Name: Longitudinal In Vivo Imagerie du Cerebrovasculature: Pertinence pour les maladies du système nerveux central (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 47 s
Description: Découvrez l'imagerie longitudinale in vivo de la cérébrovasculature par microscopie biphotonique chez la souris modèle de la maladie d'Alzheimer. Cette méthode permet de suivre le remodelage vasculaire lors de l'accumulation des plaques amyloïdes.

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Les auteurs tiennent à remercier la Ligue Française contre l&#39;épilepsie (MA-L), Institut National de la Santé et de la Recherche Médicale Grant AVENIR R12087FS (à FJ), accorder de l&#39;université de Montpellier (à FJ) et subvention de la Fédération pour la Recherche de le Cerveau (à NM). Nous reconnaissons l&#39;assistance technique de Chrystel Lafont au IPAM in vivo installation de plate-forme de noyau d&#39;imagerie de Montpellier. Nous remercions également Mary Vernov (Weill Cornell Medical College) pour la relecture du manuscrit.

Les souris sont autorisés à accéder ad libitum à la nourriture, l&#39; eau et à un cycle de lumière-obscurité de 12 h. Toutes les procédures impliquant des animaux de laboratoire conformes aux lois nationales et européennes et ont été approuvés par le ministère français de l&#39;Education et de la Recherche Scientifique (ACEE-LR-00651-01). Un total de 6 transgénique 5xFAD et 4 littermate de type sauvage (WT) les souris témoins ont été utilisés pour cette procédure. Préparation 1. pré-opératoire <ol><li> Intrapéritonéale (IP) injecter Méthoxy-X04 (10 mg / kg) 48 heures avant la chirurgie pour étiqueter des dépôts Aß 11. </li><li> Préparer un fluide stérile artificielle céphalorachidien (aCSF) (120 mM de NaCl, 26,2 mM de NaHCO3, 2,5 mM de KCl, 1 mM de NaH 2 PO 4, 1,3 mM de MgCl2, 10 mM de glucose; bulle avec 95% O 2/5% CO 2 avant en ajoutant 2,5 mM de CaCl2). </li><li> Stériliser outils chirurgicaux (ciseaux, pinces, lames de rasoir et foret), en utilisant un autoclave ou un stérilisateur à billes chaud avant aseptiquechirurgie. </li><li> Nettoyez le banc et microscope plaque chirurgicale avec 70% d&#39;éthanol et le couvercle avec un chiffon absorbant propre. </li><li> Injecter de la kétamine / xylazine (75 mg / kg et 10 mg / kg, respectivement) et le kétoprofène analgésique (2,5 mg / kg) IP. </li><li> Vérifiez le niveau approprié de l&#39;anesthésie avec patte ou la queue pincements. </li><li> Appliquer une pommade ophtalmique stérile pour les yeux et de se raser la fourrure (nez aux oreilles) tout en évitant les moustaches. Une crème épilatoire peut être utilisée aussi longtemps qu&#39;elle est suivie par un rinçage à l&#39;eau avec précaution pour éviter l&#39;irritation de la peau. Rasez la fourrure restant avec une lame de rasoir. Stériliser la peau avec une solution antiseptique povidone-iode. </li><li> Placez la souris sous le microscope binoculaire et faire une incision de la peau de l&#39;oreille au nez. Tirez la peau sur le côté pour exposer le crâne. Inciser le périoste et rincer à plusieurs reprises le crâne avec LCRa stérile pour arrêter le saignement possible. </li></ol> 2. Vascularisation Étiquetage et Diluée SkullPréparation de la fenêtre (40 min) <ol><li> Retirez la pommade oculaire avec une pointe de coton. Appliquer une goutte d&#39;anesthésique topique ophtalmique (tétracaïne 1%) et de faire pression doucement la peau autour de l&#39;orbite de l&#39;œil pour atteindre saillie. </li><li> Injecter isothiocyanate de fluorescéine (FITC) conjugué avec du Dextran (70 kDa) (100 mg / kg ou 50 ul d&#39;une solution à 50 mg / ml; aiguille d&#39;insuline hypodermique) dans le sinus rétro-orbital selon la procédure décrite par Yardeni et ses collaborateurs 12. Appliquer une pommade ophtalmique stérile pour les yeux. </li><li> Assurez-vous que la peau est rétractée et le crâne est propre et