Name: Une approche alternative pour la préparation de léchantillon avec une faible Nombre de cellules danalyse TEM (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-10-12T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: Apprenez une méthode de préparation d'échantillons à faible nombre de cellules pour l'analyse en microscopie électronique à transmission. Cette technique permet d'obtenir des résultats qualitatifs et quantitatifs reproductibles sur des cellules souches hématopoïétiques.

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Nous remercions le Pathology Research Core pour son aide dans les études d’analyse au microscope électronique au Cincinnati Children’s Hospital Medical Center. Le travail a été soutenu par le NIH (American Society of Hematology Bridge award to-MDF ; R01 DK102890 au MDF).

Toutes les procédures expérimentales ont été approuvées par le comité d&#39;animaux dans les institutions à la recherche de la Fondation du Cincinnati Children. Pour cette étude, des cellules souches hématopoïétiques ont été isolées de la moelle osseuse de souris C57BL / 6 consanguines âgées de 2 - 4 mois. Cellule de tri en utilisant FACS après coloration des BM avec différents fabricants de surface , y compris Lineage, c-Kit, Sca-1, Flt3 et CD34 a été utilisé pour la purification de HSC basée sur Lin- Sca-1 + c-Kit + Flt3 - CD34 - gating stratégie comme protocole standard décrit avant 8. ATTENTION: Plusieurs produits chimiques hautement toxiques sont utilisés au cours de cette procédure. Ceux-ci sont toxiques par inhalation et par contact avec la peau. S&#39;il vous plaît porter des gants et des vêtements de protection. Travailler dans une hotte tout en travaillant avec ces produits chimiques. 1. Les cellules, fixation, coloration et pré-encastrement <ol><li> Trier 10.000 cellules souches hématopoïétiques ( à l&#39; aide de Lin - Sca-1 <sup&gt; + c-Kit + Flt3 - CD34 - gating stratégie; Population LT-HSC) dans un tube de 1,5 ml contenant 600 pi de milieu de Dulbecco modifié par Iscove (IMDM) avec 10% de sérum fœtal bovin en utilisant FACS. </li><li> Isoler CSH triés à 1000 xg pendant 10 min dans un tube de 1,5 ml à l&#39;aide d&#39;une centrifugeuse avec des seaux de swing-out. Retirez milieu par aspiration douce et laisser 200 milieu ul dans les tubes à chaque étape. A ce stade, le culot cellulaire reste invisible dans le tube. </li><li> Fixer les cellules par addition de 0,2 ml d&#39; une solution fixative 2x à température ambiante (TA) pendant 1 heure 1,9. <ol><li> Faire la solution de fixateur frais avant utilisation. 1x, la solution est composée de 3% de paraformaldehyde et 2,5% de glutaraldéhyde dans un tampon cacodylate 0,1 M. </li></ol></li><li> Centrifuger les cellules à 1000 g pendant 10 min à 30 ° C en utilisant une centrifugeuse avec des seaux swing-out. </li><li> Laver les cellules avec 600 pi de tampon cacodylate 0,1 Mpar centrifugation et laisser un tampon de 200 pi dans le tube après centrifugation. </li><li> Colorer les cellules fixées par addition de 200 ul d&#39;une solution de Bleu Evans / ml 2 mg dans du tampon cacodylate et laisser incuber pendant 20 min à température ambiante. Les cellules seront de couleur bleue. </li><li> Laver les cellules 3 fois avec 600 pi de tampon cacodylate 0,1 M en utilisant la centrifugation et laisser un tampon de 200 pi dans le tube à chaque fois. </li><li> Remettre en suspension les cellules dans un tampon de 200 ul et transférer la suspension cellulaire à un tube de 0,5 ml. Centrifuger à 1000 xg pendant 10 min en utilisant une centrifugeuse de dessus de table. Retirer le tampon doucement sans déranger le petit culot cellulaire maintenant visible, et de laisser un tampon de 50 pi dans le tube. </li><li> Ajouter 200 mg d&#39;agarose à bas point de fusion 5 ml de tampon cacodylate 0,1 M dans le tube de 15 ml d&#39;une solution d&#39;agarose à 4%. Faire fondre l&#39;agarose en transférant le tube à l&#39;eau bouillante dans une bouteille en verre de 100 ml et maintenir tiède jusqu&#39;à utilisation. </li><li> Ajouter 200 pi de 4% de fusion bas dissous agarose dans 0,1 M cacodylaun tampon TE à la suspension cellulaire dans un tube de 0,5 ml et immédiatement centrifuger à 1000 g pendant 10 min à 30 ° C en utilisant une centrifugeuse de table. </li><li> Après avoir vérifié que les cellules sédimentées au fond du tube de 0,5 ml dans de l&#39;agarose semi-solide après centrifugation, on transfère immédiatement le tube à 4 ° C ou sur la glace pendant 20 minutes pour solidifier la gélose. Cette étape est très critique, car un petit culot cellulaire visible à cette étape aboutit à un bon groupe de cellules au microscope électronique. </li><li> Soigneusement transférer l&#39;agarose solidifié contenant le culot cellulaire du tube à un plastique plat de 35 mm de Petri contenant un tampon en utilisant une aiguille G 3,10 27. </li><li> Rogner les agarose solidifiées contenant le culot cellulaire dans une pièce d&#39;environ 1 - 2 mm avec un