NADH), 1 mM d&#39;acide éthylène-diaminetétraacétique (EDTA), 0,1 mM de dithiothréitol (DTT) dans un tampon phosphate 0,1 M, pH =7.0. </li><li> Préparer une solution de LDH de muscle de lapin 1 U / ml fraîchement préparés dans du tampon de réaction avec 20 ug / ml d&#39;albumine de sérum bovin, BSA. </li><li> Mélanger 478 ul de tampon de réaction (étape 8.1), 20 ul de D 2 O pour permettre la stabilisation de champ du spectromètre ( «verrouillage») et une solution de LDH 2 pi (étape 7.2). </li><li> Placer le volume de la solution 500 ul préparé à l&#39;étape 8.3 dans un tube RMN de 5 mm et positionner le tube dans le spectromètre de RMN à 500 MHz. </li></ol> 9. complète réaction enzymatique Taux Procédure de mesure <ol><li> Préparer l&#39;échantillon de polarisation (étape 1) et de la polariser (étape 2). </li><li> Effectuer le calage sur le spectromètre (étape 4) et préparer l&#39;échantillon enzymatique (étape 8). </li><li> Effectuer la dissolution (étape 5) et l&#39;injection (étape 6). </li><li> Mesurer une série de signaux provenant de l&#39;échantillon hyperpolarisé à 10 ° bascules impulsions d&#39;angle acquisitions espacés de 1.5 sec (étape 7). Cette étape permet de mesurer l&#39;hyperpolarisédécroissance du signal et l&#39;accumulation de signaux de métabolites. </li></ol> 10. Fitting <ol><li> Pour chaque spectre acquis dans l&#39;étape 9.4, identifier les pics correspondant au substrat (A) et le produit (B), respectivement, et de les intégrer (déterminer la surface des pics). Les pics intégrales donnent les cours des signaux de temps de magnétisation (M (A, B) (t), voir l&#39;équation 2). </li><li> Grâce à la solution de l&#39;équation (2), de déterminer la valeur de F = (R A + k eff ) À partir d&#39;un ajustement exponentiel simple du signal de substrat intégré à l&#39;étape 10.1. </li><li> Utilisation de la valeur F = (R A + k eff ) Déterminée à l&#39;étape 10.2, déterminer k eff et R B à partir d&#39;un ajustement du signal de produit M B (t) par la fonction obtenue en intégrant l&#39;équation (2). Se reporter à la section des résultats Représentant (Enzymatactivité ic et des mesures métaboliques) pour plus de détails sur la correction de modélisation de la réaction, le montage et RF. </li></ol>