sec autour de la zone d&#39;imagerie sélectionnée. Appliquez une petite quantité de colle cyanoacrylique autour de la fenêtre de la tête dispositif de montage (constitué de lames de rasoir empilées, voir la figure 1), et de la colle autour de la région cible appliquant une légère pression pendant plusieurs secondes 10. </li><li> Tirez sur les extrémités de la peau au bord de la fenêtre de la tête dispositif de montage, faisant que la zone estsec. Fixer la peau et le bord de la fenêtre avec une petite quantité de vétérinaire cyanoacrylique de qualité de la colle et attendre jusqu&#39;à ce que sec (Figure 1). </li><li> Fixer l&#39;animal au stade en utilisant le dispositif de tête de montage. Rincez avec LCRa stérile et veiller à ce que le puits entre la peau et le dispositif de tête de montage est parfaitement étanche. Enveloppez la souris dans une couverture de survie pour maintenir la normothermie. </li><li> Effectuer un amincissement du crâne dans une solution de LCRa comme décrit précédemment 10. A noter que le cuir chevelu ne soit pas complètement éliminé. Changer régulièrement les LCRa pour dégager les débris d&#39;os et d&#39;éviter la surchauffe des tissus. Tous les débris d&#39;os restant peut être enlevé avec de brèves bouffées d&#39;air. La solution ACSF atténue également les vibrations créées par forage. REMARQUE: L&#39;épaisseur du crâne de souris varie entre 80 et 150 pm en fonction de l&#39;âge de l&#39;animal et de la région d&#39;intérêt. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;une fraise dentaire (à vitesse moyenne et 0,7 mm ronce) commencent l&#39;amincissement de la surface du crâne dans une zone 1.0 mm de diamètre à l&#39;aide d&#39;un régulier mouvement vertical parallèle au crâne et éliminer la majeure partie de l&#39;os spongieux (premier 40 - 70 um). souvenez-vous de remplacer LCRa toutes les 20-30 secondes et limiter le forage sans interruption à 3-4 sec. A noter que l&#39;os à proximité de points de suture est très vascularisée. Appliquer LCRa prétrempé Gelfoam pour arrêter le saignement éventuel. </li><li> Utilisez une lame jetable de microchirurgie ophtalmique forte pour continuer avec l&#39;amincissement du crâne, en faisant attention de ne pas appliquer une pression excessive. La région finale est d&#39;environ 0,5 mm de diamètre et d&#39;une épaisseur de 20-35 um. NOTE: En raison de la repousse osseuse et la cicatrisation, il est nécessaire de plus mince la fenêtre à chaque session d&#39;imagerie. </li></ol> 3. Deux photons Microscopy (45 min) <ol><li> Si nécessaire, injecter 19 mg / kg de kétamine pour maintenir l&#39;anesthésie adéquate. </li><li> Transférer la souris (déterminée à l&#39;étape de headmount) au microscope laser à deux photons. En utilisant une immersion dans l&#39;eau 20x objcace avec une ouverture numérique de 1,0, de localiser la fenêtre crânienne amincie au centre du champ optique à l&#39;aide de la lampe à epi-fluorescence. Assurez-vous que l&#39;objectif est toujours immergé dans LCRa. </li><li> Lancer le balayage laser avec un laser à impulsions en mode verrouillé (Ti-Saphir 680-1040nm). Set d&#39;onde d&#39;excitation à 750 nm pour détecter la fluorescence émise du méthoxy-XO4 et FITC-dextran dans les canaux bleu et vert respectivement. NOTE: Le microscope a deux séparateurs de faisceau à 506 nm et 555 nm. La lumière bleue est capturée par un détecteur NDD équipé d&#39;un filtre à 470 nm ± 12. Feu vert est capturé par un détecteur de GaAsP haute sensibilité équipé d&#39;un filtre à 525 nm ± 25. La puissance laser maximale émise par l&#39;objectif ne doit pas dépasser 10 mW pour éviter des dommages aux tissus induite par laser. </li><li> Acquérir une pile de faible grossissement (500 um x 500 um, 512 x 512 pixels, 2 pm étape) à un zoom numérique 0.7X pour créer une carte en 3D pour la relocalisation précise du ROIaux points temporels