scalpel. Transférer le morceau d&#39;agarose contenant le culot cellulaire dans un nouveau tube de 1,5 ml. </li><li> Laver 2 - 3 fois en utilisant 600 pi de tampon cacodylate 0,1 M en ajoutant et en enlevant le tampon en utilisant la pipette sans centrifugation. En utilisant ce morceau d&#39;agarose contenant le culot cellulaire pour l&#39;étape suivante. A cette étape, l&#39;échantillon peut être conservé à 4 ° C pendant une nuit avant de passer à l&#39;étape suivante. </li></ol> 2. Osmification, Déshydratation, Embedding <ol><li> Retirer le tampon cacodylate à partir du tube de 1,5 ml avec le culot cellulaire contenant de l&#39;agarose à l&#39;aide d&#39;une pipette. Ajouter 1,0 ml de 1% tétraoxyde d&#39; osmium (OSO 4) solution dans une hotte, et incuber pendant 1 heure à 4 ° C. </li><li> Laver trois fois avec 600 pi de tampon cacodylate 0,1 M et transférer l&#39;échantillon à 20 ml à scintillation en verre du flacon avec un bouchon. </li><li> Traiter l&#39;échantillon pour la déshydratation, l&#39; infiltration et l&#39; incorporation dans la résine (par exemple, LX-112) avec modifications en série des solutions suivantes dans une plaque à 6 puits. Déplacer la pièce d&#39;agarose cellule-pastille en utilisant une pince. <ol><li> Immerger l&#39;échantillon dans 25% d&#39;éthanol à température ambiante pendant 15 min. </li><li> Immerger l&#39;échantillon dans 50% d&#39;éthanol à température ambiante pendant 15 min. </li><li> Immerger l&#39;échantillon dans 75%l&#39;éthanol, à la température ambiante pendant 15 min. </li><li> Immerger l&#39;échantillon dans l&#39;éthanol à 95% à température ambiante pendant 15 min. </li><li> Immerger l&#39;échantillon dans 100% d&#39;éthanol à la température ambiante pendant 15 minutes, deux fois. </li><li> Immerger l&#39;échantillon dans un mélange éthanol: résine (3: 1) à température ambiante pendant 30 min. </li><li> Immerger l&#39;échantillon dans un mélange éthanol: résine (1: 1) à température ambiante pendant 30 min. </li><li> Immerger l&#39;échantillon dans un mélange éthanol: résine (1: 3) à la température ambiante pendant 30 min. </li><li> Immerger l&#39;échantillon dans la résine pure à la température ambiante pendant 60 minutes, deux fois. </li></ol></li><li> Transférer l&#39;échantillon vers le bas de la pointe de la pyramide moule en caoutchouc en forme soigneusement à l&#39;aide de pinces et d&#39;ajouter une résine plus pure sur le dessus de l&#39;échantillon pour remplir le moule. Incuber l&#39;échantillon à 60 ° C pendant 72 h pour la polymérisation de la résine. </li><li> Retirer la pyramide de résine polymérisée à partir des moules en tordant le moule en caoutchouc. Une petite grappe noire de cellules doit être visible dans la pyramide de résine polymérisée, comme décrit précédemment 7. Fixer la pyramide de résine polymérisée sur le cylindre de montage en utilisant cyanoacrylate. </li></ol><ol><li> Couper le bloc de pyramide avec une lame de rasoir et un couteau de diamant après le montage du bloc sur un ultra-microtome. Faire une forme trapézoïdale large courte avec le haut et le bas du bloc parallèle à l&#39;autre, et avec des côtés uniformément inclinées. Cette forme de la pyramide aide pour la coupe de série. </li><li> En outre, couper le bloc autour du culot cellulaire avec le couteau de diamant et enlever les sections en plastique autour de la pièce d&#39;agarose de culot cellulaire. </li><li> Couper 1 um sections à l&#39;aide d&#39;un ultra-microtome. Déplacez les 1 um sections du bateau de l&#39; eau sur une lame de verre à l&#39; aide d&#39; un outil de cils et un outil de boucle métallique comme indiqué précédemment 7. sections de transfert sur des diapositives et des diapositives de transfert à la plaque chaude (37 ° C) pour le séchage. </li><li> Ajouter une goutte de solution de bleu de toluidine, les sections à l&#39;aide d&#39;une seringue équipée de filtre de 0,22 um et laisser incuber pendant 3 min. Rincer les lames avec de l&#39;eau distillée et let les sections sèches. Vérifier au microscope optique pour identifier la position des cellules. </li><li> Couper des sections ultra-minces (70-100 nm) à l&#39;aide d&#39;un couteau de diamant. Déplacer 2 - 3 sections sur des grilles de 200 mailles du bateau de l&#39;eau à une boîte de Pétri en verre en utilisant un outil de cil. </li><li> Transférer la boîte de Pétri en verre contenant des grilles avec des sections sur une plaque chaude à 30 ° C pour sécher les sections pendant 30 min. </li><li> Colorer les grilles avec des gouttes de 1% d&#39;acétate d&#39;uranyle à température ambiante pendant 10 minutes, puis rincer à l&#39;eau distillée 6 - 8 fois. Colorer avec Reynolds citrate de plomb, à la température ambiante pendant 5 minutes et rincer à l&#39;eau distillée 6 - 8 fois. Transférer la boîte de Pétri en verre contenant les grilles à une plaque chaude à 37 ° C pour sécher les sections. </li><li> Analyser les sections avec un microscope électronique à 80 kV 7. </li></ol>

