Name: Mesures spatiales de Perfusion, la pression du liquide interstitiel et Liposomes Accumulation dans Solid Tumors (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min
Description: Découvrez la cartographie spatiale de la perfusion tumorale, de la pression interstitielle et de l'accumulation de liposomes dans les tumeurs solides. Cette méthode avancée permet d'étudier la relation entre la microcirculation et la distribution des nanothérapeutiques.

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Les auteurs tiennent à remercier le Dr Javed Mahmood pour son aide dans la culture des cellules MDA-MB-231 et l’implantation des xénogreffes MDA-MB-231, Linyu Fan pour la préparation des liposomes CT. Shawn Stapleton est reconnaissant du financement du Programme de bourses d’études supérieures pour la recherche en sciences naturelles et en génie et de l’Initiative stratégique pour l’excellence en recherche sur le rayonnement au 21e siècle (EIRR21) de la Fondation Terry Fox des IRSC. Cette étude a été financée par des subventions du programme Nouvelles frontières Terry Fox (020005) et des Instituts de recherche en santé du Canada (102569).

Toutes les expériences in vivo ont été réalisées selon un protocole approuvé par le Comité institutionnel de protection et d&#39; utilisation des animaux University Health Network. 1. Modèle animal <ol><li> La culture de 5 à 7 x 10 6 cellules MDA-MB-231 cellules d&#39; adénocarcinome du sein de la tumeur dans du DMEM ainsi que 10% de sérum bovin fœtal (FBS) et 100x dilution de pénicilline-streptomycine. </li><li> cellules de récolte quand ils sont confluentes à 80% en utilisant une solution de trypsine-EDTA 0,05%. Après 3-5 min neutraliser la trypsine-EDTA avec un volume 3x de DMEM. Prenez une aliquote de 15 pi de cellules et de compter en utilisant un hémocytomètre. Centrifuger les cellules dans une pastille pendant 5 min à 200 xg, et remettre en suspension dans HBS à une concentration de 10 x 10 6 cellules par ml. </li><li> Implant sous - cutané (SC) en injectant des tumeurs de 1 à 2 x 10 6 cellules dans la patte arrière de chaque 8 à 12 semaines ancienne souris SCID femelles (n = 5). Utiliser une aiguille de 25 G standard pour injection. </li><li> Moniteur tumor étriers de croissance en utilisant (Volume = 0,5 x longueur x largeur 2) et le début des mesures une fois que les tumeurs SC ont atteint un volume&gt; 200 mm 3 (environ 7 à 9 jours). </li></ol> 2. CT-liposome Préparation et caractérisation <ol><li> Préparation liposomique <ol><li> Dissoudre les constituants lipidiques (200 mmol / L) pour le CT-liposomes, y compris le 1,2-dipalmitoyl-sn-glycéro-3-phosphocholine (DPPC), le cholestérol (CH), et le 1,2-distéaroyl-sn-glycéro-3 -phosphoethanolamine-N-poly (éthylène glycol) 2000 (DSPE-PEG2000) dans de l&#39;éthanol anhydre à 70 ° C, à un rapport molaire de 55: 40: 5 DPPC: CH DSPE-PEG2000. </li><li> Evaporer l&#39;éthanol, en maintenant la chaleur à 70 ° C, puis ajouter l&#39;agent de contraste iohexol CT (300 mg / ml d&#39;iode) à la solution telle que la concentration finale en lipide est de 100 mM. </li><li> Maintenir la solution à 70 ° C pendant 4 h sous agitation en tourbillons fréquents. </li><li> Pour obtenir des vésicules unilamellaires, extruder l&#39;échantillon 5 tims à travers deux membranes empilées à 200 nm de taille de pores sous une pression de 250 psi et à extruder à nouveau par 5 cycles à travers deux membranes empilées 80 nm de taille de pores à 400 livres par pouce carré en utilisant une extrudeuse de 10 ml de lipide. Pipeter un volume de 10 ml de liposomes dans l&#39;extrudeuse, au début de chaque cycle d&#39;extrusion et de collecter dans un tube de verre conique ou flacon stérile après chaque cycle d&#39;extrusion. </li><li> Retirer la iohexol non encapsulé par 16 heures de dialyse en utilisant un poids moléculaire de 100 kDa coupée (MWC) sac de dialyse contre un excès de 250 fois le volume d&#39;une solution 0,02 mM de HEPES solution saline tamponnée (HBS, pH 7,4). Par exemple, placer 1 ml d&#39;une solution de liposomes à l&#39;intérieur du sac de dialyse avec 250 ml de HBS à l&#39;extérieur du sac dans un bécher. </li><li> Concentrer les CT-liposomes en utilisant un système d&#39;écoulement 750.000 nomique MWC commerciale tangentielle selon les instructions du fabricant. Concentré à une concentration finale d&#39;iode d&#39;environ 55 mg ml -1. </li></ol></li><li> liposome Caractérisation <ol><li> Mesurer l&#39; efficacité d&#39;encapsulation en rompant le CT-liposomes en utilisant un excès de volume de 10 fois de l&#39; éthanol pour libérer le ioxehol puis diluer en utilisant un excès de volume de 100 fois de l&#39; eau déminéralisée (soit 10 pi de liposomes rompues en utilisant 100 ul d&#39;éthanol, puis on dilue pour un volume final de 10 ml). </li><li> Déterminer la concentration iohexol en utilisant un spectromètre UV avec détection à une longueur d&#39;onde de 245 nm. Calculer l&#39;efficacité d&#39;encapsulage en prenant la quantité de rapport de l&#39;agent iohexol libéré à la quantité d&#39;agent ajouté pendant la préparation. </li><li> Mesurer le diamètre et le potentiel zêta hydrodynamique au moyen d&#39;un système analyseur de taille de particule de diffusion de lumière dynamique, selon les instructions du fabricant. Diluer la solution CT-liposomes par 200x (soit 5 ul de liposome dans 1 ml de volume final) dans de l&#39; eau déminéralisée pour faciliter les mesures. </li></ol></li></ol> 3. CT Imaging de tumeur microcirculation et CT-liposomeDistribution REMARQUE: Suivez les instructions du fabricant pour effectuer un balayage volumétrique si la version ou de l&#39;équipement de