Name: Création dabdominaux adhérences chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 44 s
Description: Apprenez une technique chirurgicale fiable pour créer des adhérences abdominales chez la souris avec une mortalité minimale. Cette méthode permet d'étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires impliqués dans la formation des adhérences post-opératoires.

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MDP a été soutenue par l&#39;American College of Surgeons (ACS) de bourses d&#39;études de recherche des résidents. MSH a été soutenu par le California Institute for Regenerative Medicine (CIRM) Fellow clinique subvention de formation TG2-01159. MSH, HPL et MTL ont été pris en charge par la Société américaine des chirurgiens maxillo (ASMS) / maxillo chirurgiens Foundation (MSF) Attribution de subventions de recherche. HPL a été soutenu par le NIH subvention R01 GM087609 et un don de Ingrid Lai et Bill Shu en l&#39;honneur d&#39;Anthony Shu. HPL et MTL ont été pris en charge par le laboratoire Hagey for Pediatric médecine régénérative et la Fondation Oak. MTL a été soutenue par le / Fonds Olivier Gunn.

Le protocole suivant a été approuvé par le Institutional soin et l&#39;utilisation des animaux Comité Université Stanford (IACUC) et respecte toutes les directives éthiques institutionnelles relatives à l&#39;utilisation des animaux de recherche. 1. Création d&#39;adhérences abdominales <ol><li> Commencez la souris sur l&#39;antibiotique chow régime une semaine avant la procédure. </li><li> Autoclave les instruments chirurgicaux et préchauffer la solution d&#39;irrigation saline. </li><li> Anesthetize la souris en utilisant 2% d&#39;isoflurane inhalée. </li><li> En utilisant une tondeuse à cheveux suivie d&#39;une application rapide (5 à 10 sec) d&#39;un agent épilatoire, retirer les cheveux de la majorité de la surface de l&#39;abdomen. Retirer soigneusement l&#39;agent dépilatoire en essuyant doucement avec de la gaze humide et, éventuellement, par tremper soigneusement la moitié inférieure de la souris dans l&#39;eau chaude. Sécher soigneusement l&#39;animal. </li><li> Placez le museau de l&#39;animal dans le cône de nez anesthésique. Pendant toute la chirurgie, suivre attentivement la rtaux espiratory de l&#39;animal et titrer le débit anesthésique au besoin. </li><li> Utilisez un dispositif de réchauffement, comme un coussin chauffant ou une lampe chauffante, pour prévenir l&#39;hypothermie. </li><li> Avant de préparer l&#39;abdomen, sécuriser la souris avec des bandes de ruban adhésif placé au-dessus et au-dessous de l&#39;abdomen pour empêcher la souris de se déplacer pendant la chirurgie. Désinfecter l&#39;abdomen avec de la bétadine, puis suivre avec 70% d&#39;éthanol. Inclure autant d&#39;espace que possible dans la préparation, y compris les cheveux sur les bords de la zone rasée. Placez un champ stérile sur la souris. (Figure 1) </li><li> Injecter par voie sous- cutanée 0,1 mg / kg de buprénorphine ou 3 ug pour une souris de 30 g. </li><li> Faire l&#39;incision de la peau. <ol><li> A partir de la ligne médiane abdominale inférieure, saisir la peau avec une pince et faire une coupe verticale peu profonde dans la peau en utilisant des ciseaux pointus. </li><li> Effectuer la coupe supérieurement à la xiphoïde avec les ciseaux. Prenez soin d&#39;entrer seulement la peau. </li></ol></li><li> Comme la musculature abdominale est un groupe now visible couvrant les viscères, saisir la ligne médiane de la musculature avec une pince et très soigneusement faire une petite incision dans l&#39;aide de ciseaux pointus. Assurez-vous de ne pas couper accidentellement dans un organe abdominal. </li><li> Après avoir entré l&#39;espace péritonéal avec une petite coupure et de voir la couche musculaire tirer loin des organes abdominaux, étendre la coupe haut et en bas en insérant les ciseaux dans l&#39;ouverture et la découpe soigneusement dans les deux sens. Prolongez l&#39;incision de la xiphoïde supérieurement au-dessus de la vessie inférieurement. (Figure 2) </li><li> Maintenant que les intestins sont exposés, localiser le caecum et extérioriser