<ol><li>Bozzola, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conventional+specimen+preparation+techniques+for+transmission+electron+microscopy+of+cultured+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Conventional specimen preparation techniques for transmission electron microscopy of cultured cells.</a> Methods Mol Biol. 369, 1-18 (2007).</li>
<li>Leapman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+techniques+in+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Novel techniques in electron microscopy.</a> Curr Opin Neurobiol. 14, 591-598 (2004).</li>
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<li>Taupin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Processing+scarce+biological+samples+for+light+and+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Histochem%22%5BJournal%5D)">Processing scarce biological samples for light and transmission electron microscopy.</a> Eur J Histochem. 52, 135-139 (2008).</li>
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<li>Oorschot, V., de Wit, H., Annaert, W. G., Klumperman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+flat-embedding+method+to+prepare+ultrathin+cryosections+from+cultured+cells+in+their+in+situ+orientation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Histochem+Cytochem%22%5BJournal%5D)">A novel flat-embedding method to prepare ultrathin cryosections from cultured cells in their in situ orientation.</a> J Histochem Cytochem. 50, 1067-1080 (2002).</li>
<li>Kumar, S., Ciraolo, G., Hinge, A., Filippi, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+efficient+and+reproducible+process+for+transmission+electron+microscopy+%28TEM%29+of+rare+cell+populations%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol+Methods%22%5BJournal%5D)">An efficient and reproducible process for transmission electron microscopy (TEM) of rare cell populations.</a> J Immunol Methods. 404, 87-90 (2014).</li>
<li>Chen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enrichment+of+hematopoietic+stem+cells+with+SLAM+and+LSK+markers+for+the+detection+of+hematopoietic+stem+cell+function+in+normal+and+Trp53+null+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Hematol%22%5BJournal%5D)">Enrichment of hematopoietic stem cells with SLAM and LSK markers for the detection of hematopoietic stem cell function in normal and Trp53 null mice.</a> Exp Hematol. 36, 1236-1243 (2008).</li>
<li>Hopwood, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+reactions+between+formaldehyde%2C+glutaraldehyde+and+osmium+tetroxide%2C+and+their+fixation+effects+o+bovine+serum+albumin+and+on+tissue+blocks%5BTitle%5D)+AND+%22Histochemistry%22%5BJournal%5D)">The reactions between formaldehyde, glutaraldehyde and osmium tetroxide, and their fixation effects o bovine serum albumin and on tissue blocks.</a> Histochemistry. 24, 50-64 (1970).</li>
<li>Saini, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nitric+oxide+synthase+localization+in+the+rat+neutrophils%3A+immunocytochemical%2C+molecular%2C+and+biochemical+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Leukoc+Biol%22%5BJournal%5D)">Nitric oxide synthase localization in the rat neutrophils: immunocytochemical, molecular, and biochemical studies.</a> J Leukoc Biol. 79, 519-528 (2006).</li>
<li>Kumar, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+small+GTPase+Rap1b+negatively+regulates+neutrophil+chemotaxis+and+transcellular+diapedesis+by+inhibiting+Akt+activation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">The small GTPase Rap1b negatively regulates neutrophil chemotaxis and transcellular diapedesis by inhibiting Akt activation.</a> J Exp Med. 211, 1741-1758 (2014).</li>
</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à dévoiler.