logiciel différent est utilisé. <ol><li> Anesthetize chaque souris en utilisant 2% d&#39;isoflurane mélangé à l&#39;air médical ou de l&#39;oxygène et de confirmer par pincement de l&#39;orteil et en observant aucune réaction. Appliquer une pommade pour les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie. Immobiliser animal dans une position couchée en collant les pattes à une carte de plastique mince. </li><li> Placez un G cathéter personnalisé 27, relié à 20 cm sur PE10 tube, dans la veine caudale latérale et fixer en place avec plusieurs morceaux de ruban adhésif. </li><li> Préparer une seringue de 1 ml pour contenir au moins 200 pi de CT-liposomes. Préparer une seringue de 1 ml avec du sérum physiologique à utiliser pour rincer le cathéter. Enfin, préparer une seringue de 1 ml avec au moins 150 pi d&#39;iohexol libre mélangé avec une solution saline (9: 1 rapport en volume). </li><li> Placez la souris à plat ventre sur le lit du scanner micro-CT. Utiliser le système de positionnement laser pour placer le toumor approximativement de la même orientation pour chaque balayage. </li><li> Placer la seringue CT-liposomes dans une pompe à seringue et fixer le cathéter à la seringue. Réglez le débit de 10 ul par seconde pompe. </li><li> Initialisation du système en effectuant un balayage d&#39;étalonnage brillant sombre en utilisant le logiciel de la console CT-scanner. Sélectionnez l&#39;option de balayage lumineux sombre pour chaque protocole d&#39;imagerie d&#39;intérêt, sélectionnez lumineux sombre dans le menu déroulant, puis appuyez sur le bouton de numérisation pour lancer l&#39;étalonnage. </li><li> Effectuer un micro-CT volumétrique anatomique de la tumeur avant toute injection de produit de contraste. Regardez l&#39;indicateur de logiciel de la console du scanner CT pour assurer la sécurité CT-scanner verrouillages ont été effacés. Sur le scanner CT console sélectionnez scan sélectionner une énergie de rayons X de 80 kV, un courant de tube de 70 mA, et capture d&#39;image 1000 projections au fil du temps 16 sec. Appuyez sur le bouton de numérisation pour lancer la numérisation. </li><li> Utiliser la pompe à seringue pour injecter un bol de CT-liposomes à une concentration de 400 mg d&#39;iode kg-1. Régler la pompe pour injecter un volume d&#39;environ 150 ul (en supposant que 25 g de souris). Appuyez sur le bouton «start» sur la pompe à injecter. rincer manuellement le cathéter avec 50 pi de solution saline (deux fois le volume du cathéter) pour assurer la quantité d&#39;agent entière a été injectée et le cathéter est clair. </li><li> Attendre 10 min après l&#39;injection de CT-liposomes, puis effectuer une deuxième analyse anatomique en utilisant la même méthode et les paramètres décrits dans 3.5. </li><li> Effectuez un balayage DCE-CT en réglant la pompe à seringue pour injecter un volume de 100 pi de la iohexol libre mélangée avec une solution saline (9: 1 rapport en volume) en utilisant le même réglage de débit d&#39;injection décrit dans 3.3. <ol><li> Sur la console CT-scanner sélectionnez le contrôle dynamique de 5 min qui utilise un paramètre d&#39;énergie de rayons X de 80 kV, une énergie de tube de 90mA, et capture 416 images projections toutes les secondes pendant les 30 premières secondes et suivie par une acquisition toutes les 10 sec . Capturez 5 sec des données DCE-CT, puis appuyez sur le bouton de démarrage sur la injection pompe. </li><li> Après l&#39;analyse DCE-CT effectuer une analyse micro-CT anatomique volumétrique. </li></ol></li><li> Capture d&#39;images CT anatomiques entre 48 et 72 heures après l&#39;injection de CT-liposomes, en utilisant les mêmes paramètres de CT volumétriques comme décrit dans les étapes 3.5. </li><li> Reconstruire les données anatomiques CT et DCE-CT en utilisant le logiciel GPU-reconstruction. <ol><li> Chargez l&#39;image dans le logiciel de reconstruction. Sélectionnez la région d&#39;intérêt à reconstruire en dessinant un ROI sur l&#39;image à l&#39;aide d&#39;une souris. Définissez l&#39;emplacement d&#39;enregistrement et le nom du reconstruit imagé et sélectionnez le type de fichier de sortie comme «.mat». REMARQUE: Le logiciel va automatiquement la taille de voxel reconstruit à 0,153 x 0,153 x 0,153 mm 3 pour les analyses anatomiques et 0,153 x 0,153 x 0,462 mm 3 pour les analyses DCE-CT. Cliquez sur le bouton &quot;commencer la reconstruction. </li></ol></li><li> Utilisez la pré-injection et des analyses post-injection de 10 min du CT-liposome pour calculer lala fraction du volume de plasma tel que décrit précédemment 3. En outre, en utilisant la pré-injection et 5 min après l&#39;injection , les analyses d&#39;iohexol pour calculer la fraction de volume interstitiel 7 comme décrit précédemment. </li><li> Obtenir l&#39;intensité de temps (courbes de TICs) en important les données DCE-CT dans le logiciel qui offre la possibilité d&#39;identifier une région d&#39;intérêt (ROI) dans le volume de la tumeur. Ensuite, calculer la moyenne CT amélioration du ROI en fonction du temps. Dans cette expérience, un logiciel personnalisé a été développé pour identifier un retour sur investissement et calculer la TIC. </li><li> Obtenir des estimations quantitatives de la perfusion et la perméabilité vasculaire en ajustant TICs mesurée à l&#39;aide d&#39;un modèle cinétique traceur à deux compartiments. Montage peut être effectuée en utilisant un logiciel d&#39;analyse de DCE-CT et utiliser les estimations a priori de la fraction du volume de plasma et des fractions de volume interstitiel en tant que paramètres fixes dans le modèle cinétique traceur à deux compartiments. Utiliser des méthodes précédemment rapportées