ultérieurs. </li><li> Acquérir une mosaïque de 4 images d&#39;agrandissement numérique de haut avec un zoom numérique 2X (200 um x 200 um, 512 x 512 pixels, 1 pm étape). Utilisation du logiciel d&#39;imagerie déplacer la fenêtre à 200 um étapes pour capturer toutes les régions. Profondeur de piles est typiquement de 250 um, en partant de la surface piale dans chaque image de la mosaïque. </li><li> Avant de retirer la souris du microscope, prendre une photo ou faire une carte dessinée à la main 2D de la vascularisation pial pour la relocalisation future du domaine de l&#39;imagerie. </li></ol> 4. Récupération et Re-imagerie <ol><li> Retirez le dispositif de tête de montage en appliquant une traction tout en maintenant le crâne en dessous. Si la colle reste attachée au crâne ou de la peau, gratter soigneusement avec une pince fine. Suturer le cuir chevelu et placer la souris dans une cage chauffée à surveiller le rétablissement de l&#39;anesthésie avant de le retourner à la cage. Appliquer une crème antibiotique topique sur la suture et injecter kétoprofène (2,5 mg / kg) IP les suivantes 2 jours. </li><li> Répétez les étapes 1,1 à 2,5 pour les sessions répétées d&#39;imagerie. Si nécessaire, raser l&#39;os avec une lame de microchirurgie pour assurer une qualité optimale de l&#39;image. NOTE: amincissement supplémentaire avec la fraise dentaire peut être nécessaire lorsque l&#39;intervalle entre les sessions d&#39;imagerie est plus d&#39;un mois. </li><li> Placez la souris sous le microscope en utilisant la lumière épifluorescence selon la carte 2D de la vascularisation pial prise de la session précédente (étape 3.6). </li><li> Commencez à balayage laser à deux photons et d&#39;ajuster la platine du microscope pour obtenir un alignement à l&#39;échelle du micromètre en utilisant la carte 3D obtenue à l&#39;étape 3.4. Passez à l&#39;imagerie détaillée comme décrit à l&#39;étape 3.5. </li></ol> 5. Post-acquisition tridimensionnelle Reconstruction et analyse d&#39;images <ol><li> Obtenir des reconstructions en trois dimensions du système vasculaire et des dépôts amyloïdes en utilisant l&#39;image en 3D des logiciels d&#39;analyse tels que Imaris (version 8.0 et utilisée 7.7.2). </li&gt; <li> Utilisez le plugin Layer Normalize dans le menu de traitement d&#39;image et le contraste des changements sous - menu pour obtenir le contraste idéal des deux canaux dans toute la profondeur de la pile d&#39;images. </li><li> Ouvrez les images de la même région , à tous points de temps en même temps et toujours les traiter en parallèle afin de comparer les différents points de temps. </li><li> les navires de trace à l&#39;aide du module filament traceur. <ol><li> Cliquez sur l&#39;icône du filament pour créer un nouveau filament, sauter le traceur automatique et choisir la méthode d&#39;auto-chemin. </li><li> Assurez-vous que le canal sélectionné correspond à l&#39;image vasculaire et en utilisant la fonction de sélection du pointeur, cliquez à une bifurcation de vaisseau qui est conservé à travers les séances d&#39;imagerie tout en maintenant les touches Maj + commande pour déterminer un point de départ. Utilisez la fonction de sélection du pointeur et cliquez tout en maintenant la touche Maj enfoncée pour sélectionner les points des filaments finaux. NOTE: Comparaison de l&#39;obtesquelettes nis montreront des changements structurels de la vascularisation. </li></ol></li><li> Effectuer avion par analyse de plan pour suivre de nouvelles plaques. Appliquer le module de surface pour le canal bleu pour le suivi de la croissance des plaques Aß. Cliquez sur l&#39;icône de surface pour créer une nouvelle surface et procéder à la création de surface automatisé. Utilisez la méthode de seuillage à définir et à soustraire le signal de fond. Le menu des statistiques fournit des données par rapport à la surface des dépôts amyloïdes individuels. </li></ol>