Cette méthode permet une analyse TEM sur un faible nombre de cellules, en utilisant Evans coloration bleu et agarose enrobage pour localiser une pastille de cellules minuscules lors de la déshydratation, enrobage de résine et les processus sectionner. Surtout, il maintient ensemble des agrégats de cellules et la cellule conserve l&#39;ultra-structure, qui est souhaitable d&#39;examiner de multiples cellules pour la quantification des données. Dans les études TEM, une boulette cellulaire cont...

Détails ultra-structuraux et sous-organelles de cellules ont principalement été révélée par microscopie électronique à transmission (MET) des études de tissus ou des culots cellulaires 1,2. des morceaux solides de tissus peuvent être facilement utilisés pour des études de microscopie électronique. Cependant, TEM analyse 1,3 sur des cellules en suspension restent difficiles et nécessitent le nombre de cellules élevées, à savoir, des millions de cellules. De ce fait , les analyses structurelles des ultra-populations de cellules rares en suspension, par exemple, des cellules souches hématopoïétiques (CSH), ne sont pas facilement évalués. Plusieurs tentatives d&#39;analyse TEM à partir d&#39;échantillons rares en utilisant cytocentrifugation ou monocouche approches ne parviennent pas à obtenir des données quantitatives significatives du nombre limité de cellules. Ainsi, l&#39;exigence d&#39;un nombre élevé de cellules limite l&#39;utilisation de cet outil puissant pour comprendre les détails ultrastructuraux subcellulaire des populations de cellules rares. Une limitation clé pour les études TEM avec un nombre limité de celluless en suspension est la localisation des cellules de traitement et donc, les études TEM provenant de cellules limitées avec en particulier les petites tailles restent difficiles. Plusieurs approches alternatives ont été adoptées pour contrer cette limitation: la BSA / bisacrylamide (BSA-BA) de polymérisation médiée de la suspension cellulaire, la coloration des cellules avec un colorant pour les rendre visibles sur un support de film mince comprenant des lamelles, et TEM analyse à partir de préparations de cytocentrifugation 4-6. Cependant, le succès très limité a été atteint, que très peu de cellules ont été trouvées dans les sections après ultra-tronçonnage. Le principal défi de l&#39;identification des cellules rares persiste parce que la monocouche cellulaire reste la plupart du temps invisible dans le gel solidifié pour sectionner. En outre, la préparation Cytospin de cellules peut modifier leur organisation cellulaire en raison de l&#39;étalement cellulaire et la fragilité de la structure cellulaire. Par conséquent, ces inconvénients inhérents justifient une nouvelle approche pour réaliser des études de TEM à partir de populations de cellules rares avec pluscohérence. Pour surmonter ce problème, nous avons décrit un procédé nouveau et de préparation d&#39;échantillons alternative pour les études TEM de populations de cellules rares 7. Nous rapportons ici un protocole de préparation d&#39;échantillon efficace pour effectuer TEM à partir d&#39;échantillons biologiques rares avec des résultats qualitatifs et quantitatifs cohérents. Evans coloration au bleu a été réalisée après la fixation de localiser un culot cellulaire minuscule à partir de cellules de faible nombre, à savoir, 10.000 moelle osseuse souches hématopoïétiques et des cellules progénitrices qui, autrement , sont restés invisibles, et le culot a été incorporé dans l&#39; agarose avant que les processus de déshydratation et de résine enrobage. Cette méthode pôles de cellules ensemble et permet une analyse efficace de l&#39;ultrastructure et de l&#39; organisation subcellulaire des cellules souches hématopoïétiques (identifié comme Lin - Sca-1 + c-Kit + Flt3 - CD34 -; HSC), rare 0,2 - population de cellules à 0,5% dans la moelle osseuse. Cette pro expérimentaletocol peut être utile pour réaliser des études ultra-structurelles et obtenir des résultats quantitatifs sur de nombreuses populations rares mais très importants.

