Name: Promotion 3-D agrégation de cellules FACS purifiées thymique épithéliales avec EAK 16-II / EAKIIH6 auto-assemblage Hydrogel (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-06-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 2 s
Description: Apprenez l'agrégation 3D de cellules épithéliales thymiques purifiées par FACS en utilisant l'hydrogel EAK16-II/EAKIIH6 auto-assemblant. Cette méthode favorise la survie cellulaire et ouvre la voie à la bio-ingénierie du thymus.

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Ce travail a été soutenu en partie par les Instituts nationaux de la santé accorde R21 AI113000 (WSM) et R01 AI123392 (YF).

Tous les animaux utilisés dans les expériences ont été logés dans l&#39;animalerie de l&#39;Institut de recherche Allegheny-Singer dans le cadre du protocole révisé et approuvé par le soin et l&#39;utilisation des animaux Commission institutionnelle du / Allegheny Institut de recherche Chanteur Réseau de santé Allegheny. 1. Digérer les Thymus avec collagénase <ol><li> Récolte thymus. <ol><li> Euthanasier 3-5 semaines d&#39;âge des souris C57BL6 / J dans un dioxyde de carbone (CO 2) chambre pour récolter thymus. Dans le détail, placer les souris dans la chambre sous CO 2 induction pendant 3-5 min et confirmer la mort en vérifiant un arrêt cardiaque ou respiratoire. </li><li> Poser la carcasse sur son dos et mouiller le corps avec 70% d&#39;éthanol. Faire une petite incision horizontale avec un pointu, des ciseaux de dissection droites sur son abdomen à travers la peau. Tirer la peau sur les deux extrémités (de tête et de jambes) afin qu&#39;il soit tourné à l&#39;envers. </li><li> Faire une coupe horizontale avec les ciseaux à disséquer un peu moinsla nervure le plus bas et coupé à travers le diaphragme sur le côté. Tenir le processus xiphoïde avec une pince et couper au milieu des nervures procédant des deux côtés. Tirez les côtes / sternum de sorte que le thymus est clairement visible. Note: Thymus se trouve directement au-dessus du cœur, se compose de 2 lobes et est d&#39;une couleur blanche translucide. </li><li> En utilisant une pince courbe, pelle doucement et tirer les lobes du thymus hors du tissu et le transfert dans une solution de lavage conjonctif (voir la liste des matériaux). </li></ol></li><li> Préparer une solution de digestion par mélange de 9 ml de RPMI-1640 (Roswell Park Memorial Institute moyen 1,640) 0,025 mg / ml de collagénase purifiée, 10 mM d&#39;HEPES [4- (2-hydroxyéthyl) -1-piperazineethanesulfonic] et 0,2 mg / ml désoxyribonucléase I dans un tube de centrifugation de 50 ml. Conserver la solution de digestion dans 37 ° C bain d&#39;eau jusqu&#39;à son utilisation. Note: La quantité de la solution de digestion préparée est suffisante pour thymus de souris jusqu&#39;à cinq adultes, qui peut être mis à incuber ensemble dans une 5 ml polystyrène rondtube inférieur. </li><li> Transférer le thymus dans une boîte de culture tissulaire de 60 mm contenant 5-6 ml de RPMI-1640. </li><li> Disséquer le thymus avec 28 G aiguille d&#39; insuline de la seringue en petits morceaux (environ 1 mm 3 carré) pour laisser les lymphocytes écoulent. </li><li> Rincer les morceaux thymiques avec du RPMI-1640 qui est dans la boîte de Pétri avec une pipette Pasteur en verre. Inclinez le plat et laisser les fragments thymiques se déposent au fond. Aspirer lentement et jeter le surnageant RPMI-1640 à l&#39;aide d&#39;une pipette en verre. Répéter cette étape de rinçage avec 5-6 ml de RPMI-1640 4-5 fois avec une pipette en verre jusqu&#39;à ce que la solution est moins opaque. Note: pipettes en verre sont recommandées à cette étape, puisque les fragments thymiques ont tendance à coller au plastique, ce qui entraîne une perte excessive de