pour obtenir des estimations a priori de la plasmeet une fraction de volume 14 interstitiel. </li></ol> 4. Les mesures spatiales de la tumeur interstitielle pression de fluide <ol><li> Pour mesurer l&#39;IFP connecter l&#39;aiguille spinale 25 G pour le capteur de pression et le système d&#39;acquisition IFP à travers 50 cm de PE20 tuyaux en polyéthylène. Rincer l&#39;ensemble du système avec une solution de sulfate d&#39;héparine / solution saline (1:10). Stériliser l&#39;aiguille avec 70% isopropylique avant utilisation. </li><li> Allumez le système d&#39;acquisition et de lancer le logiciel d&#39;acquisition IFP et charger les fichiers de paramètres pour calibrer le système pour acquérir des mesures IFP en mmHg. Cliquez sur le bouton acquérir pour recueillir en continu des données IFP. </li><li> Effectuer des mesures IFP entre 48 et 72 heures après l&#39;injection de CT-liposomes (ce qui correspond à l&#39;heure approximative du pic accumulation des CT-liposomes dans la tumeur), en utilisant les méthodes décrites dans 4.8. Fixer l&#39;aiguille IFP au robot CT-IFP. </li><li> Effectuer des analyses d&#39;étalonnage pour aligner les systèmes de coordonnées pourle robot CT-IFP et le scanner CT. Ajouter le marqueur attachement fiducial au robot CT-IFP et effectuer quatre scanner volumétrique avec le marqueur fiducial dans quatre positions différentes. <ol><li> Lancez le logiciel de commande de robot CT-IFP, initialiser le robot, et déplacer le robot à trois positions en entrant les x, y, z ciblage des positions et en cliquant sur le bouton &#39;go&#39;. </li><li> Prenez un scanner à la suivante x, y, z les coordonnées: (1) 0,0,0; (2) -10,0,0; (3) 0,7,0; et (4) 0,0,10. Sélectionnez 90 kV, 10 mA, 16 balayage sec en utilisant le logiciel CT-scanner et appuyez sur &quot;Démarrer&quot; pour lancer la numérisation. Reconstruire l&#39;analyse comme décrit dans 3.10. </li></ol></li><li> Lancez le logiciel d&#39;alignement de robot CT-IFP. Cliquez sur le bouton &quot;ajouter&quot; chargé dans la région &quot;Données d&#39;enregistrement» et sélectionnez les quatre balayages d&#39;enregistrement reconstruites obtenues en 4.3, puis cliquez sur «ouvert». REMARQUE: L&#39;emplacement de pixel du marqueur fiducial sera automatiquement entré dans le softwaré. <ol><li> Cliquez sur le bouton «Calculer Transformer» et puis cliquez sur le bouton «Appliquer Transformer». Cela génère des données d&#39;alignement qui sera utilisé pour convertir le robot CT-IFP système de coordonnées du tomodensitomètre système de coordonnées. Après la calibration est terminée, fixer la plate-forme de l&#39;animal au robot CT-IFP. </li></ol></li><li> Anesthetize chaque souris en utilisant 2% d&#39;isoflurane mélangé à l&#39;air médical ou de l&#39;oxygène et de confirmer par pincement de l&#39;orteil et en observant aucune réaction. Immobiliser animal sur la plate-forme de robot CT-IFP et de positionner la souris de telle sorte que la tumeur est accessible au système de robot CT-IFP. Immobiliser la tumeur en utilisant du ruban de telle sorte qu&#39;il ne se déplace pas lors de l&#39;IFP insertion de l&#39;aiguille. </li><li> Effectuer une analyse de micro-CT anatomique avant d&#39;insérer l&#39;aiguille IFP. Reconstruire les données CT en utilisant les étapes décrites dans 3.10. </li><li> Chargez les données CT insertion pré-aiguille dans le logiciel d&#39;alignement de robot CT-IFP. Ajuster la fenêtre et le niveau de visualiser la tumeur. Cliquez sur the rebord de la tumeur dans une image, puis cliquez sur un deuxième emplacement de la jante. REMARQUE: Le logiciel va calculer une série de positions le long d&#39;une ligne linéaire entre les deux positions. Noter que les coordonnées x, y et z les coordonnées d&#39;une série de 5 à 8 positions également espacées dans la liste. </li><li> Préparer le système PFI par rinçage de l&#39;aiguille avec une solution saline d&#39;héparine avant l&#39;insertion. </li><li> Entrez les premières positions de l&#39;aiguille prédéterminés dans le x, y, z, dans le logiciel de commande de robot CT-IFP et appuyez-move au bouton «go» pour déplacer le robot à la position désirée. Cliquez sur le bouton «Insérer l&#39;aiguille» pour insérer l&#39;aiguille dans le tissu. <ol><li> Après l&#39;insertion de l&#39;aiguille d&#39;assurer une bonne communication fluide entre l&#39;aiguille IFP et le tissu en pinçant et en libérant le tube de PE20, notant que les IFP mesure augmente et retourne à la valeur pré-pincement sur le logiciel d&#39;acquisition IFP. Rejeter les mesures qui ne reviennent pas à la ligne de base. </li></ol></li><li> Acquérir uneCT scan anatomique avec l&#39;aiguille insérée, puis cliquez sur le bouton &#39;Retract Needle&#39; sur le logiciel de commande de robot CT-IFP pour rétracter l&#39;aiguille du tissu. Rejeter toute mesure IFP où la valeur de l&#39;IFP ne revient pas à la valeur d&#39;insertion pré-aiguille après le retrait de l&#39;aiguille. Cela signifie que l&#39;aiguille peut avoir été bouché pendant la mesure. Répétez les étapes 04.08 à 04.10 pour chaque position de l&#39;aiguille. </li><li> Déterminer la position de l&#39;aiguille à l&#39;intérieur du volume de la tumeur en calculant x, y et z positions de l&#39;orifice de l&#39;aiguille par rapport au centre de masse du volume tumoral tel qu&#39;identifié dans le poste d&#39;insertion de balayage volumétrique CT de l&#39;aiguille. </li><li> animaux Retour à leur cage après toutes les mesures sont terminées. Ne pas laisser les animaux sans surveillance, et de prendre soin de les observer jusqu&#39;à ce que la conscience a été retrouvé et ils sont en mesure de maintenir décubitus sternale. </li></ol>