<table><tbody><tr><td>Paraformaldéhyde 20 % Aqueux Soln</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>15713</td><td><fort>ATTENTION</fort> Toxique par inhalation, contact cutané. Portez des gants, utilisez une hotte.</td></tr><tr><td>Gluteraldéhyde 70 % Aqueux Soln</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>16350</td><td><fort>ATTENTION</fort> Toxique par inhalation, contact cutané. Portez des gants, utilisez une hotte.</td></tr><tr><td>Tampon de cacodyladate&nbsp ;</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>12300</td><td>Faire un tampon de cacodyladate de 0,1 M (pH 7,4) dans de l’eau distillée, conserver à 4 &deg ;C. <fort>ATTENTION</fort> Irritant par inhalation ou contact avec la peau, porter des gants et travailler dans une hotte.</td></tr><tr><td>Evans Blue&nbsp ;</td><td>Sigma</td><td>E-2129</td><td></td></tr><tr><td>Agarose à bas point de fusion&nbsp ;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A-5030</td><td></td></tr><tr><td>Tétraoxyde d’osmium</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>19130</td><td>1 g dans 50 ml de tampon de cacodyladate 0,1 M pour faire 2 % OsO4 stock, <fort>ATTENTION</FORT> Très toxique par inhalation ou contact cutané, oxydant fort, porter des vêtements de protection, protection oculaire, utiliser une hotte.</td></tr><tr><td>Kits d’intégration LX-112 (LADD&reg ;)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>DDSA (anhydride dodécenylsuccinique)</td><td>LADD</td><td>21340</td><td>Mélanger 16 % de DDSA, 30 % de NMA ; 54 % de LX-112 puis ajouter 1,4 % de DMP-30</td></tr><tr><td>NMA (anhydride méthylique nadique)</td><td>LADD</td><td>21350</td><td></td></tr><tr><td>Résines époxy Epon 812 (LX-112)</td><td>LADD</td><td>21310</td><td>ATTENTION</fort> Toxique par inhalation, contact avec la peau. Portez des gants, des vêtements de protection, utilisez une hotte.</td></tr><tr><td>DMP-30 (2,4,6-Tri(diméthylaminométhyl)phénol)</td><td>LADD</td><td>21370</td><td></td></tr><tr><td>Citrate de plomb Reynolds (Teinture EM II)</td><td>Leica</td><td></td><td>CAUTION Toxique par inhalation, éviter tout contact avec la peau ou les yeux.</td></tr><tr><td>Acétate d’uranyle (Coloration EM I)</td><td>Leica</td><td>8072820</td><td><fort>ATTENTION</fort> Toxique par inhalation, éviter tout contact avec la peau ou les yeux.</td></tr><tr>Composition de <td>l’ATCC</td><td>30-2005</td> <td>d’Iscove</td> : <td>NaCl, NaHCO3, HEPES, Glucose, Ca, Mg, sod pyruvate etc. Pour plus de détails, https://www.atcc.org/~/media/Attachments/E/9/7/E/4893.ashx</td></tr><tr><td>Moule à pointe pyramidale</td><td>Ted Pella</td><td>10585</td><td></td></tr><tr><td>cylindres de montage</td><td>Ted Pella</td><td>10580</td><td></td></tr><tr><td>Ultra-microtome&nbsp ;</td><td>(Leica EM UC7)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>200 grilles maillées (nikil)</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>G-200 Ni</td><td></td></tr><tr><td>Microscope électronique</td><td>Hitachi modèle H-7650&nbsp ;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Logiciel de moteur de capture d’images</td><td>AMT-600&nbsp ;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Boîtes de Pétri en plastique de 35 mm</td><td>Fisher scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Quick Bond Super glue Cyanoacrylate&nbsp ;</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>72588</td><td></td></tr><tr><td>Lames de rasoir Flacons</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>à scintillation en verre&nbsp ;</td><td>Fisher scientific&nbsp ;</td><td>03-337-14</td><td></td></tr><tr><td>Lames de verre&nbsp ;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Outil</td><td></td><td></td><td></td>pour cils</tr><tr><td>Outil de boucle en métal&nbsp ;</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