tissus thymiques. Pour le reste de la procédure, utiliser des pipettes en plastique. </li><li> Après le rinçage final, jeter le surnageant comme décrit dans l&#39;étape 1.5. Ajouter une solution de digestion de 3 ml et transférer les morceaux de thymus et de la solution dans 5 ml de p fond rondTube olystyrene. </li><li> Placer le tube sur un dispositif de rotation du tube et on incube à 37 ° C pendant 6 minutes à une vitesse de rotation de 12 tours par minute. </li><li> Après incubation, on laisse les fragments thymiques se déposent au fond du tube par gravité. Recueillir le surnageant avec une pipette Pasteur et transférer dans un tube centrifuge de 50 ml avec 10 ml de solution de lavage. Centrifuger à 300 g pendant 5 min, jeter le surnageant et remettre en suspension les cellules dans une solution de lavage de 10 ml. Gardez sur la glace. </li><li> Répétez les étapes 1,6-1,8 deux fois sur les fragments thymiques dans les 5 ml de tubes en polystyrène à fond rond. Rassembler le surnageant dans le même tube de 50 ml. Remarque: La centrifugation est pas nécessaire pour le deuxième et le troisième lavage. </li><li> Après la digestion finale, pipeter haut en bas avec une pipette sérologique de 2 ml en plastique pour briser tous les fragments restants dans le tube et le transfert au tube centrifuge de 50 ml. </li><li> Centrifuger le tube de 50 ml à 300 xg pendant 5 min, aspirer le surnageant, remettre en suspension dans 10 ml de lavage buffer et filtre à travers 100 crépine um cellulaire. Gardez sur la glace. </li></ol> 2. Enrichissement de TECs avec discontinus gradient de densité <ol><li> Préparer une solution à gradient de densité de 21% par mélange de 2,4 ml de milieu de gradient de densité (60% p / v de l&#39;iodixanol dans l&#39;eau) et 9,6 ml de solution de lavage. </li><li> Centrifuger les cellules thymiques dissociées dans le tube de 50 ml, la collecte à l&#39;étape 1.11 à 300 g pendant 5 minutes et remise en suspension dans 2,5 ml de tampon de lavage. </li><li> Ajouter 20 ml de milieu RPMI-1640 à la suspension cellulaire. </li><li> Remplir 12 ml de solution de gradient de densité de 21% dans un 10 ml pipettes sérologiques avec une pipette électronique. Placer la pointe de la pipette sérologique au fond de 50 ml de cellules tube de centrifugeuse contenant, et permettre à la solution de gradient de densité pour drainer au fond du tube par gravité. <ol><li> expulser doucement la solution à gradient de densité à partir de la pipette pour terminer la génération des deux couches de densités différentes. </li></ol></li><li> Centrifuger à 600 xg for 20 min à température ambiante dans un rotor oscillant-seau. Réglez le taux de décélération au niveau le plus lent. </li><li> Transférer la couche supérieure et l&#39;interface vers un nouveau tube de 50 ml. Note: La plupart des TECs sont conservés dans l&#39;interface. Lymphocytes précipitent au fond du tube après centrifugation. Si ces cellules doivent être utilisées à d&#39;autres fins, laver le culot avec 20 ml d&#39;une solution de lavage à trois reprises. Remettre en suspension les cellules dans 10 ml de tampon de lavage. </li><li> Ajouter une solution de lavage à 40 ml dans le tube à l&#39;étape 2.6 et centrifuger à 400 g pendant 6 min à 4 ° C. Pour éliminer le surnageant, aspirée avec une pipette. </li><li> Répétez le lavage et l&#39;aspiration 2 fois plus comme décrit dans l&#39;étape 2.7. </li><li> Remettre en suspension dans 2 ml de solution de lavage et de compter les cellules avec un hémocytomètre. </li></ol> 3. TECs de Isolating avec FACS <ol><li> Ajuster les cellules de l&#39; étape 2.9 à la concentration de 1x10 6 cellules / 100 ul avec une solution de lavage et de transfertles cellules à un tube à fond rond de 5 ml (polypropylène ou du