<ol><li>Overhauser, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polarization+of+Nuclei+in+Metals%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Rev%22%5BJournal%5D)">Polarization of Nuclei in Metals.</a> Phys. Rev. 92 (2), 411-415 (1953).</li>
<li>Abragam, A., Goldman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+dynamic+nuclear+polarisation%5BTitle%5D)+AND+%22Rep.+Prog.+Phys%22%5BJournal%5D)">Principles of dynamic nuclear polarisation.</a> Rep. Prog. Phys. 41 (3), 395(1978).</li>
<li>Wolber, J., Ellner, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generating+highly+polarized+nuclear+spins+in+solution+using+dynamic+nuclear+polarization%5BTitle%5D)+AND+%22Nuc.+Inst.+Met.+Phys.+Res.+Sec.+A%22%5BJournal%5D)">Generating highly polarized nuclear spins in solution using dynamic nuclear polarization.</a> Nuc. Inst. Met. Phys. Res. Sec. A. 526 (1-2), 173-181 (2004).</li>
<li>Cheng, T., Capozzi, A., Takado, Y., Balzan, R., Comment, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Over+35%25+liquid-state+13C+polarization+obtained+via+dissolution+dynamic+nuclear+polarization+at+7+T+and+1+K+using+ubiquitous+nitroxyl+radicals%5BTitle%5D)+AND+%22PCCP%22%5BJournal%5D)">Over 35% liquid-state 13C polarization obtained via dissolution dynamic nuclear polarization at 7 T and 1 K using ubiquitous nitroxyl radicals.</a> PCCP. 15 (48), 20819-20822 (2013).</li>
<li>Ardenkjaer-Larsen, J. H., Fridlund, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increase+in+signal-to-noise+ratio+of+%3E+10%2C000+times+in+liquid-state+NMR%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Increase in signal-to-noise ratio of > 10,000 times in liquid-state NMR.</a> PNAS. 100 (18), 10158-10163 (2003).</li>
<li>Day, S. E., Kettunen, M. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detecting+tumor+response+to+treatment+using+hyperpolarized+13C+magnetic+resonance+imaging+and+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Med%22%5BJournal%5D)">Detecting tumor response to treatment using hyperpolarized 13C magnetic resonance imaging and spectroscopy.</a> Nat. Med. 13 (11), 1382-1387 (2007).</li>
<li>Keshari, K. R., Wilson, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperpolarized+%5B2-13C%5D-Fructose%3A+A+Hemiketal+DNP+Substrate+for+In+Vivo+Metabolic+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22JACS%22%5BJournal%5D)">Hyperpolarized [2-13C]-Fructose: A Hemiketal DNP Substrate for In Vivo Metabolic Imaging.</a> JACS. 131 (48), 17591-17596 (2009).</li>
<li>Zeng, H., Lee, Y., Hilty, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+Rate+Determination+by+Dynamic+Nuclear+Polarization+Enhanced+NMR+of+a+Diels%E2%88%92Alder+Reaction%5BTitle%5D)+AND+%22An.+Chem%22%5BJournal%5D)">Quantitative Rate Determination by Dynamic Nuclear Polarization Enhanced NMR of a Diels−Alder Reaction.</a> An. Chem. 82 (21), 8897-8902 (2010).</li>
<li>Harrison, C., Yang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+kinetic+models+for+analysis+of+pyruvate-to-lactate+exchange+by+hyperpolarized+13C+NMR%5BTitle%5D)+AND+%22NMR+in+Biom%22%5BJournal%5D)">Comparison of kinetic models for analysis of pyruvate-to-lactate exchange by hyperpolarized 13C NMR.</a> NMR in Biom. 25 (11), 1286-1294 (2012).</li>
<li>Allouche-Arnon, H., Gamliel, A., Sosna, J., Gomori, J. M., Katz-Brull, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+visualization+of+betaine+aldehyde+synthesis+and+oxidation+using+hyperpolarized+magnetic+resonance+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Comm%22%5BJournal%5D)">In vitro visualization of betaine aldehyde synthesis and oxidation using hyperpolarized magnetic resonance spectroscopy.</a> Chem. Comm. 49 (63), 7076-7078 (2013).</li>
<li>Lerche, M. H., Meier, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+dynamic+nuclear+polarization-NMR+on+blood+plasma+for+assays+of+drug+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22NMR+in+Biom%22%5BJournal%5D)">Quantitative dynamic nuclear polarization-NMR on blood plasma for assays of drug metabolism.</a> NMR in Biom. 24 (1), 96-103 (2011).</li>
<li>Nelson, S. J., Kurhanewicz, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+Imaging+of+Patients+with+Prostate+Cancer+Using+Hyperpolarized+%5B1-13C%5DPyruvate%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Trans.+Med%22%5BJournal%5D)">Metabolic Imaging of Patients with Prostate Cancer Using Hyperpolarized [1-13C]Pyruvate.</a> Sci. Trans. Med. 5 (198), 198ra108(2013).</li>
<li>Kurhanewicz, J., Vigneron, D. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+Cancer+Metabolism+by+Imaging+Hyperpolarized+Nuclei%3A+Prospects+for+Translation+to+Clinical+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Neoplasia%22%5BJournal%5D)">Analysis of Cancer Metabolism by Imaging Hyperpolarized Nuclei: Prospects for Translation to Clinical Research.</a> Neoplasia. 13 (2), 81-97 (2011).</li>
<li>Comment, A., Merritt, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperpolarized+Magnetic+Resonance+as+a+Sensitive+Detector+of+Metabolic+Function%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem%22%5BJournal%5D)">Hyperpolarized Magnetic Resonance as a Sensitive Detector of Metabolic Function.</a> Biochem. 53 (47), 7333-7357 (2014).</li>
<li>Carravetta, M., Johannessen, O. G., Levitt, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beyond+the+T-1+limit%3A+Singlet+nuclear+spin+states+in+low+magnetic+fields%5BTitle%5D)+AND+%22PRL%22%5BJournal%5D)">Beyond the T-1 limit: Singlet nuclear spin states in low magnetic fields.</a> PRL. 92 (15), 153003(2004).</li>