doucement. Éviter de saisir le caecum avec une pince à dents ou tranchants. Au lieu d&#39;utiliser une pince atraumatique comme un Adson pince dentelées. </li><li> Poncer le caecum avec du papier de verre. <ol><li> abraser doucement la surface entière des deux côtés de la caecum avec 100 papier de verre grain pour 30 - 60 secondes jusqu&#39;à ce que la surface devient Appea moins brillante et pétéchiesr sur la surface. Si le chirurgien est droitier, il contribue à orienter le caecum avec la pointe tournée vers la droite et le drapé du caecum sur l&#39;index gauche du chirurgien. (Figure 3) </li><li> Effectuer le ponçage en douceur, comme il est facile de provoquer accidentellement une perforation de la paroi du caecum mince. Une petite quantité de granularité doit être ressentie comme le papier de verre est déplacé le long de la surface du caecum. Si le papier de verre se fait sentir à plusieurs reprises sur la capture du caecum, cela va probablement provoquer une déchirure de la paroi du caecum. Regardez attentivement pour assurer que les particules de papier de verre ne délogent et restent dans l&#39;abdomen, car cela pourrait provoquer une réaction de corps étranger excessive. </li><li> Si une déchirure de la paroi caecale se produit, mettre fin à la procédure et euthanasier l&#39;animal. </li><li> Si un vaisseau sanguin caecum est cisaillé par le papier de verre et provoque des saignements, maintenez la pression pendant deux minutes avec de la gaze. Cependant, si le saignement persiste après cette heure, placez un monofilament de suture figure-de-huit 7-0 autour de lapoint de saignement. Cela arrêtera de manière fiable le saignement dans presque tous les cas. Prenez soin de ne pas incorporer une grande quantité de paroi caecale dans la suture, car cela risque de provoquer une nécrose de la partie impliquée de la paroi. </li></ol></li><li> Blesser le flanc droit de l&#39;abdomen. <ol><li> Utilisez une bande de papier de verre pour poncer la surface péritonéale du muscle de la paroi latérale abdominale droite. Soyez plus agressif avec le ponçage ici que sur le caecum et continuer jusqu&#39;à ce que toute la surface de la paroi latérale abdominale droite apparaît malmené. Éviter le ponçage si dur que la peau est visible à travers des ouvertures dans la couche musculaire. (Figure 4) </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un pilote d&#39;aiguille Castro-Viejo, placer entre deux et quatre huit figure-de-4-0 points de suture de soie dans la couche musculaire de la paroi latérale abdominale droite. Laissez les queues d&#39;environ 5 mm de long. Prenez soin de ne pas attraper accidentellement la paroi intestinale dans la suture. (Figure 5) </li></ol></li><li> En utilisant une seringue de 10 ml remplie with chauffé une solution saline, irriguer les intestins à plusieurs reprises. Diriger le flux de solution saline dans la cavité abdominale pour irriguer l&#39;intérieur aussi bien. Si la surface sous la souris devient trempé, déplacer la souris sur ou remplacer la surface, afin d&#39;éviter l&#39;hypothermie. </li><li> Utilisez une gaze stérile placée au-dessus de l&#39;incision pour absorber l&#39;excès d&#39;irrigation. </li><li> Prenez une pincée d&#39;amidon et saupoudrer sur la surface de la paroi latérale abdominale droite et sur les deux côtés du caecum. (Figure 6) </li><li> Assurez-vous qu&#39;il n&#39;y a pas de saignement actif. S&#39;il y a, utilisez une éponge de gaze pour appliquer une pression directement sur le point de saignement jusqu&#39;à ce qu&#39;il arrête. Si le saignement ne cesse pas facilement, placer une suture hémostatique tel que décrit ci-dessus. </li><li> Utilisation de l&#39;extrémité émoussée de la pince et un doigt, pousser doucement les intestins dans la cavité abdominale. Positionner le caecum à côté des points de suture dans la paroi latérale abdominale droite afin de maximiser la formation d&#39;adhérences. </li><li> Cperdre l&#39;incision abdominale. <ol><li> En utilisant 6-0 absorbable suture tressée, placez un point en cours d&#39;exécution dans la couche musculaire en haut de l&#39;incision. </li><li> Exécuter la