<ol><li>Seo, J. W., Zhang, H., Kukis, D. L., Meares, C. F., Ferrara, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+to+label+preformed+liposomes+with+64Cu+for+positron+emission+tomography+%28PET%29+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Bioconjugate+chemistry%22%5BJournal%5D)">A novel method to label preformed liposomes with 64Cu for positron emission tomography (PET) imaging.</a> Bioconjugate chemistry. 19 (12), 2577-2584 (2008).</li>
<li>Huang, H., Dunne, M., Lo, J., Jaffray, D., Allen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+Computed+Tomography-+and+Optical+Image-Based+Assessment+of+Liposome+Distribution%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Imaging%22%5BJournal%5D)">Comparison of Computed Tomography- and Optical Image-Based Assessment of Liposome Distribution.</a> Molecular Imaging. 12 (3), 148-160 (2013).</li>
<li>Stapleton, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mathematical+model+of+the+enhanced+permeability+and+retention+effect+for+liposome+transport+in+solid+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">A mathematical model of the enhanced permeability and retention effect for liposome transport in solid tumors.</a> PloS one. 8 (12), e81157(2013).</li>
<li>Zheng, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+multimodal+nano+agent+for+image-guided+cancer+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">A multimodal nano agent for image-guided cancer surgery.</a> Biomaterials. 67, 160-168 (2015).</li>
<li>Zheng, J., Liu, J., Dunne, M., Jaffray, D. A., Allen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+performance+of+a+liposomal+vascular+contrast+agent+for+CT+and+MR-based+image+guidance+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutical+research%22%5BJournal%5D)">In vivo performance of a liposomal vascular contrast agent for CT and MR-based image guidance applications.</a> Pharmaceutical research. 24 (6), 1193-1201 (2007).</li>
<li>Harrington, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effective+targeting+of+solid+tumors+in+patients+with+locally+advanced+cancers+by+radiolabeled+pegylated+liposomes%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Effective targeting of solid tumors in patients with locally advanced cancers by radiolabeled pegylated liposomes.</a> Clinical Cancer Research. 7 (2), 243-254 (2001).</li>
<li>Stapleton, S., Allen, C., Pintilie, M., Jaffray, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+perfusion+imaging+predicts+the+intra-tumoral+accumulation+of+liposomes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Control+Release%22%5BJournal%5D)">Tumor perfusion imaging predicts the intra-tumoral accumulation of liposomes.</a> J Control Release. 172 (1), 351-357 (2013).</li>
<li>Lammers, T., Kiessling, F., Hennink, W. E., Storm, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanotheranostics+and+image-guided+drug+delivery%3A+current+concepts+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Pharm%22%5BJournal%5D)">Nanotheranostics and image-guided drug delivery: current concepts and future directions.</a> Mol. Pharm. 7, 1899-1912 (2010).</li>
<li>Stapleton, S., Milosevic, M. F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStapleton%2C+S+%22Cancer+Targeted+Drug+Delivery%22">Cancer Targeted Drug Delivery</a>. , Springer. 241-272 (2013).</li>
<li>Blanco, E., Shen, H., Ferrari, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+nanoparticle+design+for+overcoming+biological+barriers+to+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+biotechnology%22%5BJournal%5D)">Principles of nanoparticle design for overcoming biological barriers to drug delivery.</a> Nature biotechnology. 33 (9), 941-951 (2015).</li>
<li>Heldin, C. H., Rubin, K., Pietras, K., Ostman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+interstitial+fluid+pressure+-+an+obstacle+in+cancer+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cancer%22%5BJournal%5D)">High interstitial fluid pressure - an obstacle in cancer therapy.</a> Nat Rev Cancer. 4 (10), 806-813 (2004).</li>
<li>Chauhan, V. P., Stylianopoulos, T., Boucher, Y., Jain, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+molecular+and+nanoscale+medicine+to+tumors%3A+transport+barriers+and+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+review+of+chemical+and+biomolecular+engineering%22%5BJournal%5D)">Delivery of molecular and nanoscale medicine to tumors: transport barriers and strategies.</a> Annual review of chemical and biomolecular engineering. 2, 281-298 (2011).</li>
<li>Bax, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+image-guided+robotic+needle+positioning+system+for+small+animal+interventions%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+physics%22%5BJournal%5D)">3D image-guided robotic needle positioning system for small animal interventions.</a> Medical physics. 40 (1), 011909(2013).</li>
<li>Stapleton, S., Milosevic, M., Tannock, I. F., Allen, C., Jaffray, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+intra-tumoral+relationship+between+microcirculation%2C+interstitial+fluid+pressure+and+liposome+accumulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Controlled+Release%22%5BJournal%5D)">The intra-tumoral relationship between microcirculation, interstitial fluid pressure and liposome accumulation.</a> Journal of Controlled Release. 211, 163-170 (2015).</li>
<li>Stapleton, S., Allen, C., Pintilie, M., Jaffray, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+perfusion+imaging+predicts+the+intra-tumoral+accumulation+of+liposomes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Control+Release%22%5BJournal%5D)">Tumor perfusion imaging predicts the intra-tumoral accumulation of liposomes.</a> J Control Release. 172 (1), 351-357 (2013).</li>
<li>Brix, G., Zwick, S., Kiessling, F., Griebel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacokinetic+analysis+of+tissue+microcirculation+using+nested+models%3A+multimodel+inference+and+parameter+identifiability%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+physics%22%5BJournal%5D)">Pharmacokinetic analysis of tissue microcirculation using nested models: multimodel inference and parameter identifiability.</a> Medical physics. 36 (7), 2923-2933 (2009).</li>
<li>Brix, G., Griebel, J., Kiessling, F., Wenz, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracer+kinetic+modelling+of+tumour+angiogenesis+based+on+dynamic+contrast-enhanced+CT+and+MRI+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22European+journal+of+nuclear+medicine+and+molecular+imaging%22%5BJournal%5D)">Tracer kinetic modelling of tumour angiogenesis based on dynamic contrast-enhanced CT and MRI measurements.</a> European journal of nuclear medicine and molecular imaging. 37 (1), 30-51 (2010).</li>
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Les auteurs n’ont rien à révéler