polystyrène, tel que recommandé par les instructions du trieur de flux). </li><li> Ajouter 2 ul de l&#39; anti-récepteur Fc d&#39; IgG par 1x10 6 cellules et incuber à 4 ° C pendant 10 min. </li><li> Ajouter l&#39;anti-CD45 (1: 150 dilution, de 10 ul par échantillon) et anti-EpCAM (dilution 1: 100, 10 ul par échantillon) d&#39;anticorps et on incube à 4 ° C pendant plus de 20 min. </li><li> Laver les cellules avec une solution de lavage de 2 ml et on centrifuge à 400 g pendant 6 min à 4 ° C. Aspirer le surnageant avec une pipette. </li><li> Remettre en suspension les cellules dans 1 ml de 1 x solution saline tamponnée au phosphate (PBS). </li><li> Filtrer à travers 100 um crépine. </li><li> Appliquer les cellules à l&#39;appareil de tri. Sélectionnez le lymphocyte et la population TEC excluant les plus petites cellules sur la lumière latérale diffusée (SSC) / lumière diffusée vers l&#39; avant (FSC) panneau (cellules mortes), puis porte sur la population sélectionnée pour CD45- EpCAM + pour le tri 13. </li></ol> 4. GGÉNÉRATION du TEC / EAK Granulats Remarque: Effectuer la préparation des réactifs et étapes impliquant le mélange sous le capot laminaire cellule. <ol><li> Préparer pA / G complexes adaptateurs en mélangeant 4 pi d&#39;anti-His-tag IgG, 8 pi d&#39;anti-EpCAM IgG et 2,6 pi de pA / G dans un tube de 1,5 ml microcentrifugeuse stérile et incuber à température ambiante pendant 5 min. </li><li> Ajustez les TECs triées de l&#39; étape 3.7 à 5x10 4 cellules / ml avec une solution de lavage, et pipette 100 pi à un puits d&#39;une évaporation faible, 96 puits à fond rond plaque de culture de tissus. Ajouter 14,6 complexes adaptateurs pA / G ul aux cellules. Placer la plaque sur une plate-forme à bascule pendant 20 min à 4 ° C. </li><li> Laver une fois avec 200 pi de solution de lavage. Centrifuger la plaque à 400 g pendant 6 min. Jeter le surnageant avec une micropipette. </li><li> Laver une fois avec une solution de saccharose 200 ul de 10%. Centrifuger à 400 g pendant 6 min. Jeter le surnageant avec une micropipette. </li><li> Resuspendre les cellules dans 30 ul 10% ssolution de saccharose terile par puits. </li><li> Ajouter 10 pi de EAKIIH6 (7,5 mg / ml) et on incube pendant 5 minutes à la température ambiante. </li><li> Ajouter 20 pi de EAK16-II (10 mg / ml) au mélange de TEC. </li><li> Ajouter 100 ul de milieu complet au système pour amorcer la gélification. Placer la plaque sur un agitateur à plateau pendant 15 à 20 min à température ambiante. </li><li> Placer la plaque dans l&#39;incubateur à 37 ° C et 5% de CO 2. Après 2-4 heures, ajouter 100 ul de milieu complet. </li><li> Changer le milieu tous les deux jours jusqu&#39;à utilisation. <ol><li> Aspirer 100 ul du milieu de la surface sans perturber le gel à l&#39;aide d&#39;une micropipette et d&#39;ajouter doucement 100 ul de milieu de pré-chauffé en plaçant la pointe de la pipette sur la paroi du puits. </li></ol></li></ol> 5. Caractérisation des TEC / EAK Granulats <ol><li> Pour examiner la fonction des agrégats TEC / de EAK in vivo, recueillir le TEC / EAK hydrogel après O / culture et greffe N sous la capsule du rein d&#39;un nu athymiquessouris, en utilisant la procédure décrite précédemment 11,14. </li><li> Surveiller le développement des cellules T dans la périphérie par la récolte des échantillons de sang 50-100 pi dans le tube de collecte de sang contenant de l&#39;EDTA à partir de la souris nude 4-6 semaines après la transplantation et la tache avec un cocktail d&#39;anticorps anti-CD4, -CD8, -CD45 et des anticorps 12 -CD3. </li><li> Analyser les pourcentages de lymphocytes T dans les leucocytes du sang périphérique avec la cytométrie de flux (FCM), en utilisant une seule cellule logiciel d&#39;analyse 12. </li></ol>