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<li>Marker, D. F., Tremblay, M. E., Lu, S. M., Majewska, A. K., Gelbard, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+thin-skull+window+technique+for+chronic+two-photon+in+vivo+imaging+of+murine+microglia+in+models+of+neuroinflammation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A thin-skull window technique for chronic two-photon in vivo imaging of murine microglia in models of neuroinflammation.</a> J Vis Exp. (43), (2010).</li>
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</ol>

Les auteurs ont aucun intérêt financier concurrents.

La technique ouverte du crâne pour in vivo microscopie à deux photons offre l&#39;avantage de séances d&#39;imagerie illimitées de grands champs d&#39;imagerie 13,14. Cependant, cette technique produit également l&#39; inflammation dans la région d&#39;intérêt 14, neuro-vasculaire souvent incompatibles ou ayant un impact lecture outs 15. Au contraire, la technique du crâne transcrânienne amincie ne conduit pas à la neuro-inflammation, ce qui permet l&#39; imagerie fiable des str...

Le système vasculaire cérébral est une structure multi-cellulaire, qui est couplé fonctionnellement à anatomiquement et les neurones. Un remodelage des vaisseaux dynamique se produit au cours du développement du cerveau et pendant la progression de pathologies du système nerveux central (SNC) 1,2. Il est largement admis que les dommages cérébrovasculaires est une caractéristique de plusieurs maladies du SNC, y compris l&#39; épilepsie, la maladie d&#39;Alzheimer (AD), une lésion cérébrale traumatique et l&#39; encéphalite 3,4. Par conséquent, le suivi des changements cérébrovasculaires in vivo devient significatif lors de la modélisation des maladies du SNC, à partir du début et en phases chroniques. Comme modifications cérébrovasculaires se produisent souvent en association avec des lésions neuronales ou la plasticité, l&#39;imagerie de la neuro-vasculaire représente un point d&#39;entrée clé pour déchiffrer les maladies du système nerveux central physiopathologie. Ce protocole décrit un procédé basé longitudinale à deux photons pour suivre le remodelage de la cerebrovasculature dans un modèle murin deAD, une pathologie progressive marquée par des défauts vasculaires cérébraux sur les grands et les petits vaisseaux de calibre en raison du dépôt de plaque amyloïdogène 5-7. Cette procédure permet la visualisation des dépôts amyloïdes et le suivi de leur position et de la croissance par rapport au remodelage neurovasculaire tout au long de la maladie. Colorants fluorescents vitaux sont injectés avant chaque session d&#39;imagerie pour la visualisation des cerebrovasculature et plaques amyloïdes chez les souris transgéniques AD 8. Séances d&#39;imagerie répétées d&#39;un retour sur investissement à travers une fenêtre crâne transcrânienne amincie est non-invasive et la méthode de choix pour évaluer le remodelage neurovasculaire dans le cerveau de souris vivante 2,5,9,10. La procédure ci-dessous décrit le protocole chirurgical, l&#39;acquisition et le traitement d&#39;image. La progression rapide de l&#39;angiopathie amyloïde cérébrale (CAA), principalement au grand leptoméningée et artérioles pénétrantes est caractérisée.

<table><tbody><tr><td>methoxy-X04</td><td>tocris</td><td>4920</td><td>utiliser 10 mg/kg</td></tr><tr><td>FITC-Dextran 70 Kda</td><td>sigma</td><td>46945</td><td>utiliser 100 mg/kg</td></tr><tr><td>gelfoam/Bloxang</td><td>Bausch et Lomb</td><td></td><td></td></tr><tr><td>lame micorchirurgicale</td><td>surgistar</td><td>6900</td><td>doit être tranchante et non cabossée</td></tr><tr><td>povidone-iode</td><td>bétadine</td><td></td><td>solution antisceptique</td></tr><tr><td>binoculaire Stéréomicroscope</td><td>Olympus</td><td>SX10</td> Un <td>contraste d’image optimal est crucial pour cette procédure</td></tr><tr><td>Microscope à 2 photons</td><td>Zeiss</td><td></td><td>Zeiss LSM 710mp</td></tr><tr><td>Ciseaux fins-Toughcut</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>14058-09</td><td>Ces ciseaux sont optimisés pour couper la peau et les tissus mous</td></tr></tbody></table>

longitudinal<em&gt; in vivo</em&gt; imagerie du cerebrovasculature: pertinence pour les maladies du système nerveux central