suture vers le fond de l&#39;incision, qui réunit la couche musculaire. Voyage d&#39;environ 3 mm et prendre 3 piqûres mm avec chaque nouveau point. Prenez soin de ne pas prendre accidentellement un morceau d&#39;intestin en plaçant des sutures. </li><li> Au fond de l&#39;incision, laisser une boucle de suture de la morsure précédente et l&#39;utiliser pour instrument attacher la suture. Couper le fil de suture en laissant 5 mm queues. </li><li> Répétez les trois étapes ci-dessus avec 6-0 en nylon monofilament de suture pour fermer la peau. </li></ol></li><li> Administrer un 20 ml / kg sous-cutanée saline bolus (environ 0,5 ml pour une souris de 30 g). </li><li> L&#39;utilisation d&#39;une gaze sèche, bien sécher l&#39;animal entier, comme la fourrure dorsale a tendance à se mouiller lors de l&#39;irrigation. </li><li> Enroulez un pansement adhésif autour de l&#39;abdomen pour couvrir l&#39;incision. Prenez soin de ne pas contraindre l&#39;unles jambes nimal ou respiration mécanique avec le pansement. </li><li> Surveiller attentivement l&#39;animal car il se remet de l&#39;anesthésie. Administrer buprénorphine toutes les 12 heures pendant 2-3 jours après la procédure de contrôle de la douleur. </li></ol> 2. La récolte Adhérence Tissue <ol><li> Attendre un minimum de sept jours après la chirurgie initiale. Encore une fois, l&#39;autoclave instruments chirurgicaux et anesthésier la souris avec l&#39;isoflurane. </li><li> Stériliser l&#39;abdomen avec de la bétadine puis 70% d&#39;éthanol. Rasage et depilate cheveux supplémentaire du côté droit de l&#39;abdomen de sorte que l&#39;échantillon d&#39;adhérence contenant la peau ne seront pas couverts dans les cheveux, ce qui rend plus difficile l&#39;histologie. </li><li> Utilisez une incision paramédiane gauche, puisque l&#39;intestin est souvent collé à l&#39;incision d&#39;origine. À partir de l&#39;extrémité inférieure de l&#39;abdomen, à environ 5 mm à gauche de la partie inférieure de l&#39;incision initiale, saisir la peau avec une petite pince à dents et couper dans la peau avec des ciseaux pointus. Etendre cette coupe supérieurely à la cage thoracique. (Figure 7) </li><li> Avec des ciseaux, couper dans la couche musculaire et après l&#39;entrée dans l&#39;espace péritonéal, prolonger la coupe vers le haut et le bas de l&#39;incision. Il y aura un tissu adhésif provoquant le caecum et l&#39;intestin grêle à adhérer à la paroi latérale droite de l&#39;abdomen et éventuellement aussi à l&#39;incision initiale. (Figure 8) </li><li> À l&#39;aide des ciseaux et en commençant sur le bord de l&#39;incision, au-dessus du niveau du caecum, commencer à couper dans la paroi abdominale en cercle autour de la zone où l&#39;intestin est adhérent. </li><li> Alternant ci-dessus et au-dessous du niveau du caecum, couper progressivement tout le chemin autour de l&#39;adhérence et de compléter le cercle, ce qui donne une «île» de la peau et abdominale adhérente de la paroi à l&#39;intestin. (Figure 9) </li><li> Encore une fois en utilisant les ciseaux, couper dans l&#39;intestin et de séparer la partie adhérente du reste de l&#39;intestin, ce qui donne un sandwich de tissu qui se compose de la peau et la paroi abdominaled&#39;un côté, de l&#39;intestin de l&#39;autre côté, et le tissu adhésif reliant les deux entre les deux. (Figure 10) </li><li> Eventuellement, utiliser une paire de ciseaux pointus pour séparer fortement la peau du muscle de la paroi abdominale. Pour l&#39;histologie envisager de laisser la peau attachée, mais pour la digestion et l&#39;isolement cellulaire de la peau peut être enlevée. Si le tissu sera utilisé pour l&#39;histologie, assurez-vous d&#39;enlever le plus de matériel de suture que possible sans trop perturber l&#39;interface adhésive. Pour la digestion et l&#39;isolement de la cellule, il est acceptable de laisser les fils de suture en place aussi longtemps que le tissu de digestion est filtré. </li><li> Après l&#39;excision des tissus d&#39;adhérence, euthanasier la souris à l&#39;aide d&#39;une méthode humaine approuvée par votre comité institutionnel de l&#39;utilisation des animaux. </li></ol>