<li>Carravetta, M., Levitt, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Theory+of+long-lived+nuclear+spin+states+in+solution+nuclear+magnetic+resonance.+I.+Singlet+states+in+low+magnetic+field%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Phys%22%5BJournal%5D)">Theory of long-lived nuclear spin states in solution nuclear magnetic resonance. I. Singlet states in low magnetic field.</a> J. Chem. Phys. 122 (21), 214505(2005).</li>
<li>Vasos, P. R., Comment, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-lived+states+to+sustain+hyperpolarized+magnetization%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Long-lived states to sustain hyperpolarized magnetization.</a> PNAS. 106 (44), 18469-18473 (2009).</li>
<li>Claytor, K., Theis, T., Feng, Y., Warren, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+long-lived+13C2+state+lifetimes+at+natural+abundance%5BTitle%5D)+AND+%22JMR%22%5BJournal%5D)">Measuring long-lived 13C2 state lifetimes at natural abundance.</a> JMR. 239, 81-86 (2014).</li>
<li>Pileio, G., Carravetta, M., Hughes, E., Levitt, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+long-lived+nuclear+singlet+state+of+N-15-nitrous+oxide+in+solution%5BTitle%5D)+AND+%22JACS%22%5BJournal%5D)">The long-lived nuclear singlet state of N-15-nitrous oxide in solution.</a> JACS. 130 (38), 12582-12583 (2008).</li>
<li>Stevanato, G., Hill-Cousins, J. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Nuclear+Singlet+Lifetime+of+More+than+One+Hour+in+Room-Temperature+Solution%5BTitle%5D)+AND+%22Ange.+Chem.+Int.+Ed%22%5BJournal%5D)">A Nuclear Singlet Lifetime of More than One Hour in Room-Temperature Solution.</a> Ange. Chem. Int. Ed. 54 (12), 3740-3743 (2015).</li>
<li>Ghosh, R. K., Kadlecek, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurements+of+the+Persistent+Singlet+State+of+N%282%29O+in+Blood+and+Other+Solvents-Potential+as+a+Magnetic+Tracer%5BTitle%5D)+AND+%22MRM%22%5BJournal%5D)">Measurements of the Persistent Singlet State of N(2)O in Blood and Other Solvents-Potential as a Magnetic Tracer.</a> MRM. 66 (4), 1177-1180 (2011).</li>
<li>Harris, T., Eliyahu, G., Frydman, L., Degani, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetics+of+hyperpolarized+13C1-pyruvate+transport+and+metabolism+in+living+human+breast+cancer+cells%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Kinetics of hyperpolarized 13C1-pyruvate transport and metabolism in living human breast cancer cells.</a> PNAS. 106 (43), 18131-18136 (2009).</li>
<li>Comment, A., van den Brandt, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+performance+of+a+DNP+prepolarizer+coupled+to+a+rodent+MRI+scanner%5BTitle%5D)+AND+%22Conc.+Mag.+Res.+B%22%5BJournal%5D)">Design and performance of a DNP prepolarizer coupled to a rodent MRI scanner.</a> Conc. Mag. Res. B. 31 (4), 255-269 (2007).</li>
<li>Balzan, R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Methods+for+Molecular+Magnetic+Resonance+Imaging+and+Magnetic+Resonance+Spectroscopy+using+Hyperpolarized+Nuclei%22">Methods for Molecular Magnetic Resonance Imaging and Magnetic Resonance Spectroscopy using Hyperpolarized Nuclei</a>. 5966, EPFL - EDPY. Available from:
 <a target="_blank" href="http://infoscience.epfl.ch/record/190351/files/EPFL_TH5966.pdf">http://infoscience.epfl.ch/record/190351/files/EPFL_TH5966.pdf</a> 1-140 (2013).</li>
<li>Bornet, A., Melzi, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Boosting+Dissolution+Dynamic+Nuclear+Polarization+by+Cross+Polarization%5BTitle%5D)+AND+%22JPC+Letters%22%5BJournal%5D)">Boosting Dissolution Dynamic Nuclear Polarization by Cross Polarization.</a> JPC Letters. 4 (1), 111-114 (2013).</li>
<li>Bowen, S., Hilty, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+sample+injection+for+hyperpolarized+NMR+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22PCCP%22%5BJournal%5D)">Rapid sample injection for hyperpolarized NMR spectroscopy.</a> PCCP. 12 (22), 5766-5770 (2010).</li>
<li>Cavadini, S., Vasos, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Singlet+states+open+the+way+to+longer+time-scales+in+the+measurement+of+diffusion+by+NMR+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Conc.+Mag.+Res.+A%22%5BJournal%5D)">Singlet states open the way to longer time-scales in the measurement of diffusion by NMR spectroscopy.</a> Conc. Mag. Res. A. 32 (1), 68-78 (2008).</li>
<li>Ahuja, P., Sarkar, R., Vasos, P. R., Bodenhausen, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-lived+States+in+Multiple-Spin+Systems%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Phys.+Chem%22%5BJournal%5D)">Long-lived States in Multiple-Spin Systems.</a> Chem. Phys. Chem. 10 (13), 2217-2220 (2009).</li>
<li>Ahuja, P., Sarkar, R., Jannin, S., Vasos, P. R., Bodenhausen, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proton+hyperpolarisation+preserved+in+long-lived+states%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Comm%22%5BJournal%5D)">Proton hyperpolarisation preserved in long-lived states.</a> Chem. Comm. 46 (43), 8192-8194 (2010).</li>
<li>Sarkar, R., Comment, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proton+NMR+of+15N-Choline+Metabolites+Enhanced+by+Dynamic+Nuclear+Polarization%5BTitle%5D)+AND+%22JACS%22%5BJournal%5D)">Proton NMR of 15N-Choline Metabolites Enhanced by Dynamic Nuclear Polarization.</a> JACS. 131 (44), 16014-16015 (2009).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils ont pas de concurrence intérêts financiers