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</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Alors que les TEC sont la population majoritaire du stroma thymique et jouent un rôle essentiel pour la structure et la fonction des glandes de thymus, ils représentent seulement environ 0,1-0,5% de la cellularité thymique totale. Ils sont également des cellules fragiles comme un pourcentage élevé de mort cellulaire sont parfois observée après digestion par la collagénase, à savoir le traitement de dissocier TECs de la matrice extracellulaire (ECM). Leur rareté (~ 200.000 par thymus de la souris) et la fragilit...

Le thymus est l&#39;organe lymphoïde primaire responsable de la génération d&#39;une population diverse de cellules T auto-réactives tolérant pathogènes qui est essentiel à la fonction du système immunitaire acquise. Il est un organe dynamique, où les thymocytes en voie de développement, ont émigré de la moelle osseuse en tant que cellules souches des lymphocytes, migrent à travers les trois dimensions (3-D), la matrice de type éponge du stroma thymique, subir une lignée spécification et de différenciation, et éventuellement émigrer matures T-cellules. Le succès de ce processus bien programmé dépend largement de la diaphonie entre les thymocytes migrateurs et les cellules résidentielles thymiques épithéliales (CET), la population majoritaire du stroma thymique qui sont essentielles pour établir et maintenir l&#39;intégrité du microenvironnement thymus. Sur la base de leur localisation anatomique et la fonction unique, TECs peut être divisé en deux sous-ensembles: les TECs dans le cortex (CTEC) qui sont responsible pour sélectionner l&#39; auto-MHC (complexe majeur d&#39;histocompatibilité) limitée T-cellules (sélection positive), et les TECs dans la moelle (mTECs) qui sont essentielles pour l&#39; élimination des lymphocytes T autoréactifs (sélection négative) 1,2. De nombreux facteurs (par exemple, le vieillissement, l&#39; infection, l&#39; irradiation, les traitements médicamenteux) peuvent causer des dommages irréversibles à l&#39;épithélium thymique, ce qui entraîne l&#39; immunité adaptative compromise. Malgré de nombreuses tentatives, la restauration de la fonction thymique a été difficile en raison de la difficulté à reproduire le microenvironnement thymique. Notamment, (3-D) configuration thymique en trois dimensions est essentielle à la survie et la fonction des TEC, alors que TECs cultivées dans un environnement 2-D diminuent rapidement l&#39;expression de gènes critiques pour thymopoïèse 3,4. EAK16-II (AEAEKAKAEAEAKAK) et son analogue histidinylated C-terminal EAKIIH6 (AEAEKAKAEAEAKAKHHHHHH) sont de bas poids moléculaire, oligopeptides amphiphiles qui sont solubles dans wate désioniséer, mais subissent une gélification pour former des ß-fibrilles lorsqu&#39;elles sont exposées à la force ionique supérieure à 20 mM de NaCl (concentration saline normale dans un fluide corporel humain est 154 mM). Cette propriété sensible de l&#39;environnement les rend blocs de construction polyvalents pour former des structures 3D. Le His-tag sur EAKII-H6 fournit un mécanisme d&#39;amarrage, par lequel les anti-His IgG / Fc de liaison protéine recombinante A / G (αH6: pA / G) complexes peuvent servir d&#39;adaptateur pour ancrer les médicaments de protéines et d&#39;autres biomolécules ( par exemple, des anticorps) sur le composite d&#39;hydrogel 5-8. Nous avons précédemment démontré que les molécules d&#39; IgG marqués par fluorescence ancrés sur l&#39;hydrogel peuvent être retenus au niveau du site d&#39;injection pendant 13 jours 9. En outre, lorsque les αH6: adaptateurs pA / G ancrés avec des anticorps anti-CD4 IgG ont été ajoutés à l&#39;hydrogel EAK16-II / EAKIIH6 (EAK), des cellules T CD4 + ont été spécifiquement capturé 10. En utilisant une technique similaire, nous avons récemment démontré que l&#39;agrégation 3-D de TECs could être promu en EAK hydrogel avec des complexes d&#39;adaptateur portant des anticorps anti-EpCAM spécifique-TEC (αH6: pA / G: αEpCAM). Lorsque transplanté sous les capsules rénales de souris nues, les clusters de TEC intégrés dans EAK hydrogel peuvent soutenir efficacement le développement des cellules fonctionnelles T in vivo 11,12. Ici, nous illustrons notre méthode pour purifier rapidement et efficacement TECs avec cellule activé par fluorescence (FACS) et générer TEC 3-D des agrégats avec le système EAK d&#39;hydrogel.