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</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils ont aucun intérêt financier concurrents.

Les étapes essentielles de cette procédure sont: abraser soigneusement le caecum sans provoquer la perforation, en plaçant des sutures dans la paroi latérale abdominale, et appliquer la bonne quantité d&#39;amidon. Seulement appliquer du papier de verre pour le caecum, ou à une petite partie spécifique de l&#39;intestin. Une large utilisation de papier de verre sur de grandes quantités de l&#39;intestin grêle a tendance à provoquer un iléus significatif. Prenez soin d&#39;abraser le caecum avec suffisamment de force que...

adhérences abdominales sont une forme de tissu cicatriciel qui se forment dans l&#39;abdomen en réponse à l&#39;inflammation, généralement après une intervention chirurgicale ou une infection intra-abdominale. Les adhérences sont une cause majeure de douleurs abdominales chroniques et l&#39; infertilité, et sont la cause la plus fréquente de l&#39; intestin grêle obstruction 1. La présence d&#39;adhérences rend la réalisation d&#39; une seconde opération abdominale plus difficile et augmente le risque de complications 2. Malgré des années de recherche, les mécanismes sous-jacents de la formation d&#39;adhérences restent mal connus. Il est connu qu&#39;une lésion initiale à la surface péritonéale provoque une exsudation de fibrine riche en fluide, qui constitue alors un caillot qui se lie à la surface des intestins et de la paroi abdominale , ainsi que 3. Plus tard, des fibroblastes et d&#39; autres cellules migrent dans l&#39;espace de l&#39; adhésif et du tissu conjonctif sécrètent 4. Au cours des mois à des années l&#39;adhésion arrive à maturité en développant les vaisseaux sanguins et les nerfs <sup&gt; 5. Il existe plusieurs produits commerciaux qui sont conçus pour réduire la formation d&#39;adhérences après une chirurgie abdominale (par exemple Seprafilm®). Tous ces produits agissent comme des barrières mécaniques et arrêter la formation d&#39;adhérences en empêchant le contact physique entre les boucles de l&#39; intestin et le 6,7 de la paroi abdominale. En dépit des preuves d&#39;un essai contrôlé qu&#39;une barrière d&#39;adhérence chirurgicale réduit la formation d&#39;adhérences 8, de nombreux chirurgiens ont été déçus anecdotique avec l&#39;efficacité des produits de barrière mécanique. Actuellement, il n&#39;y a pas de traitements anti-adhérence à base de médicaments, ce qui reflète le fait que les processus précis impliqués dans la formation d&#39;adhérences sont mal comprises. Le développement d&#39;une thérapie qui cible spécifiquement les agents cellulaires et moléculaires impliqués dans la formation d&#39;adhérences, il faudra une meilleure compréhension des événements qui sont impliqués dans la formation de l&#39;adhérence. Plusieurs groupess ont identifié les voies moléculaires qui peuvent être importants pour la formation d&#39;adhérences 9-11. Des modèles animaux fournissent un environnement exceptionnel pour étudier la formation d&#39;adhérences. De nombreuses études ont été publiées décrivant la création chirurgicale d&#39;adhérence chez plusieurs animaux, notamment le rat et la souris 6,12-14. Compte tenu de notre expérience avec l&#39;étude de la fibrose chez la souris et la grande disponibilité des souris transgéniques et des anticorps à base de souris, nous avons choisi la souris comme modèle pour l&#39;étude des adhérences. Ici, nous rapportons la technique que nous avons mis au point pour créer de façon reproductible et fiable des adhérences abdominales chez la souris.