Les points critiques de la dissolution expérience DNP RMN sont les suivants: (i) le niveau de polarisation atteint pour le substrat, qui détermine la concentration du produit la plus faible nécessaire pour des expériences ainsi que le nombre d&#39;acquisitions de signaux qui peuvent être effectuées et (ii) la durée de vie d&#39;aimantation, par rapport à la durée du transfert de la polarisation et les sites de détection et de la vitesse de transformation du substrat. Le système d&#39;injection de l&#39;installation de D...

<table><tbody><tr><td>Polariseur DNP</td><td>Vanderklink s.a.r.l (Suisse)</td><td></td><td>Cryostat et équipement électronique pour la polarisation des échantillons</td></tr><tr><td>Composants du système de vide</td><td>Edwards vacuum (France)</td><td>Divers</td><td> - configuration de pompage turbomoléculaire - configuration de pompage à membrane - système de pompage de racines de grande capacité - raccords et composants à vide </td></tr><tr><td>DNP 3.35T Magnet</td><td>Bruker (France)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spectromètre RMN 500 MHz</td><td>Bruker (France)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Origin 8.0</td><td>OriginLab (US)</td><td></td><td>Logiciel d’analyse de données</td></tr><tr><td>Chemicals</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>SODIUM PYRUVATE-1-13C, 99 ATOM % 13C</td><td>Sigma Aldrich (France)</td><td>490709</td><td></td></tr><tr><td>ETHANOL-D6, ANHYDRE, 99.5 ATOM % D</td><td>Sigma Aldrich (France)</td><td>186414</td><td></td></tr><tr><td> 4-Hydroxy-TEMPO 97 %</td><td>Sigma Aldrich (France)</td><td>176141</td><td></td></tr><tr><td>Oxyde de deutérium</td><td>Sigma Aldrich (France)</td><td>151882</td><td></td></tr><tr><td>nicotinamide adénine dinucléotide (NADH)</td><td>Sigma Aldrich (France)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acide éthylène-diaminetétraacétique (EDTA)</td><td>Sigma Aldrich (France)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dithiothreitol (DTT)</td><td>Sigma Aldrich (France)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>tampon phosphate, pH&nbsp ;=&nbsp ; 7.0</td><td>Sigma Aldrich (France)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Enzyme LDH in&nbsp ;</td><td>Sigma Aldrich (France)</td><td>L-2500</td><td></td></tr><tr><td>albumine sérique bovine, BSA</td><td>Sigma Aldrich (France)</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

dissolution polarisation dynamique nucléaire instrumentation pour en temps réel la vitesse de réaction enzymatique mesures par rmn