une approche alternative pour la préparation de l&#39;échantillon avec une faible nombre de cellules d&#39;analyse tem

An Alternative Approach for Sample Preparation with Low Cell Number for TEM Analysis

microscopie électronique à transmission (MET) fournit des détails sur l&#39;organisation cellulaire et ultrastructure. Cependant, l&#39;analyse TEM des populations de cellules rares, en particulier les cellules en suspension telles que des cellules souches hématopoïétiques (CSH), reste limitée en raison de l&#39;exigence d&#39;un grand nombre de cellules lors de la préparation de l&#39;échantillon. Il y a quelques cytocentrifugation ou monocouche approches pour l&#39;analyse TEM à partir d&#39;échantillons rares, mais ces approches ne parviennent pas à obtenir des données quantitatives significatives du nombre limité de cellules. Ici, une approche alternative et novatrice pour la préparation d&#39;échantillons dans les études TEM est décrit pour les populations de cellules rares qui permet une analyse quantitative. Un certain nombre de cellules relativement faible, à savoir, 10.000 CSH, a été utilisé avec succès pour l&#39; analyse TEM par rapport aux millions de cellules généralement utilisées pour les études de TEM. En particulier, Evans coloration au bleu a été réalisée après paraformaldéhyde-glutaraldéhyde (PFA-GA) fixation de visualiser le pel cellulaire minusculelaisser, ce qui a facilité l&#39;intégration dans l&#39;agarose. Clusters de nombreuses cellules ont été observées dans les sections ultra-minces. Les cellules ont une morphologie bien conservé, et les détails ultra-structure des mitochondries complexes et plusieurs Golgi étaient visibles. Ce protocole efficace, simple et reproductible, permet la préparation d&#39;échantillons à partir d&#39;un numéro de cellule faible et peut être utilisé pour l&#39;analyse TEM qualitative et quantitative sur les populations de cellules rares à partir d&#39;échantillons biologiques sont limitées.

Un protocole efficace et cohérent pour la préparation d&#39;échantillons pour effectuer l&#39;analyse TEM de faible nombre de cellules est décrit. Post-fixation coloration avec Evans bleu et le transfert de cellules dans un tube de 0,5 ml de microcentrifugation a aidé à visualiser le petit culot cellulaire 7. Osmification avec le tétraoxyde d&#39;osmium dans de l&#39;agarose a conduit à une détection aisée de la pastille de cellule sombre lors de la déshydratation et enrobage....

Ici, nous présentons un protocole pour préparer des échantillons avec un faible nombre de cellules pour l’analyse en microscopie électronique à transmission (MET).