<table><tbody><tr><td><fort>TEC Isolation</fort></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>70 % d’éthanol</td><td>Decon Laboratories</td><td>2701(1 gallon)</td><td>Éthanol 200 proof, eau déminéralisée</td></tr><tr><td>Ciseaux de dissection, droit</td><td>Fine Science Tools, Inc.</td><td>91460-11</td><td></td></tr><tr><td>Pince Graefe, droite</td><td>Fine Science Tools, Inc.</td><td>11053-10</td><td></td></tr><tr><td>Pince Graefe, incurvée</td><td>Fine Science Tools, Inc.</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Solution</td><td></td><td></td> de lavage <td>1x PBS, 0,1 % BSA, 2&nbsp ; mM EDTA</td></tr><tr><td>1x PBS (solution saline tamponnée au phosphate)</td><td>Gibco</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>BSA (albumine sérique bovine)</td><td>Sigma</td><td>A1470-100G</td><td></td></tr><tr><td>EDTA (acide éthylènediaminetétraacétique)</td><td>Invitrogen</td><td>15575-038</td><td></td></tr><tr><td>Solution de digestion</td><td></td><td></td><td>9 ml RPMI-1640, 0,025&nbsp ; mg/ml Liberase TM Note de recherche, 10&nbsp ; mM HEPES, 0,2&nbsp ; mg/ml DNaseI</td></tr><tr><td>RPMI-1640</td><td>Gibco</td><td>11879-020</td><td></td></tr><tr><td>Liberase TM Research Grade</td><td>Roche</td><td>05 401 127 001</td><td>appelée « collagénase purifiée »</td></tr><tr><td>1&nbsp ; M HEPES</td><td>Lonza</td><td>17-737E</td><td></td></tr><tr><td>Dnase I</td><td>Roche</td><td>10 104 159 001</td><td></td></tr><tr><td>50&nbsp ; ml Tube à centrifuger</td><td>Corning</td><td>430290</td><td></td></tr><tr><td>60&nbsp ; mm boîte de culture tissulaire</td><td>Falcon</td><td>353002</td><td></td></tr><tr><td>1/2&nbsp ; cc U-100 Seringue à insuline 28&nbsp ; 1/2&nbsp ; G</td><td>Becton Dickinson</td><td>329461</td><td></td></tr><tr><td>5 ml Tube en polystyrène à fond rond</td><td>Falcon</td><td>352058</td><td></td></tr><tr><td>5&nbsp ; ml pipette en verre</td><td>Fisher Healthcare</td><td>13-678-27E</td><td>Utiliser pour rincer les fragments thymiques. Les fragments thymiques ont tendance à coller à la paroi avec des pipettes en plastique.</td></tr><tr><td>Rotateur de tube MACSmix</td><td>Miltenyi</td><td>130-090-753</td><td></td></tr><tr><td>100&nbsp ; et micro ; m Crépine à cellules</td><td>Falcon</td><td>352360</td><td></td></tr><tr><td>Gradient de densité moyen : OptiPrep</td><td>Axis-Shield</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cell Sorting</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>5&nbsp ; ml Tube en polypropylène à fond rond</td><td>Falcon</td><td>352063</td><td></td></tr><tr><td>Anti-souris CD16/CD32 (Fc Block)</td><td>BD Biosciences</td><td>553142</td><td>Utilisation non diluée, 2&nbsp ; et micro ; l par échantillon</td></tr><tr><td>Anti-souris CD45-PercpCy5.5</td><td>eBioscience</td><td>45-0451-80</td><td>Utilisation à 1:150, 10&nbsp ; et micro ; l par échantillon</td></tr><tr><td>Anti-souris CD326 (EpCAM)-PE</td><td>eBioscience</td><td>12-5791-82</td><td>Utilisation à 1:100, 10&nbsp ; et micro ; l par échantillon</td></tr><tr><td>BD Influx</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Logiciel d’analyse de cellule unique</td><td>FlowJo</td><td></td><td></td></tr><tr><td>EAK Gel Assembly</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anti-His-Tag</td><td>AnaSpec</td><td>29673</td><td>"anti-His-Tag IgG"</td></tr><tr><td>Purified anti-mouse CD326 (EpCAM)</td><td>BioLegend</td><td>118202</td><td>"anti-EpCAM IgG"</td></tr><tr><td>Protéine recombinante A/G</td><td>Pierce Biotechnology</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1,5 &nbsp ; ml Safe-Lock Tubes, Biopur, Sterile</td><td>Fisher Healthcare</td><td>05-402-24B</td><td>dénommé « 1.5&nbsp ; ml microtube de centrifugation"</td></tr><tr><td>96 puits, Plaque de culture tissulaire, Fond rond avec couvercle à faible évaporation</td><td>BD Falcon</td><td>353917</td><td></td></tr><tr><td>Plate-forme basculante : Nutator Mixer no.1105</td><td>BD Clay Adams</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10 % saccharose</td><td>Sigma</td><td>S0389</td><td>Préparer avec de l’eau distillée stérile</td></tr><tr><td>EAK16-II (AcNH-AEAEAKAKAEAEAKAK-CONH2)</td><td>American Peptide Company& nbsp ;</td><td></td><td>synthétisé sur mesure, 10&nbsp ; mg/ml</td></tr><tr><td>EAKIIH6 (AcNH-AEAEAKAKAEAEAKAKHHHHHH-CONH2)</td><td>American Peptide Company&nbsp ;</td><td></td><td>synthétisé sur mesure, 7,5&nbsp ; mg/ml</td></tr><tr><td>Support</td><td></td><td></td> complet <td>RPMI-1640, 10 % FBS, 1 % Pen/Strep, 1 % L-glutamine, 1 % NEAA, 5&nbsp ; mM HEPES, 50&nbsp ; et micro ; M 2-Mercaptoethanol</td></tr><tr><td>RPMI-1640</td><td>Gibco</td><td>11879-020</td><td></td></tr><tr><td>FBS (Sérum de veau fœtal)</td><td>Atlanta Biologicals</td><td>S11150</td><td>Chaleur inactivée avant utilisation</td></tr><tr><td>Pen/Strep</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>L-glutamine 200&nbsp ; mM (100x)</td><td>Gibco</td><td>25030-081</td><td></td></tr><tr><td>NEAA (acide aminé non essentiel) 100x</td><td>Gibco</td><td>11140-050</td><td></td></tr><tr><td>1&nbsp ; M HEPES</td><td>BioWhittaker</td><td>17-737E</td><td></td></tr><tr><td>2-Mercaptoéthanol (100x)</td><td>Millipore</td><td>ES-007-E</td><td></td></tr><tr><td>Agitateur de plate-forme : The Belly Dancer</td><td>Stovall Life Sciences Inc.</td><td>modèle : USBDbo</td><td></td></tr></tbody></table>