Dissolution Dynamic Nuclear Polarization Instrumentation for Real-time Enzymatic Reaction Rate Measurements by NMR

La principale limitation des enquêtes à base de RMN est faible sensibilité. Cette demande pour des temps d&#39;acquisition longues, empêchant ainsi les mesures de RMN en temps réel des transformations métaboliques. Hyperpolarisation par dissolution DNP contourne une partie de la sensibilité émet grâce à la grande magnétisation nucléaire hors d&#39;équilibre résultant de la cession polarisation de spin électronique à noyau. Le signal de RMN haute obtenu peut être utilisé pour contrôler des réactions chimiques en temps réel. L&#39;inconvénient de hyperpolarisé RMN réside dans la fenêtre de temps disponible pour l&#39;acquisition du signal, qui est généralement de l&#39;ordre de la direction longitudinale constante de temps de relaxation de spin nucléaire, T 1, ou, dans les cas favorables, de l&#39;ordre de la constante de temps de relaxation associé à la-singulet de noyaux couplés, T LLS. absorption cellulaire de molécules endogènes et les taux métaboliques peut fournir des informations essentielles sur le développement de la tumeur et la réponse aux médicaments. Nuétudes RMN hyperpolarisés précédentes nom- ont démontré la pertinence de pyruvate comme substrat métabolique pour surveiller l&#39;activité enzymatique in vivo. Ce travail fournit une description détaillée du dispositif expérimental et les méthodes nécessaires à l&#39;étude des réactions enzymatiques, en particulier le taux de pyruvate à lactate conversion en présence de lactate déshydrogénase (LDH), par RMN hyperpolarisé.

Les gains de signaux de RMN en utilisant dissolution DNP L&#39;effet DNP consiste dans le transfert de la forte polarisation des spins d&#39;électrons non appariés, typiquement de molécules des radicaux stables, à des noyaux de RMN-actifs, micro-ondes sous l&#39;irradiation de l&#39;échantillon. Les radicaux libres le plus souvent utilisés sont TAM (OXO63) et TEMPOL. 4 procédures de polarisation utilisant TEMPOL peuvent être optimisées par &quot;polarisation croisée. <s...

L’amélioration de la sensibilité fournie par la polarisation nucléaire dynamique de dissolution (DNP) permet de suivre les processus métaboliques en temps réel par RMN et IRM. Les caractéristiques et les performances d’une configuration DNP de dissolution dédiée conçue pour l’étude des réactions enzymatiques sont discutées.

Dissolution Polarisation Dynamique Nucléaire Instrumentation pour en temps réel la vitesse de réaction enzymatique mesures par RMN

The main limitation of NMR-based investigations is low sensitivity. This prompts for long acquisition times, thus preventing real-time NMR measurements of ...