Les méthodes de mesure à base d&#39;images présentées ici permettent la détermination de la distribution spatiale des propriétés de la microcirculation de la tumeur, l&#39;IFP et l&#39;accumulation CT-liposome. Les tentatives précédentes pour rapporter ces propriétés se sont appuyés sur la réalisation de mesures en vrac à travers les animaux porteurs de tumeurs multiples et manquent donc de la sensibilité pour élucider les mécanismes responsables de l&#39; hétérogénéité de l&#39;accumulation intra-tumorale qui a souvent...

La mesure de l&#39;accumulation intra-tumorale des systèmes de délivrance de médicaments nanoparticulaires peut être un outil important pour déterminer si une concentration adéquate du médicament cytotoxique a été atteint à l&#39;intérieur de la tumeur. Le développement de systèmes liposomiques &quot; l&#39; image-mesure&quot; permet non invasive et quantitative in vivo de détection du véhicule de délivrance de médicaments en utilisant des modalités d&#39;imagerie telles que la tomographie par émission de positons (PET) 1, la fluorescence optique 2, et la tomodensitométrie (CT) 3, 4 et l&#39; imagerie par résonance magnétique (IRM) 5. L&#39; imagerie a été utilisée pour déterminer la pharmacocinétique et la biodistribution des systèmes de délivrance de liposomes et de révéler le degré d&#39;hétérogénéité inter-sujets et intra-tumorale de l&#39;accumulation des nanoparticules 6,7. Cependant, l&#39;imagerie de nanoparticules seule ne permet pas d&#39;identifier les barrières biologiques qui ont contribué à leur faible accumulation et la distribution. Cette connaissance est primordiale pour la rle développement ational des formulations plus efficaces, et les stratégies visant à améliorer l&#39; accumulation intra-tumorale 8. Il a été démontré que les stratégies thérapeutiques peuvent être appliqués pour moduler les barrières biologiques spécifiques , résultant en l&#39; amélioration du transport des nanoparticules 9. En outre, les formulations de nanoparticules ont été développées spécifiquement pour surmonter la barrière de transport 10 biologique spécifique. Dans les deux scénarios, les mesures des barrières biologiques pourraient être utilisés pour guider l&#39;utilisation d&#39;une stratégie de distribution de médicament nanoparticulaire approprié. Tumeur microcirculation et l&#39; IFP élevée sont considérés comme deux déterminants clés de l&#39;accumulation intra-tumorale des nanoparticules, telles que des liposomes, dans les tumeurs solides 9,11. Cependant, d&#39; autres obstacles qui contribuent à la mauvaise accumulation de liposomes comprennent une matrice extracellulaire dense, vasculature imperméable, et la pression de tissu solide 12. Ces obstacles sont liés dans une spatio-temporelleAinsi, avec le flux sanguin anormal et la pression du liquide interstitiel élevée étant deux facteurs importants de conduite de la livraison initiale et extravasation de nanoparticules. Tel que discuté précédemment, en établissant la relation entre la microcirculation de la tumeur, l&#39;IFP élevée, et l&#39;accumulation intra-tumorale des liposomes est indispensable pour une interprétation correcte des données d&#39;imagerie de liposomes. Ici, des méthodes quantitatives pour mesurer la relation entre la microcirculation de la tumeur, l&#39;IFP élevée, et l&#39;accumulation des nanoparticules dans une tumeur solide sont présentés. Ceci est accompli en effectuant des mesures de co-localisé de la distribution intra-tumorale d&#39;un agent de contraste liposomique CT en utilisant l&#39;imagerie CT volumétrique, la microcirculation de la tumeur en utilisant le contraste dynamique améliorée imagerie par tomographie assistée par ordinateur, et l&#39;IFP de la tumeur à l&#39;aide d&#39;un système de positionnement d&#39;aiguille robotisée guidée par l&#39;image, appelée le robot CT-13 IFP.