Une approche alternative pour la préparation de l&#39;échantillon avec une faible Nombre de cellules d&#39;analyse TEM

Transmission electron microscopy (TEM) provides details of the cellular organization and ultrastructure. However, TEM analysis of rare cell populations, ...

L'objectif général de cette procédure est de préparer des échantillons contenant un faible nombre de cellules afin d'effectuer une analyse en microscopie électronique en transmission (TEM) de manière efficace et reproductible. Cette méthode permet de révéler toutes les structures des cellules réelles ainsi qu'un meilleur contexte physiologique dans le domaine biomédical. Le principal avantage de cette technique est qu'elle permet d'obtenir des résultats à la fois qualitatifs et quantitatifs à partir d'un faible nombre de cellules, de façon reproductible.Pour commencer, utilisez un trieur à cellules pour isoler 10 000 cellules souches hématopoïétiques, ou HSC, dans un tube microcentrifuge de 1,5 mL contenant 600 microlitres de milieu Isocove modifié de Dulbecco avec 10 % de FBS. À l’aide d’une centrifugeuse équipée de godets oscillants, centrifugez les HSC triées à 1 000 × g pendant 10 minutes.Utilisez une aspiration douce pour éliminer tout le milieu sauf 200 microlitres. Pour fixer les cellules, ajoutez 0,2 mL de solution fixative fraîchement préparée deux X, puis incubez à température ambiante pendant une heure. Ensuite, ajoutez 600 microlitres de tampon cacodylate 0,1 molaire pour laver les cellules.Centrifuger à nouveau les cellules, cette fois à 30 degrés Celsius. Ensuite, après la centrifugation, et après avoir éliminé tout le tampon sauf 200 microlitres, ajouter 200 microlitres d’un mélange contenant deux milligrammes par millilitre de bleu d’Evans dans un tampon cacodylate, puis incuber à température ambiante pendant 20 minutes afin de colorer les cellules. Utiliser 600 microlitres de tampon cacodylate 0,1 molaire pour laver les cellules trois fois.Ensuite, resuspendre les cellules dans les 200 microlitres restants de tampon avant de transférer la suspension cellulaire dans un tube de 0,5 mL. À cette étape, le culot doit être visible dans le tube. À l’aide d’une centrifugeuse de table, centrifuger les cellules à 1 000 ×g pendant 10 minutes.Ensuite, retirez délicatement le tampon sans perturber le petit culot cellulaire désormais visible, en laissant 50 microlitres de tampon dans le tube. Préparez une solution d'agarose à 4 % en ajoutant 200 milligrammes d'agarose à bas point de fusion à cinq millilitres de tampon cacodylate 0,1 molaire dans un tube de 15 mL. Faites fondre l'agarose en plaçant le tube dans de l'eau bouillante contenue dans un flacon en verre de 100 mL.Ajouter 200 microlitres de la solution d'agarose au tube contenant la suspension cellulaire. Centrifuger immédiatement à 1 000 × g et à 30 degrés Celsius pendant 10 minutes. Après avoir confirmé que les cellules se sont déposées dans l'agarose semi-solide au fond du tube, transférer immédiatement le tube à 4 degrés Celsius, ou sur de la glace, pendant 20 minutes afin de solidifier l'agarose.À l’aide d’une aiguille de calibre 27, transférer délicatement l’agarose solidifiée contenant le culot cellulaire vers une boîte de Pétri en plastique de 35 mL contenant du tampon cacodylate 0,1 molaire. Avec un scalpel, tailler l’agarose solidifiée contenant le culot cellulaire en un seul morceau d’environ un à deux millimètres. Puis le transférer dans un nouveau tube de 1,5 mL.Ajouter 600 microlitres de tampon cacodylate 0,1 molaire et laver le culot cellulaire en agarose en utilisant une pipette pour ajouter et retirer le tampon. Éliminer le tampon du culot cellulaire en agarose et, sous une hotte aspirante, en portant des vêtements de protection et des gants, ajouter un millilitre de solution d'osmium tétraoxyde à 1 %. Incuber le culot cellulaire à quatre degrés Celsius pendant une heure.Après l'incubation, laver l'échantillon trois fois. Le transférer dans un flacon en verre de 20 mL avec bouchon. Ensuite, déshydrater l'échantillon à l'aide d'une série d'éthanol.Ensuite, imbibez l'échantillon