L'objectif général de cette expérience est de suivre en temps réel des processus enzymatiques par résonance magnétique nucléaire améliorée par polarisation nucléaire dynamique. La résonance magnétique en phase liquide améliorée par la polarisation nucléaire dynamique (DNP) peut aider à répondre à des questions clés : comment déterminer, par exemple, les vitesses de transformation enzymatique d'une paire de molécules dans une cellule ou in vivo, sans avoir à modifier cette paire de molécules de quelque manière que ce soit. L'installation de notre équipement DNP par dissolution dans notre laboratoire et l'arrivée ici du Dr. Riccardo Balzan, docteur du laboratoire d'Arnaud Comment à Lausanne, constituent une avancée majeure pour nos recherches.Le DNP augmente considérablement la sensibilité des expériences que nous pouvons réaliser sur nos spectromètres RMN de 500 mégahertz. Ce dispositif DNP a été le premier installé en France et je tiens à souligner que tous les membres de notre équipe RMN ont participé à sa mise en service ; je souhaite mentionner plus particulièrement Gildas Bertho, notre ingénieur de recherche, et Fatiha Kateb, notre maître de conférences. Le principal avantage de cette technique est qu'elle permet une quantification directe et en temps réel du substrat et de ses dérivés endogènes avec une résolution temporelle de l'ordre de la seconde.Pour la solution polarisante, préparez deux millilitres d'une solution de pyruvate de sodium marquée au carbone 13, à une concentration de 1,12 molaire, dopée avec 33 millimolaires de radical TEMPO, dans un rapport volumique de deux pour un d'eau deutérée sur éthanol deutéré, pour les observations du carbone 13. Abaissez la température du cryostat de polarisation nucléaire dynamique, ou DNP, en suivant la procédure de refroidissement en cliquant sur le bouton de refroidissement dans l'interface logicielle du cryostat. Recueillez de l'hélium liquide dans le cryostat DNP selon la procédure de remplissage.Cliquez sur le bouton de remplissage de l'interface logicielle du cryostat. Ensuite, placez 300 microlitres de la solution de polarisation optimisée dans le récipient fourni avec le polariseur DNP. Congelez le récipient contenant l'échantillon en l'immergeant délicatement dans un bain d'azote liquide.Éliminer l'azote liquide qui pourrait être présent dans le contenant d'échantillon après la procédure de congélation en retirant le contenant d'échantillon du bain d'azote liquide et en le retournant. Ensuite, insérer l'échantillon dans le cryostat en plaçant d'abord le contenant d'échantillon dans le porte-échantillon. Puis positionner le porte-échantillon dans l'insert principal du cryostat avant d'insérer le guide d'onde du micro-ondes dans le porte-échantillon.Abaissez la température du cryostat en démarrant la procédure de refroidissement à un kelvin. Cliquez sur le bouton de refroidissement à un kelvin dans l'interface logicielle du cryostat. Activez la source micro-ondes et irradiez l'échantillon en cliquant sur le bouton d'activation des micro-ondes dans l'interface logicielle du cryostat.Débranchez le câble coaxial du canal de détection de la console de RMN de la bobine du spectromètre en tournant le connecteur de 90 degrés dans le sens inverse des aiguilles d'une montre et en le tirant. Branchez le câble coaxial du canal de détection sur le connecteur coaxial de la bobine de RMN du cryostat. Insérez ensuite le connecteur mâle du câble de la console de RMN dans le connecteur femelle de la bobine de RMN du cryostat, en veillant à l'alignement de la broche d'orientation.Appuyez fermement et tournez le connecteur dans le sens horaire de 90 degrés. Mesurez le signal thermique RMN à l'état solide au niveau du site du cryostat à l'aide d'une séquence simple d'impulsion-acquisition avec des impulsions à faible angle de bascule non étalonnées, répétées à un intervalle de t égal à cinq minutes. Après avoir configuré la mesure, saisissez zg dans la ligne de commande du logiciel et appuyez sur entrée au clavier.Après avoir initié la procédure de polarisation, mesurer le signal RMN amélioré par DNP à l'état solide en utilisant la même procédure et les mêmes conditions que celles employées pour la mesure du signal thermique. Débrancher le câble coaxial du canal de détection de la console RMN de la bobine RMN du cryostat en tournant le connecteur de 90 degrés dans le sens antihoraire puis en le retirant. Ensuite, brancher le câble coaxial du canal de détection sur le connecteur coaxial de la bobine du spectromètre.Insérez le connecteur mâle du câble de la console de RMN dans le connecteur femelle de la bobine du spectromètre, en veillant à l'alignement de la broche d'orientation. Appuyez fermement et tournez le connecteur d'un quart de tour dans le sens horaire. Préparez fraîchement une solution de LDH de muscle de lapin à une unité par millilitre dans un tampon