<table><tbody><tr><td>MDA-MB-231 cellules tumorales métastatiques de l’adénocarcinome du sein.</td><td>ATCC</td><td>HTB-26</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco’s Modified Eagle Medium (DMEM)&nbsp ;</td><td>Life Technologies</td><td>11965-092</td><td></td></tr><tr><td>Sérum de veau fœtal (FBS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F1051</td><td></td></tr><tr><td>HyClone Pénicilline-Streptomycine 100x Solution</td><td>GE Healthcare Life Sciences</td><td>SV30010</td><td></td></tr><tr><td>Trypsine-EDTA (0,05 %), rouge de phénol</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>25300-054</td><td></td></tr><tr><td>1,2-dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DPPC)</td><td>Avanti Lipids Inc., États-Unis</td><td>850355P</td><td></td></tr><tr><td>Cholestérol (CH)</td><td>Avanti Lipids Inc., États-Unis</td><td>700000P</td><td></td></tr><tr><td>1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-poly(ethylene glycol) 2000 (DSPE-PEG2000)</td><td>Avanti Lipids Inc., États-Unis</td><td>880128P</td><td></td></tr><tr><td>Omnipaque (Iohexol) 300 mg d’iode/ml&nbsp ;</td><td>GE Healthcare, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Membranes en polycarbonate Track-Etch 80 nm pour pores</td><td>Whatman Inc., USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Membranes en polycarbonate Track-Etch pour 200 nm</td><td>Whatman Inc., USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10 m Extrudeuse Lipex.</td><td>Nothern Lipids Inc, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sac de dialyse Molecular Weight Cut Off (MWCO) de 8 kDa</td><td>Spectrum Labs, États-Unis.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Colonne d’écoulement tangentielle de 750 000 poids moléculaire nominal coupé (NMWC)&nbsp ;</td><td>Cartouche d’ultrafiltration MidGee, GE Healthcare, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pompe péristaltique&nbsp ;</td><td>Watson Marlow Inc.,</td> spectromètre UV américain <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Helios &gamma ;, Spectronic Unicam,&nbsp ; Analyseur</td> de taille de particules USA <td></td><td></td></tr><tr><td>90Plus&nbsp ;</td><td>Brookhaven, Holtsville, États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Système micro-CT eXplore Locus Ultra&nbsp ;</td><td>GE Healthcare, CA</td><td></td><td>Manipulé à l’aide du logiciel CT-Console</td></tr><tr><td>AxRecon Reconstruction basée sur GPU</td><td>&nbsp ; Acceleware Corp. CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>27 G Cathéter SURFLO Winged Infusion Set</td><td>Terumo Medical Products, USA</td><td>SV*27EL</td><td></td></tr><tr><td>PE20 tube en polyéthylène</td><td>Becton Dickinson, USA</td><td>427406</td><td></td></tr><tr><td>Pointe du stylo 25 G &times ; 3.5&prime ; et prime ; Aiguille spinale Whitacre&nbsp ;</td><td>Becton Dickinson, USA</td><td>405140</td><td>Aiguille IFP</td></tr><tr><td>P23XL&nbsp ; transducteur de pression&nbsp ;</td><td>Harvard Apparatus, CA</td><td>P23XL</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 4/35, Bridge Amp, avec LabChart Pro 7.0</td><td>ADInstruments Pty Ltd., USA</td><td>PL3504, FE221</td><td>Système d’acquisition IFP et logiciel d’acquisition</td></tr><tr><td>CT-Sabre Small Animall Intervention system (CT-IFP Robot)</td><td>Parallax Innovations, CA</td><td></td><td>Manipulé à l’aide du robot CT-IFP Logiciel de contrôle</td></tr><tr><td>Logiciel d’alignement de robot CT-IFP Personnalisé</td><td></td><td></td><td> Logiciel Matlab Logiciel</td></tr><tr><td></td><td></td><td>d’analyse DCE-CT</td><td>Logiciel Matlab personnalisé</td></tr><tr><td>Matlab 2013b</td><td>Mathworks, États-Unis</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

mesures spatiales de perfusion, la pression du liquide interstitiel et liposomes accumulation dans solid tumors