promotion 3-d agrégation de cellules facs purifiées thymique épithéliales avec eak 16-ii / eakiih6 auto-assemblage hydrogel

Promoting 3-D Aggregation of FACS Purified Thymic Epithelial Cells with EAK 16-II/EAKIIH6 Self-assembling Hydrogel

L’involution du thymus, associée au vieillissement ou à des agressions pathologiques, entraîne une diminution de la production de lymphocytes T matures. La restauration de la fonction d’un thymus défaillant est cruciale pour maintenir une réponse immunitaire acquise efficace médiée par les lymphocytes T contre les agents pathogènes envahissants. Cependant, la régénération et la revitalisation du thymus se sont avérées difficiles, en grande partie en raison des difficultés à reproduire le microenvironnement 3D unique du stroma thymique qui est essentiel à la survie et à la fonction des cellules épithéliales thymiques (TEC). Nous avons développé un nouveau système d’hydrogel pour favoriser la formation d’agrégats TEC, basé sur la propriété d’auto-assemblage des oligopeptides amphiphiles EAK16-II et de son analogue histidinylé EAKIIH6. Les TEC ont été enrichis à partir de cellules thymiques isolées à gradient de densité, triées par tri cellulaire activé par fluorescence (FACS) et marquées avec des anticorps anti-molécules d’adhésion cellulaire épithéliale (EpCAM) ancrés, avec des IgG anti-HIS, sur les complexes adaptateurs de la protéine A/G. La formation d’agrégats cellulaires a été favorisée par l’incubation de TEC avec des oligopeptides EAKIIH6 et EAK16-II, puis par l’augmentation de la concentration ionique du milieu pour initier la gélification. Les agrégats TEC intégrés dans l’hydrogel EAK peuvent favoriser efficacement le développement de lymphocytes T fonctionnels in vivo lorsqu’ils sont transplantés chez des souris nude athymiques.