réactionnel contenant 20 microgrammes par millilitre d'albumine de sérum bovin.Mélangez ensuite 478 microlitres de tampon réactionnel, 2 microlitres de solution de LDH et 20 microlitres d'eau deutérée afin de permettre la stabilisation du champ du spectromètre, ou verrouillage. Introduisez alors le volume de solution de 500 microlitres dans un tube RMN de 5 millimètres. Connectez le tube de transfert à un dispositif d'injection automatisé sur mesure qui sépare la solution hyperpolarisée du gaz hélium utilisé pour le transfert.L'appareil délivre automatiquement 500 microlitres de solution hyperpolarisée dans le tube d'échantillon. Avant la dissolution, placez le tube RMN de cinq millimètres contenant 500 microlitres d'échantillon au centre isocentre du spectromètre RMN de 11,74 tesla. Introduisez 5 millilitres d'eau deutérée dans le récipient de dissolution.Pressurisez et chauffez l'eau deutérée à l'aide du fil résistif jusqu'à ce qu'une température d'environ 180 à 200 degrés Celsius soit atteinte en cliquant sur le bouton de préparation du chauffage dans l'interface logicielle du cryostat. Cliquez sur le bouton Opérations SS dans l'interface logicielle du cryostat. Ensuite, retirez le guide d'ondes du micro-ondes de l'insert de dissolution.Faites glisser l'insert de dissolution dans le porte-échantillon. L'insert de dissolution doit atteindre le fond du porte-échantillon et doit être poussé fermement afin d'assurer une connexion étanche avec le récipient d'échantillon, évitant ainsi toute fuite d'eau deutérée dans le cryostat. Appuyez sur le déclencheur matériel pour démarrer la séquence de dissolution, une séquence chronométrée prédéterminée d'ouvertures et de fermetures de vannes pneumatiques.Juste après la dissolution, le dispositif d'injection mélange 500 microlitres de solution hyperpolarisée avec l'échantillon placé dans le spectromètre RMN. Après la dissolution, mesurer le signal RMN hyperpolarisé provenant de l'échantillon dans le spectromètre à l'aide d'une série de séquences d'impulsions-acquisition à angle de basculement de 10 degrés, espacées de 1,5 seconde, afin de suivre l'évolution de la magnétisation du substrat et du produit. Après avoir configuré la mesure, écrire zg dans la ligne de commande du logiciel et appuyer sur entrée.Une fois que l'aimantation est complètement relâchée, mesurer le signal thermique RMN à l’aide d’une série de séquences impulsionnelles de 90 degrés suivies d’acquisition, espacées d’environ trois minutes, ce qui correspond à environ 3T1. Après avoir configuré la mesure, saisir « zg » dans la ligne de commande du logiciel, puis appuyer sur la touche Entrée. Ici, l’évolution temporelle des spectres obtenus à partir d’impulsions répétées d’un angle de bascule de 10 degrés illustre la sensibilité et la résolution temporelle de la technique.Après l'identification des pics du substrat pyruvate et du produit lactate, la quantification est effectuée par intégration des signaux des métabolites. L'activité enzymatique est déterminée à partir de la courbe temporelle du signal du produit, en ajustant les données à un modèle linéaire. Pour valider la mesure, la même quantité est évaluée à partir de la vitesse initiale de la réaction, dérivée du rapport des signaux du produit et du substrat.Une fois maîtrisée, une mesure complète de l'activité enzymatique peut être réalisée en environ deux heures si elle est effectuée correctement. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez comprendre comment produire un substrat fortement polarisé pour la RMN, l'injecter dans une solution contenant une enzyme, puis suivre l'activité enzymatique par RMN améliorée par DNP. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de préparer soigneusement la solution enzymatique avec une enzyme fraîche et des cosubstrats, et d'éviter toute bulle d'air dans le tube d'échantillon.Avec le développement de la résonance magnétique améliorée par DNP en état liquide, les chercheurs peuvent désormais explorer l'absorption des substrats et leur transformation enzymatique à l'intérieur de divers types de cellules en mesurant la vitesse de formation des produits. N'oubliez pas que le travail avec des équipements cryogéniques et des champs magnétiques élevés peut être extrêmement dangereux. Des précautions, telles que le port d'équipements de protection individuelle contre les cryogènes et la vérification de l'absence d'objets magnétiques, doivent toujours être prises lors de ces mesures.Contrairement à la RMN classique, la RMN basée sur la DNP par dissolution est limitée à une fenêtre expérimentale de quelques minutes tout au plus, selon le substrat et l'état physiologique actuel. Cela constitue un obstacle pour aller au-delà de la spectroscopie monodimensionnelle. La RMN par DNP par dissolution nécessite des développements afin d'atteindre le niveau de polyvalence de la RMN classique multidimensionnelle.