Spatial Measurements of Perfusion, Interstitial Fluid Pressure and Liposomes Accumulation in Solid Tumors

L&#39;accumulation intra-tumorale hétérogène de liposomes est un facteur déterminant de leur efficacité. Tant la microcirculation tumorale chaotique et élevée IFP sont liés à la distribution intra-tumorale hétérogène de systèmes de délivrance de médicaments basés sur les nanotechnologies comme les liposomes. Dans la présente étude, la relation entre la microcirculation de la tumeur, l&#39; IFP élevée, et l&#39; accumulation des nanoparticules a été étudiée par expérimentation in vivo. Cela a été accompli par l&#39;évaluation de la microcirculation de la tumeur à l&#39;aide de contraste dynamique améliorée tomodensitométrie (DCE-CT) et la mesure de l&#39;IFP de la tumeur en utilisant un nouveau système de placement aiguille robotique guidée par l&#39;image connectée au scanner micro-CT. L&#39;accumulation intra-tumorale des liposomes a été déterminée par une évaluation d&#39;une formulation liposomale de nanoparticules qui encapsule de façon stable l&#39;iohexol d&#39;agent de contraste (CT-liposomes) à base d&#39;image TDM. imagerie CT a permis de co-localisation de la distribution spatiale deshémodynamique tumorales, l&#39;IFP et l&#39;accumulation CT-liposomes dans un modèle de xénogreffe sous-cutanée de souris individuelle du cancer du sein. Les mesures ont conduit à la découverte que la perfusion et la fraction volumique du plasma sont de puissants médiateurs de la distribution intra-tumorale des liposomes. De plus, les résultats suggèrent que l&#39;IFP joue un rôle indirect dans la médiation de la distribution de liposomes grâce à la modulation du débit sanguin.

Le protocole mentionné ci - dessus devrait donner CT-liposomes avec une concentration encapsulée de iohexol, le diamètre moyen des liposomes, et le potentiel zêta de 55 mg ml -1, 91,8 ± 0,3 nm et -45,5 ± 2,5 mV, respectivement. Figure 1a comprend représentant imagerie DCE-CT les résultats, ce qui donne une série chronologique des données volumétriques qui montrent les changements temporels dans l&#39;accumulation intra-tumorale de l&#39;iohexol. Sélection d&#3...

L’accumulation intra-tumorale hétérogène de liposomes a été liée à un microenvironnement tumoral anormal. Ici, des méthodes sont présentées pour mesurer la microcirculation tumorale par imagerie de perfusion et une pression de fluide interstitiel élevée (IFP) à l’aide d’un système robotique guidé par l’image. Les mesures sont comparées à l’accumulation intratumorale de liposomes, déterminée à l’aide de l’imagerie volumétrique par micro-tomodensitométrie.

Mesures spatiales de Perfusion, la pression du liquide interstitiel et Liposomes Accumulation dans Solid Tumors

The heterogeneous intra-tumoral accumulation of liposomes is a critical determinant of their efficacy. Both the chaotic tumor microcirculation and ...

L'objectif général de cette expérience est de relier l'accumulation intratumorale de nanomédicaments aux propriétés du microenvironnement tumoral, notamment la microcirculation tumorale et la pression interstitielle élevée du liquide, ou PIL. Cette méthode nous permet de répondre à des questions importantes concernant les nanomédicaments. Des questions telles que : qu'est-ce qui détermine l'absorption hétérogène des nanoparticules à l'intérieur d'une tumeur ?Le principal avantage de cette technique est qu'elle permet une cartographie spatiale co-localisée des propriétés du microenvironnement tumoral et de la distribution intratumorale des nanoparticules. Après avoir confirmé le niveau approprié d'anesthésie par réflexe podal, appliquer une pommade sur les yeux de la souris et fixer les membres de l'animal en position ventrale sur une fine planche en plastique. Ensuite, insérer un cathéter personnalisé de calibre 27 relié à un segment de 20 centimètres de tubulure PE10 dans la veine latérale de la queue et fixer la tubulure à l'aide de plusieurs morceaux de ruban adhésif.Remplissez maintenant une seringue d'un millilitre avec au moins 200 microlitres de liposomes de tomodensitométri

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L'écoulement du fluide interstitiel est élevée dans les tumeurs solides et peut moduler l'invasion des cellules tumorales. Nous décrivons ici une technique d'appliquer l'écoulement du fluide interstitiel aux cellules noyées dans une matrice, puis de mesurer ses effets sur l'invasion des cellules. Cette technique peut être facilement adapté pour étudier d'autres systèmes.

Tridimensionnelle modèle de culture cellulaire pour mesurer les effets de l&#39;écoulement des fluides interstitiels sur l&#39;invasion tumorale

Le nouveau protocole indiqué dans la présente étude permet une détection sélective des métastases pulmonaires à la résolution cellule unique chez la souris par...

