Mesures spatiales de Perfusion, la pression du liquide interstitiel et Liposomes Accumulation dans Solid Tumors

L’objectif global de cette expérience est de relier l’accumulation intratumorale de notherapeutics aux propriétés du microenvironnement tumoral, y compris la microcirculation tumorale et la pression élevée du liquide interstitiel, ou IFP. Cette méthode nous permet de répondre à des questions importantes sur les nanomédicaments. Des questions telles que : qu’est-ce qui motive l’absorption hétérogène de nanoparticules à l’intérieur d’une tumeur ?

Le principal avantage de cette technique est qu’elle permet une cartographie spatiale co-localisée des propriétés du microenvironnement tumoral et de la distribution intratumorale des nanoparticules. Après avoir confirmé le niveau d’anesthésie approprié par topenge, appliquez une pommade sur les yeux de la souris et collez les membres de l’animal en position couchée sur une fine planche en plastique. Ensuite, insérez un cathéter personnalisé de calibre 27 connecté à un morceau de tube PE10 de 20 centimètres dans la veine latérale de la queue et fixez le tube avec plusieurs morceaux de ruban adhésif.

Maintenant, remplissez une seringue d’un millilitre avec au moins 200 microlitres de tomographie assistée par ordinateur, ou liposomes CT et une seringue d’un millilitre avec au moins 150 microlitres d’un rapport de 9-1 en volume d’iohexol libre mélangé à une solution saline. Placez la seringue de liposome CT dans un pousse-seringue et fixez le cathéter à la seringue, en réglant un débit de pompe de 600 microlitres par minute, soit l’équivalent de 10 microlitres par seconde. Placez ensuite la souris sur le lit du scanner micro CT et utilisez le système de positionnement laser pour ajuster la tumeur afin qu’elle soit à peu près dans la même orientation pour chaque scan.

À l’aide du logiciel de la console du tomodensitomètre pour chaque protocole d’imagerie d’intérêt, sélectionnez Obscurité brillante dans le menu déroulant et cliquez sur le bouton de balayage pour lancer l’étalonnage et initialiser le système. Pour obtenir une micro-tomodensitométrie anatomique volumétrique de la tumeur avant l’injection d’un agent de contraste, vérifiez d’abord l’indicateur du logiciel de la console du tomodensitomètre pour confirmer que les verrouillages de sécurité du tomodensitomètre ont été effacés. Sélectionnez ensuite le balayage qui utilise une énergie de rayons X de 80 kilovolts, un courant de tube de 70 milliampères et capture 1 000 projections d’images.

Ensuite, lancez l’analyse. Lorsque l’examen est terminé, réglez la pompe pour injecter environ 150 microlitres de solution de liposomes et appuyez sur le bouton de démarrage pour injecter le bolus de liposomes CT à une concentration de 55 milligrammes d’iode par millilitre de solution. Rincez manuellement le cathéter avec 50 microlitres de solution saline pour vous assurer que toute la quantité d’agent liposomique a été injectée et que le cathéter a été nettoyé.

Après 10 minutes, effectuez un deuxième scan anatomique de la tumeur, comme nous venons de le démontrer. Pour effectuer un DCE-CT, placez une seringue de solution d’iohexol libre dans le pousse-seringue et réglez la pompe pour injecter 100 microlitres d’iohexol au même taux d’injection. Ces volumes d’injection sont supérieurs à la norme de 200 microlitres, mais les animaux sont surveillés pendant la récupération et aucun événement indésirable n’a été observé.

Ensuite, sur la console du tomodensitomètre, sélectionnez un balayage dynamique de cinq minutes utilisant une énergie de rayons X de 80 kilovolts et un courant de tube de 90 milliampères, comme nous venons de le démontrer, qui capture 416 projections d’images toutes les secondes pendant les 30 premières secondes, suivies de 416 projections d’images toutes les 10 secondes. Capturez cinq secondes de données DCE-CT, puis démarrez la pompe d’injection. À la fin de l’examen, effectuez un troisième examen anatomique volumétrique par microtomodensitométrie.