<table><tbody><tr><td>Sous-couches absorbantes Fisherbrand, 20 po x 24 poFisher</td> <td>Scientific</td><td>14-206-62</td><td></td></tr><tr><td>Champ stérile polydoublé, 18 po x 24 po</td> <td>Jetables pour l’hôpital Busse</td><td>696</td><td>Découper un trou rectangulaire de la taille appropriée</td></tr><tr><td>Isothesia isoflurane</td><td>Henry Schein&nbsp ;</td><td></td><td></td>050033</tr><tr><td>Fisherbrand Tampon de gaze de coton stérile, 4 » x 4</td>"<td>Fisher Scientific</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Pommade ophtalmique à la vaseline Puralube, tube de 1/8 oz</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Crème dépilatoire</td><td>Nair Church & Dwight Co.</td><td>22339-05</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex buprénorphine&nbsp ; 0,3 mg/ml</td><td>Reckitt Benckiser Pharmaceuticals Inc.</td><td>NDC 12496-0757-5</td><td></td></tr><tr><td>Seringue à insuline de 1 cc, 27&nbsp ; G</td><td>Becton Dickinson</td><td>329412</td><td></td></tr><tr><td>Povidone Solution de préparation à l’iode</td><td>Medline</td><td>MDS093944H</td><td></td></tr><tr><td>Webcol Tampons de préparation à l’alcool</td><td>Covidien</td><td>6818</td><td></td></tr><tr><td>Ruban d’étiquetage Labarotory à usage général</td><td>VWR</td><td>89097-912</td><td></td></tr><tr><td>Gants chirurgicaux BioGel PI</td><td>M&ouml ; lnlycke Health Care</td><td>ALA42675Z</td><td></td></tr><tr><td>Micro Pince à dents</td><td>Roboz</td><td>RS-5150</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux fins - tranchants</td><td>Outils de science fine</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Pince dentelée droite</td><td>Outils de science fine</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Tourne-aiguille Castro-Viejo</td><td>Outils de science fine</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>Grain 100 1/4 feuille de papier de verre</td><td>ACE Quincaillerie</td><td>1010446</td><td>Couper en bandes</td></tr><tr><td>4-0 suture en soie, 30 », aiguille SH</td><td>Ethicon</td><td>K831</td><td></td></tr><tr><td>7-0 PDS II suture monofilament résorbable, 30 », aiguille BV-1</td><td>Ethicon</td><td>Z135</td><td>Généralement livré à double bras. Coupez la suture à mi-chemin pour générer deux sutures utilisables.</td></tr><tr><td>Amidon de riz</td><td>MP Biomedicals</td><td>102955</td><td></td></tr><tr><td>0,9 % Chlorure de sodium Irrigation</td><td>Baxter</td><td>BHL2F7121</td><td>Chaud à 37 &deg ; C avant utilisation</td></tr><tr><td>Seringue de 10 ml</td><td>Becton Dickinson</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Suture tressée résorbable Vicryl, 18 », aiguille conique RB-1 Ethicon</td><td></td><td>J212H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Ethilon monofilament de nylon, 18 », aiguille P-3, etc.</td><td>Ethicon</td><td>1698G</td><td></td></tr><tr><td>Tegaderm Film Transparent Dressing Frame Style, 6 cm x 7 cm</td><td>3M</td><td>1624W</td><td>Coupé en deux dans le sens de la longueur</td></tr></tbody></table>