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

Le remodelage de la vascularisation du cerveau est un trait commun des pathologies cérébrales. In vivo des techniques d&#39;imagerie sont fondamentales pour détecter la plasticité ou les dommages cérébrovasculaires survenant heures supplémentaires et par rapport à l&#39; activité neuronale ou le débit sanguin. In vivo , la microscopie biphotonique permet l&#39;étude de la plasticité structurale et fonctionnelle des grandes unités cellulaires dans le cerveau vivant. En particulier, la préparation de la fenêtre-crâne amincie permet la visualisation des régions corticales d&#39;intérêt (ROI) sans induire une inflammation cérébrale significative. séances d&#39;imagerie répétitives de retour sur investissement corticales sont réalisables, en fournissant la caractérisation des caractéristiques de la maladie au cours du temps pendant la progression de nombreuses maladies du système nerveux central. Cette technique d&#39;accéder aux structures de la pie-mère à moins de 250 um du cerveau repose sur la détection des sondes fluorescentes codées par les marqueurs cellulaires génétiques et / ou des colorants vitaux. Ces derniers (par exemple, les dextranes fluorescents) sont utilisées pour cartographier la luminal compartiment de structures vasculaires cérébraux. Germane le protocole décrit ici est l&#39;utilisation d&#39;un marqueur in vivo de dépôts amyloïdes, méthoxv-O4, afin d&#39; évaluer la maladie d&#39;Alzheimer (AD) , la progression. Nous décrivons également le traitement d&#39;image post-acquisition utilisée pour suivre les changements vasculaires et les dépôts amyloïdes. Tout en se concentrant actuellement sur un modèle de AD, le protocole décrit est pertinent à d&#39;autres troubles du système nerveux central où les changements cérébrovasculaires pathologiques se produisent.

Ce protocole décrit un procédé permettant la visualisation du cerebrovasculature et des dépôts amyloïdes heures supplémentaires. Les colorants fluorescents ont été injectés pour étiqueter des dépôts amyloïdes (méthoxy-XO4) 11 et de remplir la lumière cérébrovasculaires (FITC-Dextran) 1. modules 3D de logiciels d&#39;analyse d&#39;images ont été utilisés pour créer des images 3D d&#39;un champ constant de vue capturé à des points de temps consécutifs. Des images repr...

Ce manuscrit décrit une procédure pour suivre le remodelage de la cerebrovasculature pendant amyloïde accumulation de plaque in vivo en utilisant longitudinale microscopie à deux photons. Préparation-crâne aminci permet la visualisation des colorants fluorescents pour évaluer la progression des lésions vasculaires cérébrales dans un modèle de souris de la maladie d&#39;Alzheimer.

Longitudinal<em&gt; In Vivo</em&gt; Imagerie du Cerebrovasculature: Pertinence pour les maladies du système nerveux central

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular ...

L'objectif général de cette procédure est de suivre le remodelage de la vascularisation cérébrale chez la souris pendant l'évolution d'une maladie chronique sur des périodes prolongées. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine des neurosciences, telles que le rôle du remodelage de la vascularisation cérébrale dans les maladies du système nerveux central. Le principal avantage de cette technique est qu'elle est peu invasive et n'entraîne pas d'inflammation neuronale, ce qui la rend idéale pour l'étude de pathologies où l'inflammation est effectivement impliquée.Cette technique permet la visualisation des vaisseaux piaméningés et corticaux pénétrants, complétant les techniques histologiques destinées à l'observation directe des microcapillaires dans le parenchyme de la barrière hémato-encéphalique. La procédure sera démontrée par Margarita Arango-Lievano. Elle est post-doctorante dans mon laboratoire.Pour commencer cette procédure, nettoyez la table chirurgicale et la plaque du microscope avec de l’éthanol à 70 % et recouvrez-les d’un chiffon propre et absorbant. Ensuite, vérifiez le niveau approprié d’anesthésie à l’aide de pincements sur la patte ou

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Médecine

Source : Arango-Lievano, M. et. al., Imagerie longitudinale in vivo de la cerebrovasculature : pertinence pour les maladies du SNC. J. Vis. Exp. (2016)Cette vidéo montre l’imagerie in vivo à deux photons pour visualiser des plaques amyloïdes marquées par fluorescence et un système vasculaire cérébral. La fluorescence bleue marque les plaques, tandis que la fluorescence verte met en évidence les vaisseaux sanguins cérébraux. Une carte 3D de la région d’intérêt et une imagerie en mosaïque à haute...

Imagerie in vivo de vaisseaux cérébraux et de plaques amyloïdes dans un modèle murin de la maladie d’Alzheimer

Cet article décrit une méthode par laquelle l’architecture vasculaire du cerveau peut être quantifiée à l’aide de la microscopie à deux photons in vivo et ex vivo.

Quantification de l&#39;architecture vasculaire cérébral en utilisant la microscopie à deux photons dans un modèle de souris de la neuro-inflammation induite par le VIH

Ce protocole décrit l'application de la tomographie combinée fluorescent proche infrarouge (NIRF) imagerie et micro-ordinateur (microCT) pour la visualisation de thromboembolie cérébrale. Cette technique permet la quantification de la charge de thrombus et d'évolution. La technique d'imagerie marqué par fluorescence NIRF visualise un thrombus dans le cerveau excisé, alors que la technique de thrombus à l'intérieur de la microCT visualise les animaux vivants en utilisant des nanoparticules d'or.