Pour examiner l'efficacité de l'utilisation de la densité protocole de séparation par gradient pour enrichir les cellules stromales CD45-, les cellules récoltées à partir de l'interface et les pastilles de lymphocytes précipités ont été colorées avec des anticorps anti-EpCAM anti-CD45 et. Les deux anti-Ulex europaeus agglutinine 1 (UEA1) et des anticorps anti-CMH de classe II ont également été inclus dans le cocktail de coloration pour mieux identifier les sous-ensembles cTEC et MTEC. Co...

Cette vidéo présente un protocole permettant d’enrichir les cellules épithéliales thymiques (TEC) avec un gradient de densité pour l’isolation FACS. Il montre également l’utilisation des peptides EAK16-II/EAKIIH6 pour favoriser la formation d’agrégats TEC. Les microenvironnements de l’hydrogel EAK16-II/EAKIIH6 fournissent la configuration 3D nécessaire pour maintenir la survie et la fonction des TEC.

Promotion 3-D agrégation de cellules FACS purifiées thymique épithéliales avec EAK 16-II / EAKIIH6 auto-assemblage Hydrogel

Thymus involution, associated with aging or pathological insults, results in diminished output of mature T-cells. Restoring the function of a failing ...

L’objectif global de cette procédure est de démontrer l’utilisation du peptide EAK 16-II/EAKIIH6 dans la promotion de l’agrégation des cellules épithéliales thymiques dans une structure tridimensionnelle pour soutenir l’auto-survie et la fonction de l’épithélium thymique. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la bio-ingénierie du thymus. Les principaux avantages de cette technique sont qu’elle utilise le peptide EAK-16-II/EAKIIH6, favorise l’agrégation des cellules épithéliales thymiques, est biodégradable et a le potentiel d’être utilisée pour des injections.Pour récolter le thymus, commencez par placer une souris C57 black 6J âgée de trois à cinq semaines en position couchée et mouillez les cheveux avec de l’éthanol à 70 %. À l’aide de ciseaux de dissection pointus et droits, faites une petite incision horizontale à travers la peau abdominale. Ensuite, tirez sur la peau des deux côtés de l’incision pour exposer la cavité abdominale.Ensuite, faites une coupe horizontale juste en dessous de la côte la plus basse et coupez latéralement jusqu’au diaphragme. À l’aide d’une pince, tirez sur le processus xiphoïde et coupez le milieu des côtes des deux côtés de la poitrine. Remontez les côtes et le sternum de manière à ce que le thymus soit clairement visible.Ensuite, à l’aide d’une pince incurvée, retirez délicatement les lobes du thymus du tissu conjonctif et placez-les dans une solution de lavage. Après le rinçage, transférez le thymus dans une boîte de culture tissulaire de 16 millilitres contenant cinq à six millilitres de RPMI 1640 et utilisez une aiguille à insuline de calibre 28 pour disséquer le tissu en morceaux carrés d’environ un millimètre cube. Ensuite, à l’aide d’une pipette pasteur en verre, rincez les fragments de tissu avec le milieu dans le plat.Ensuite, inclinez le plat en laissant les fragments se déposer au fond. Retirer lentement le surnageant moyen par aspiration. Ensuite, répétez le lavage quatre à cinq fois de plus avec cinq à six millilitres de milieu frais à chaque fois jusqu’à ce que la solution devienne moins opaque.Après le lavage final, ajoutez trois millilitres de solution de digestion dans le plat et transférez les morceaux de thymus et la solution dans un tube de polystyrène à fond rond de cinq millilitres. Incuber les tissus sur un rotateur de tube à 37 degrés Celsius pendant six minutes à 12 tr/min. À la fin de la rotation, laissez les fragments se déposer au fond du tube et utilisez une pipette pasteur pour transférer le surnageant dans un tube conique de 15 millilitres contenant 10 millilitres de solution de lavage.Centrifugez le surnageant et remettez les cellules en suspension dans 10 millilitres de solution de lavage fraîche sur de la glace. Ensuite, digérez les fragments thymiques deux fois de plus dans le rotateur comme nous venons de le démontrer, en tirant le surnageant dans le même tube de 50 millilitres. Après la digestion finale, utilisez une pipette sérologique en plastique de deux millilitres pour triturer les fragments