Amélioration de la visualisation des métastases pulmonaires à la Résolution Single Cell chez les souris en combiné<em&gt; In situ</emPerfusion&gt; du tissu pulmonaire et coloration X-gal de<em&gt; LacZ</em&gt;-Tag cellules tumorales

Cette vidéo décrit une technique de mesure de la pression du liquide interstitiel à l’intérieur d’une tumeur par imagerie de perfusion à l’aide d’un système robotique guidé par l’image. Les mesures sont comparées à l’accumulation intra-tumorale de liposomes, au sein d’une tumeur solide.

Mesure spatiale de la pression du liquide interstitiel tumoral : méthode de mesure de la pression du liquide interstitiel

Dans cet article, nous présentons une méthode pour analyser les microvaisseaux tumoraux in vivo en utilisant la fluorescence dynamique vidéomicroscopie de contraste amélioré. Deux paramètres quantitatifs ont été acquises: densité capillaire fonctionnelle réfléchissant la vascularisation de la tumeur, et les fuites d'index reflétant la perméabilité de la paroi endothéliale.

Dans l&#39;imagerie in vivo de angiogenèse tumorale en utilisant la fluorescence confocale vidéomicroscopie

Une méthode est présentée pour mesurer la vitesse du flux sanguin microcirculatoire dans les métastases du cancer pulmonaire de la surface pleurale chez le rat de manière automatisée, en utilisant la microscopie intravitale pulmonaire à poitrine fermée. Ce modèle a le potentiel d’être utilisé comme outil généralisé pour effectuer des recherches physiologiques sur les métastases pulmonaires chez les rongeurs.

Mesure automatisée du flux sanguin Microcirculatory vitesse dans métastases pulmonaire des rats

L’utilisation des fluorophores pour l’imagerie in vivo peut être considérablement limitée par l’opsonisation, la clairance rapide, la faible sensibilité de détection et les effets cytotoxiques sur l’hôte. L’encapsulation des fluorophores dans les liposomes par hydratation et extrusion du film conduit à l’extinction et à la protection de la fluorescence, ce qui permet une imagerie in vivo avec une sensibilité de détection élevée.

Fluorescence-trempe d'un proche infrarouge fluorophore encapsulée dans des liposomes comme outil de In Vivo Imagerie optique

Ce protocole décrit l’imagerie intravitale des souris transgéniques exprimant des marqueurs fluorescents spécifiques des cellules. Intravitale imagerie fournit une méthode non invasive pour les observations à haute résolution dans les animaux vivants à l’aide de windows implantables permettant la visualisation microscopique des processus est possible. Cette méthode est particulièrement utile pour étudier les processus longitudinales.

La microscopie intravitale du système vasculaire associées à la tumeur en utilisant Advanced dorsale pli fenêtre Chambers sur des souris transgéniques fluorescents

Nous décrivons deux méthodes pour évaluer la perméabilité vasculaire transitoire liée au microenvironnement de tumeur de la fonction de porte de métastasie (TMEM) et de l'intravasation de cellules cancéreuses utilisant l'injection intraveineuse du poids moléculaire élevé (155 kDa) dextran chez les souris. Les méthodes incluent l'imagerie intravitale chez les animaux vivants et l'analyse des tissus fixes à l'aide de l'immunofluorescence.

Évaluation du microenvironnement tumoral de la perméabilité vasculaire médiée par la voie de la metastasie associée à la dissémination des cellules cancéreuses à l'aide de l'imagerie intravitale et de l'analyse des tissus fixes

L’objectif de ce protocole est de synthétiser des liposomes marqués par fluorescence et d’utiliser la cytométrie en flux pour identifier la localisation in vivo des liposomes au niveau cellulaire.

Préparation, administration et évaluation de l’absorption cellulaire in vivo de liposomes marqués par un colorant fluorescent

Ce protocole présente un modèle de tumeur sur puce physiologiquement pertinent pour effectuer des recherches fondamentales et translationnelles à haut débit sur le cancer humain, en faisant progresser le dépistage des médicaments, la modélisation des maladies et les approches de médecine personnalisée avec une description des procédures de chargement, d’entretien et d’évaluation.

Établissement d’un modèle physiologique de micro-tumeurs vascularisées humaines pour la recherche sur le cancer

L’application des résultats de la microscopie intravitale est mise à l’épreuve par sa faible profondeur de pénétration dans les tissus. Nous décrivons ici un modèle de souris à chambre de fenêtre dorsale qui permet le co-enregistrement de la microscopie intravitale et des modalités d’imagerie cliniquement applicables (par exemple, CT, IRM) pour une corrélation spatiale directe, rationalisant potentiellement la traduction clinique des résultats de la microscopie intravitale.

Modèle murin de tumeur à chambre fenêtre de pli cutané dorsal pour la microscopie intravitale combinée et l’imagerie par résonance magnétique dans la recherche translationnelle sur le cancer

Découvrez la cartographie spatiale de la perfusion tumorale, de la pression interstitielle et de l'accumulation de liposomes dans les tumeurs solides. Cette méthode avancée permet d'étudier la relation entre la microcirculation et la distribution des nanothérapeutiques.

Mesures spatiales de Perfusion, la pression du liquide interstitiel et Liposomes Accumulation dans Solid Tumors

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