Combiné proche infrarouge imagerie fluorescente et la tomographie par Micro-calculé pour Directement Visualizing cérébrale thromboembolies

Nous décrivons un modèle murin de paludisme cérébral expérimental et montrons comment la pathologie inflammatoire et microvasculaire peut être suivie in vivo à l’aide de l’imagerie par résonance magnétique.

Le suivi in vivo du développement de l&#39;œdème et de la pathologie microvasculaire dans un modèle de paludisme cérébral expérimental utilisant l&#39;imagerie par résonance magnétique

L'évaluation simultanée de l'hémodynamique cérébrale et des propriétés de diffusion de la lumière du tissu cérébral de rat in vivo est démontrée à l'aide d'un système d'imagerie de réflectance diffus multispectral conventionnel.

L&#39;évaluation simultanée de l&#39;hémodynamique cérébrale et Light Scattering Propriétés du<em&gt; In Vivo</em&gt; Cerveau de rat en utilisant multispectral Imaging Diffuse Réflectance

Alors que l’imagerie multiphotonique n’est efficace qu’à des profondeurs limitées de la surface du tissu, il est possible d’obtenir une imagerie d’une résolution de 3 μm à n’importe quelle profondeur via pCLE. Nous présentons ici un protocole permettant de réaliser une imagerie pCLE pour mesurer la dynamique microvasculaire dans l’hippocampe de souris ictales et de souris de type sauvage.

Endomicroscopie confocale préclinique à balayage laser couplée à des fibres in vivo (pCLE) des capillaires de l’hippocampe chez des souris éveillées

L'imagerie optique transcrânienne permet l'imagerie à large champ du transport du liquide céphalo-rachidien dans le cortex des souris vivantes à travers un crâne intact.

In Vivo Imaging of Cerebrospinal Fluid Transport through the Intact Mouse Skull using Fluorescence Macroscopy In Vivo Imaging of Cerebrospinal Fluid Transport through the Intact Mouse Skull using Fluorescence Macroscopy In Vivo Imaging of Cerebrospinal Fluid Transport through the Intact Mouse Skull using Fluorescence Macroscopy In Vivo

Le présent manuscrit détaille comment isoler les artérioles et les capillaires hippocampiques du cerveau de la souris et comment les pressuriser pour la myographie sous pression, l'immunofluorescence, la biochimie et les études moléculaires.

Ex Vivo Pressurized Hippocampal Capillary-Parenchymal Arteriole Préparation pour l'étude fonctionnelle

Ce protocole décrit une technique chronique d’implantation de fenêtre crânienne qui peut être employée pour l’imagerie longitudinale des structures neuro-glio-vasculaires, des interactions, et de la fonction dans les conditions saines et malades. Il sert d’alternative complémentaire à l’approche d’imagerie transcrânienne qui, bien que souvent préférée, possède certaines limites critiques.

Cartographie précise du cerveau pour effectuer l’imagerie in vivo répétitive de la dynamique neuro-immune chez les souris

La microscopie à diffusion Raman stimulée (SRS) permet une imagerie sans étiquette des biomolécules en fonction de leur vibration intrinsèque de liaisons chimiques spécifiques. Dans ce protocole, la configuration instrumentale d’un SRS intégré et d’un microscope à fluorescence à deux photons est décrite pour visualiser les structures cellulaires dans la moelle épinière de souris vivantes.

In vivo Imagerie de tissus biologiques avec fluorescence combinée à deux photons et microscopie à diffusion Raman stimulée

Pour étudier la régulation du flux sanguin cérébral in vivo, les méthodes pharmacologiques traditionnelles sont invasives, endommageant souvent le crâne, la dure-mère et les leptoméninges. Dans ce travail, nous avons développé une technique mini-invasive qui combine l’injection intracisternale magna (ICM) guidée par nano-injecteur avec l’imagerie de contraste laser speckle, préservant ainsi l’intégrité du crâne et des leptoméninges.

Essai d’imagerie par nano-injection de citerne magna appariée et de contraste de chatoiement laser pour étudier la régulation du flux sanguin cérébral in vivo

Découvrez l'imagerie longitudinale in vivo de la cérébrovasculature par microscopie biphotonique chez la souris modèle de la maladie d'Alzheimer. Cette méthode permet de suivre le remodelage vasculaire lors de l'accumulation des plaques amyloïdes.

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