48 à 70 heures plus tard, capturez des images anatomiques de tomodensitométrie des liposomes en utilisant les mêmes paramètres volumétriques que ceux qui viennent d’être démontrés. Pour mesurer l’IFP, collez l’animal sur la plate-forme du robot CT IFP de manière à ce que la tumeur soit immobilisée et accessible au système robotique CT IFP. Obtenez un micro-scanner anatomique comme nous venons de le démontrer.

Ensuite, chargez les données de pré-insertion de l’aiguille dans le logiciel d’alignement du robot CT IFP et ajustez la fenêtre et le niveau pour visualiser la tumeur. Cliquez sur le bord de la tumeur dans n’importe quelle image, puis sélectionnez l’emplacement d’un deuxième bord sur le côté adjacent de la tumeur. Le logiciel calculera une série de positions le long d’une ligne linéaire entre les deux points.

Ensuite, sélectionnez les coordonnées X, Y et Z pour une série de cinq à huit positions régulièrement espacées dans la liste. Ensuite, rincez l’aiguille du système IFP avec une solution saline d’héparine et entrez les premières positions prédéterminées de l’aiguille dans les fenêtres de coordonnées X, Y, Z du logiciel de contrôle du robot CT IFP. Appuyez sur le bouton Go pour déplacer le robot à l’endroit souhaité.

Ensuite, pour chaque position de l’aiguille à tour de rôle, cliquez sur le bouton d’insertion de l’aiguille pour insérer l’aiguille dans le tissu. Pincez et relâchez la tubulure PE20 pour confirmer une bonne communication fluide entre l’aiguille IFP et le tissu et observez que la mesure IFP augmente et revient à la valeur de pré-pincement sur le logiciel d’acquisition IFP. Enfin, faites une tomodensitométrie anatomique avec l’aiguille insérée, en cliquant sur le bouton de rétraction de l’aiguille à la fin de l’examen pour retirer l’aiguille du tissu.

La sélection d’une région d’intérêt au sein de la tumeur produit une courbe temps/intensité qui peut être utilisée pour produire des estimations quantitatives de certains paramètres hémodynamiques de la tumeur. La segmentation du volume tumoral en plusieurs régions d’intérêt de taille égale permet de quantifier la distribution spatiale de ces paramètres dans le volume tumoral. La biodistribution des liposomes CT 48 heures après l’injection peut également être observée.

Comme indiqué, l’agent circule toujours dans le système vasculaire avec une absorption substantielle observée dans la rate et le foie. L’accumulation intratumorale de ces liposomes CT est hétérogène avec une accumulation principalement périphérique par rapport au centre du tissu tumoral. L’aiguille peut être clairement identifiée par micro-tomodensitométrie à haute résolution, ce qui permet de localiser spatialement les mesures IFP dans le volume tumoral.

La mesure spatialement co-localisée de la profusion et de la fraction volumique plasmatique démontre une corrélation significative avec l’accumulation intratumorale de liposomes CT dans les tumeurs sous-cutanées. De plus, la distribution radiale de l’IFP est en corrélation avec les autres mesures hémodynamiques, suggérant une relation spatiale/temporelle complexe entre la microcirculation tumorale, l’IFP et l’accumulation intratumorale des liposomes. Lors de cette procédure, il est important de fixer l’animal sur le lit du scanner, en assurant un mouvement tumoral minimal entre les mesures IFP.

Les implications de ces travaux s’étendent au développement de nouvelles thérapies. Le transport de nanoparticules est une première étape clé dans la mise au point de thérapies efficaces basées sur la nanomédecine. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne idée de la façon de cartographier spatialement la pression du liquide interstitiel tumoral, la microcirculation tumorale et la distribution des nanoparticules.