création d&#39;abdominaux adhérences chez la souris

Creation of Abdominal Adhesions in Mice

Les adhérences abdominales consistent en un tissu fibreux qui se forme dans l’espace péritonéal en réponse à une agression inflammatoire, généralement une intervention chirurgicale ou une infection intra-abdominale. Les mécanismes précis sous-jacents à la formation de l’adhésion sont mal compris. De nombreux composés et barrières physiques ont été testés pour leur capacité à prévenir les adhérences après une intervention chirurgicale avec des niveaux de succès variables. La souris et le rat sont des modèles importants pour l’étude des adhérences abdominales. Plusieurs techniques différentes pour la création d’adhérences chez la souris et le rat existent dans la littérature. Nous décrivons ici un protocole utilisant l’abrasion du caecum avec du papier de verre et des sutures placées dans la paroi latérale abdominale droite. La souris est anesthésiée et l’abdomen est préparé. Une laparotomie médiane est créée et le caecum est identifié. Le papier de verre est utilisé pour abraser doucement la surface du cæcum. Ensuite, plusieurs sutures en forme de huit sont placées dans le péritoine de la paroi latérale abdominale droite. La cavité abdominale est irriguée, une petite quantité d’amidon est appliquée et l’incision est fermée. Nous avons constaté que cette technique produit les adhésions les plus constantes avec le taux de mortalité le plus bas.

<html> A sept jours après la chirurgie, le caecum et éventuellement le côlon ascendant, le foie et les boucles de l&#39;intestin grêle doit être adhérente à la paroi abdominale du côté droit. (Figure 8) de tissu excisé peut être intégré et sectionné et donnera d&#39; excellentes lames histologiques. (Figure 11, 12) Lorsque la procédure est exécutée correctement, 100% des souris devrait avoir de...

Les adhérences abdominales qui se forment après la chirurgie sont une cause majeure de douleur, d’infertilité, d’hospitalisation et de réopération pour une occlusion de l’intestin grêle. Notre procédure chirurgicale de création d’adhérences abdominales chez la souris est un outil fiable pour étudier les mécanismes sous-jacents à la formation des adhérences.

Création d&#39;abdominaux adhérences chez la souris

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or ...