avec des concentrations croissantes de résine LX 112 dans l'éthanol, puis incubez-le deux fois dans de la résine à 100 %, pendant 60 minutes à chaque fois. À l'aide de pinces, transférez soigneusement l'échantillon au fond d'un moule en caoutchouc en forme de pyramide, puis ajoutez de la résine pure par-dessus l'échantillon afin de remplir le moule. Incubez l'échantillon à 60 degrés Celsius pendant 72 heures afin de polymériser la résine.Lorsque la résine est polymérisée, retirez-la des moules en tordant le moule en caoutchouc. Un petit groupe noir de cellules doit être visible dans la pyramide de résine polymérisée. Utilisez du cyanoacrylate pour fixer la pyramide de résine polymérisée sur un cylindre de montage destiné à la sectionnement.Après avoir fixé le bloc sur un ultramicrotome, utilisez une lame de rasoir et un couteau en diamant pour tailler le bloc pyramidal en une forme trapézoïdale courte et large, dont le haut et le bas sont parallèles l'un à l'autre, avec des côtés régulièrement inclinés. Ensuite, utilisez le couteau en diamant pour tailler le bloc autour du culot cellulaire et retirer les sections de plastique entourant le morceau d'agarose contenant le culot cellulaire. À l’aide de l’ultramicrotome, découpez des sections d’un micromètre d’épaisseur et utilisez un outil en poil de cil et une anse métallique pour transférer les sections du bain d’eau vers une lame de verre.Ensuite, placer les lames sur un bloc chauffant à 37 degrés Celsius pour les faire sécher. À l’aide d’une seringue munie d’un filtre de 0,22 micromètre, ajouter une goutte de solution de bleu de toluidine sur les sections et incuber pendant trois minutes. Puis rincer les lames avec de l’eau distillée et laisser les sections sécher.Après séchage, examiner les sections au microscope optique afin d'identifier la position des cellules. Ensuite, utiliser un couteau en diamant pour couper des sections ultraminces. Puis, à l'aide d'un outil en poil de cil, transférer deux à trois sections sur des grilles de 200 mailles depuis le bain d'eau et les placer dans une boîte de Pétri en verre.Transférez la boîte avec les grilles sur une plaque chauffante à 30 degrés Celsius pendant 30 minutes pour sécher les sections. Ajoutez des gouttes d'acétate d'urane à 1 % et incubez à température ambiante pendant 10 minutes pour colorer les grilles. Ensuite, rincez six à huit fois à l'eau distillée.Colorer avec du citrate de plomb de Reynolds à température ambiante pendant cinq minutes, puis rincer de six à huit fois. Transférer la boîte de Pétri en verre contenant les grilles sur un bloc chauffant à 37 degrés Celsius pour sécher les sections. Enfin, analyser les sections au microscope électronique à 87 kilovolts.On observe ici, en faible grossissement, des coupes semi-minces colorées au bleu de toluidine provenant de blocs contenant un petit culot cellulaire, confirmant un regroupement de cellules. Cette image, à plus fort grossissement, montre la morphologie intacte des cellules. Cette figure représente un champ d'ensemble du regroupement cellulaire obtenu à partir de coupes ultra-minces, colorées à l'acétate d'uranyle et au citrate de plomb, puis analysées par microscopie électronique.On observe ici une seule CSH, ce qui démontre que la morphologie et l'ultrastructure des cellules ont été bien préservées. Une micrographie électronique à plus fort grossissement d'une CSH individuelle montre les ultrastructures intracellulaires. De plus, des images à fort grossissement ont permis de capturer la structure et l'intégrité bien préservées d'organites subcellulaires tels que les mitochondries.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en cinq à six heures, et pour la coloration bleue avancée, l'incorporation dans l'agarose, puis le traitement normal en microscopie électronique en transmission prendra cinq à six jours si elle est effectuée correctement. Ainsi, après avoir visionné cette vidéo, vous avez une bonne compréhension de la préparation d'échantillons à partir de cellules réelles pour une analyse en MET.

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