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JoVE Journal

Chemistry

Chimie

Un fantôme dynamique à plusieurs compartiments est utilisé pour simuler une biologie d’intérêt pour des études métaboliques utilisant des agents de résonance magnétique hyperpolarisés.

Utilisation d&#39;un multi-compartiment dynamique unique Enzyme Phantom pour les études de hyperpolarisé Agents de résonance magnétique

Une méthode, rapide balayage EPR (RS-EPR) nouvelle résonance paramagnétique électronique (EPR), est mise en évidence pour la 2D imagerie spatiale spectrale qui est supérieure à la technique traditionnelle onde continue (CW) et ouvre de nouveaux espaces pour l' imagerie in vivo. Les résultats sont démontrés à 250 MHz, mais la technique est applicable à toute fréquence.

Numérisation rapide résonance paramagnétique électronique ouvre de nouvelles voies pour l&#39;imagerie physiologiquement Paramètres importants<em&gt; In Vivo</em

La polarisation nucléaire dynamique avec dissolution ultérieure de l’échantillon a permis d’étudier en temps réel le métabolisme dans les systèmes biologiques. Le [1-13-C]pyruvate hyperpolarisé a été utilisé pour étudier in vitro l’activité de la lactate déshydrogénase dans une lignée cellulaire de carcinome de la prostate.

hyperpolarisé 13 C Metabolic Magnetic Resonance Spectroscopy and Imaging

Nous décrivons ici une méthode pour identifier les phosphorylations multiples d’une protéine intrinsèquement désordonnée par spectroscopie par résonance magnétique nucléaire (RMN), en utilisant la protéine Tau comme étude de cas. La protéine Tau recombinante est enrichie isotopiquement et modifiée in vitro par une kinase avant l’acquisition et l’analyse des données.

Spectroscopie par résonance magnétique nucléaire pour l&#39;identification des phosphorylations multiples de protéines intrinsèquement désordonnées

Un protocole pour la préparation de 13C,15échantillons fongiques et plantes marquées N pour la spectroscopie RMN à l’état solide multidimensionnelle et enquêtes de polarisation nucléaire dynamique (DNP) est présenté.

Préparation de champignons et de matières végétales pour l’élucidation de la structure dynamique de polarisation nucléaire RMN à l’état solide

Nous présentons un protocole pour mesurer la dépendance de champ magnétique du temps de relaxation spin-lattice de 13composés C-enrichis, hyperpolarisés au moyen de la polarisation nucléaire dynamique, utilisant la relaxométrie champ-cycle rapide. Plus précisément, nous l'avons démontré avec [1-13C]pyruvate, mais le protocole pourrait être étendu à d'autres substrats hyperpolarisés.

Mesurer la dépendance au champ magnétique de relaxation spin-lattice de l'hyperpolarisé [1-13C]pyruvate

Ici, une description détaillée du protocole mis en œuvre en laboratoire pour l’acquisition et l’analyse de profils de dispersion de relaxation de 15N par spectroscopie RMN en solution est fournie.

15 ans N CPMG Relaxation Dispersion for the Investigation of Protein Conformational Dynamics on the μs-ms Timescale

La spectroscopie de rétrodiffusion neutronique offre un accès non destructif et sans marquage à la dynamique ps-ns des protéines et de leur eau d’hydratation. Le flux de travail est présenté avec deux études sur les protéines amyloïdes: sur la dynamique résolue dans le temps du lysozyme pendant l’agrégation et sur la dynamique de l’eau d’hydratation de tau lors de la formation de fibres.

La spectroscopie neutronique à haute résolution pour étudier la dynamique picoseconde-nanoseconde des protéines et de l’eau d’hydratation

La spectroscopie par résonance magnétique nucléaire (RMN) peut caractériser la dynamique des protéines structurelles d’une manière spécifique aux résidus. Nous fournissons un protocole pratique pour l’enregistrement d’expériences de relaxation RMN 15N R1 et R2 et d’expériences à effet Overhauser hétéronucléaire {1H}-15N, sensibles à l’échelle de temps de la picoseconde à la nanoseconde.

Expériences de relaxation RMN 15N pour l’étude de la dynamique structurelle des protéines de la picoseconde à la nanoseconde

Ce protocole intègre un système de bioréacteur sur mesure avec une spectroscopie RMN ¹³C hyperpolarisée pour mesurer le métabolisme des pyruvates en temps réel dans les cellules vivantes, améliorant ainsi la reproductibilité et la précision cinétique pour les études métaboliques et les applications de criblage de médicaments.

Détection métabolique en temps réel dans des cellules vivantes à l’aide de la RMN 13C hyperpolarisée

Découvrez la polarisation dynamique nucléaire par dissolution pour suivre les processus enzymatiques en temps réel par RMN. Cette méthode améliore la sensibilité des expériences sur spectromètres 500 MHz sans altérer les molécules étudiées.

Dissolution Polarisation Dynamique Nucléaire Instrumentation pour en temps réel la vitesse de réaction enzymatique mesures par RMN (Vidéo) | JoVE Journal

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