L'objectif général de cette procédure est de produire de manière reproductible des adhérences abdominales chez la souris tout en minimisant la mortalité. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine des adhérences abdominales, telles que les cellules, macromolécules, voies de signalisation et cytokines impliquées dans la formation des adhérences. Les principaux avantages de cette technique sont que les souris développent des adhérences à 100 % des cas et que le taux de mortalité est très faible lorsque la procédure est correctement réalisée.En général, les personnes novices dans cette procédure éprouvent des difficultés à appliquer la force appropriée lors de l'utilisation du papier de verre, ainsi qu'à doser correctement l'amidon. Une démonstration visuelle de cette technique est essentielle, car une force excessive peut perforer le caecum, tandis qu'une force insuffisante pourrait ne pas entraîner la formation d'adhérences. Le jour de l'intervention, utilisez une tondeuse à poils pour raser le pelage abdominal de l'animal anesthésié.Ensuite, transférez l'animal sur un dispositif de réchauffage et fixez les membres avec du ruban adhésif. Puis, désinfectez l'abdomen avec de la bétadine, suivie d'éthanol à 70 %, en prenant soin d'inclure les poils situés aux bords de la zone rasée. Placez un champ stérile sur la souris.Ensuite, saisissez la peau de la région abdominale inférieure avec une pince et pratiquez une petite incision verticale superficielle. Poursuivez l'incision jusqu'au processus xiphoïde. Saisissez ensuite les muscles abdominaux au niveau de la ligne médiane et utilisez des ciseaux pointus pour pratiquer une petite incision avec précaution, en veillant à éviter les organes internes.Lorsque les organes abdominaux sont visibles, insérez les ciseaux dans l'incision et coupez soigneusement dans les deux sens afin d'étendre la coupure depuis l'appendice xiphoïde jusqu'au-dessus de la vessie. Une fois les intestins exposés, repérez le caecum et utilisez une pince atraumatique pour extérioriser délicatement le tissu. Orientez le caecum de manière à ce que son extrémité soit dirigée vers la main dominante et placez le caecum sur l'index de la main non dominante.À l’aide d’un papier de verre à grain 100, frottez délicatement toute la surface des deux côtés de l’intestin externalisé pendant 30 à 60 secondes. Une légère rugosité doit être ressentie lors du déplacement du papier de verre sur la surface du caecum. Si un vaisseau sanguin caecal est sectionné pendant l’abrasion, appliquez doucement un morceau de gaze sur le site de saignement pendant deux minutes maximum.Si le saignement persiste après deux minutes, placer une suture monofilament de 870 en forme de huit autour du vaisseau. Lorsque la surface cæcale devient moins brillante et que des pétéchies apparaissent, utiliser une nouvelle bande de papier de verre pour abraser la surface péritonéale du muscle de la paroi latérale droite de l'abdomen jusqu'à ce que toute la surface de la paroi latérale paraisse rugueuse. Ensuite, utiliser un porte-aiguille de Castroviejo pour placer deux à quatre points de suture en soie 840 en forme de huit dans la couche musculaire de la paroi latérale droite de l'abdomen, en laissant des extrémités fines d'un millimètre de long.Utilisez une seringue de 10 millilitres d’eau salée tiédie pour irriguer plusieurs fois les intestins et la cavité abdominale. Si la zone sous la souris est imbibée, déplacez-la sur une surface sèche afin d’éviter l’hypothermie. Une fois les intestins correctement irrigués, placez une compresse stérile sur l’incision pour absorber l’excès de solution saline.Ensuite, positionner le caecum à côté des points de suture sur la paroi latérale droite de l'abdomen. Appliquer une pression à l’aide d’un tampon de gaze sur tous les points présentant un saignement actif. Puis saupoudrer une pincée d’amidon de riz sur la surface de la paroi latérale droite de l’abdomen et sur le caecum.Pour fermer l'abdomen, utilisez un fil résorbable tressé 60 pour poser un point continu dans la couche musculaire au sommet de l'incision. Passez le fil vers le bas de l'incision, rapprochant des sections de trois par trois millimètres de la musculature à chaque nouveau point. Au bas de l'incision, laissez une boucle de fil issue du point précédent pour nouer le fil avec un instrument, puis coupez le fil en laissant des extrémités de cinq millimètres.Utilisez un fil de suture monofilament en nylon 60 pour fermer la peau de la même manière. Ensuite, administrez un bolus de sérum physiologique de 20 millilitres par kilogramme par voie sous-cutanée et séchez entièrement l'animal avec une gaze propre. Enfin, appliquez un pansement adhésif autour de l'incision de façon lâche, en prenant soin de ne pas entraver les membres de l'animal ni sa mécanique respiratoire, et surveillez la souris jusqu'à ce qu'elle soit complètement réanimée.Sept jours après la chirurgie, le cæcum et éventuellement le côlon ascendant, le foie ainsi que les anses intestinales grêles doivent être adhérents à la paroi abdominale droite. L'inclusion et la section du tissu abdominal excisé produisent d'excellentes préparations pour des analyses histologiques et immunohistochimiques. Une fois cette procédure maîtrisée, elle peut être réalisée en moins de 30 minutes.Après cette procédure, d'autres méthodes telles que la PCR quantitative et la culture sur fibre de verre peuvent être utilisées pour répondre à des questions concernant l'expression génique au sein du tissu d'adhérence.

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