restants et transférez la rafale de tissus dans le tube de 50 millilitres.Faites tourner le tube pour recueillir les cellules et remettre la pastille en suspension dans 10 millilitres de tampon de lavage. Ensuite, filtrez les cellules à travers une passoire de 100 microns pendant que le tube est placé sur de la glace. Pour enrichir les cellules épithéliales thymiques, faites tourner à nouveau les cellules et remettez la pastille en suspension dans 2,5 millilitres de tampon de lavage.Ensuite, ajoutez 20 millilitres de RPMI 1640 dans les cellules et utilisez une pipette sérologique de 10 millilitres pour superposer soigneusement 12 millilitres de solution de gradient de densité de 21 % fraîchement préparée sous les cellules par gravité. Maintenant, séparez les cellules par centrifugation dans un rotor à godets oscillant au taux de décélération le plus lent. À la fin de la centrifugation, transférez la couche supérieure et l’interface dans un nouveau tube de 50 millilitres et ajoutez jusqu’à 40 millilitres de solution de lavage dans les cellules.Éliminer le gradient de densité par trois centrifugations consécutives à l’aide d’une pipette pour aspirer le surnageant après chaque lavage. Ensuite, mettez en suspension la pastille finale dans deux millilitres de solution de lavage pour le comptage. Pour générer les agrégats EAK de cellules épithéliales thymiques, ajustez les cellules épithéliales thymiques à une dilution de cinq fois 10 à quatre cellules par millilitre dans une solution de lavage et ensemencez 100 microlitres de cellules par puits dans une plaque de culture tissulaire à faible évaporation de 96 puits, à fond rond.Ensuite, ajoutez 14,6 microlitres de complexes d’adaptation de protéines AG fraîchement préparés dans chaque puits et placez la plaque sur une plate-forme à bascule à quatre degrés Celsius. Après 20 minutes, lavez les cellules avec 200 microlitres de solution de lavage par puits, à l’aide d’une micropipette pour éliminer le surnageant. Ensuite, lavez à nouveau les cellules avec 200 microlitres de solution de saccharose à 10 %.Remettre les granulés en suspension dans 30 microlitres de solution de saccharose stérile à 10 % par puits. Ensuite, incubez les cellules dans 10 microlitres de EAKIIH6 pendant cinq minutes à température ambiante. À la fin de l’incubation, ajoutez 20 microlitres d’EAK 16-II, suivis de 100 microlitres de milieu complet et placez la plaque sur une plate-forme à température ambiante pour initier la gélification.Après 15 à 20 minutes, transférez l’assiette dans un incubateur à 37 degrés Celsius et 5 % de dioxyde de carbone pendant deux à quatre heures. Ajoutez ensuite 100 microlitres supplémentaires de milieu complet et remettez la plaque dans l’incubateur. Pour changer de milieu, utilisez une micropipette pour aspirer 100 microlitres de milieu à la surface des cultures sans perturber le gel et placez la pointe contre les parois de chaque puits pour ensemencer les cultures avec 100 microlitres de milieu préchauffé.En utilisant le protocole de séparation par gradient de densité qui vient d’être démontré, les cellules stromales CD45 négatives peuvent régulièrement être enrichies 15 à 20 fois, comme illustré dans ces diagrammes à points représentatifs. Ici, des agrégats de cellules épithéliales thymiques, préparés à partir de souris transgéniques exprimant la fluorescence rouge de quatre semaines, comme cela vient d’être démontré, ont été cultivés pendant deux jours in vitro et examinés par microscopie confocale. Une fois maîtrisées, les cellules épithéliales thymiques peuvent être enrichies pour le tri en flux en trois à quatre heures.Après son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de l’ingénierie tissulaire du thymus pour développer des mini-unités de thymus injectables et fonctionnelles pour moduler le système immunitaire adaptatif.

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JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie et infection

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Promotion 3-D agrégation de cellules FACS purifiées thymique épithéliales avec EAK 16-II / EAKIIH6 auto-assemblage Hydrogel

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