Name: Induction de lAVC ischémique et ischémie-reperfusion chez la souris Utilisation de lartère moyenne Occlusion Technique et visualisation des Infarctus Zone (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-02-02T12:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 8 s
Description: Apprenez à induire un AVC ischémique chez la souris par occlusion de l'artère cérébrale moyenne tout en préservant l'artère cérébrale externe. Cette technique permet une infusion directe de traitements dans l'hémisphère affecté.

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Nous tenons à remercier le Dr Lei Chen (Icahn School of Medicine at Mount Sinai, NY) qui a été le premier à établir ce modèle dans notre laboratoire. Soutenu en partie par HL126559, DA039576, MH098891, MH63022, MH072567, DA027569 et NSC 2015/17/B/NZ7/02985. Le Dr Luc Bertrand est soutenu en partie par une bourse postdoctorale de l’American Heart Association (16POST31170002).

Toutes les procédures ont été approuvées par l&#39;Université de Miami Institutional Animal Care et utilisation Commission (IACUC) en conformité avec les National Institutes of Health (NIH) des lignes directrices. L&#39;utilisation de matériel stérile et des techniques d&#39;asepsie est nécessaire. 1. Préparation de l&#39;Occlusion Suture <ol><li> Utiliser un fil de diamètre 0,21 mm pour les souris entre 20 à 25 g et 0,23 mm pour les souris entre 25-35 g de poids corporel. Le choix du type de sutures pour la procédure MCAO est fonction du poids des animaux. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un stylo en argent, marquer la suture à 9 mm à partir de la pointe en silicone enduite. Cela servira de guide pour la longueur d&#39;insertion. </li></ol> 2. Préparation pour la chirurgie <ol><li> Anesthésier souris avec de l&#39;isoflurane mélangé avec de l&#39;oxygène, en utilisant un système de laboratoire de l&#39;anesthésie. Utilisez isoflurane au réglage 5 et le débit d&#39;oxygène à 2 sur la machine commerciale (voir le tableau Matériaux). Transfert de l&#39;animal à l&#39;surgersurface y et maintenir l&#39;anesthésie en utilisant un cône de nez (utilisation réglage 1,5 isoflurane - 2,5 et de l&#39;oxygène débit à 2). <ol><li> Assurez-vous que la fréquence respiratoire de la souris est d&#39;environ 1 - 2 respiration par seconde sans haleter. En outre, veiller à ce que l&#39;animal ne présente pas de réaction de stimulation des moustaches et de la pédale réflexe (pincement de l&#39;orteil). Surveiller le taux de respiration et d&#39;efforts au cours de la chirurgie, au moins tous les 5 min. </li></ol></li><li> Mettre une goutte de lubrifiant ophtalmique sur chaque œil à l&#39;aide d&#39;un écouvillon stérile pour les empêcher de sécher pendant la procédure. Vous pouvez également appliquer une pommade ophtalmique à l&#39;oeil d&#39;un tube pharmaceutique stérile. </li><li> Retournez l&#39;animal sur son dos et se raser la zone d&#39;incision. Par la suite, complètement désinfecter la zone d&#39;opération chirurgicale en utilisant 70% d&#39;éthanol, suivi par la chlorhexidine, et le tampon final avec 70% d&#39;éthanol. Placez l&#39;animal sur une surface chaude chirurgicale sous un stéréomicroscope. </li></ol> 3. Dissection de l&#39;artère carotide commune et interne / Externe Branching <ol><li> Avec des ciseaux et des pinces chirurgicales, effectuer une incision médiane peu profonde dans le cou, au-dessus du sternum au-dessous de la mâchoire (environ 3 - 4 cm). Champ opératoire doit être placé autour de la zone d&#39;intervention chirurgicale pour empêcher des instruments de venir en contact avec les surfaces non stériles. Le champ opératoire a été omis dans la vidéo en cours pour faciliter le tournage. </li><li> En utilisant des pinces, gras soigneusement séparé et le tissu conjonctif pour exposer la trachée. Les tissus doivent facilement et naturellement séparer les deux parties. </li><li> Placer un oreiller (objet rond, d&#39;environ 0,5 cm de diamètre) au dos du col de la souris pour étendre le col, ce qui expose en outre la zone pour la chirurgie. </li><li> Ouvrez l&#39;incision en utilisant soit un écarteur de tissus ou des crochets. </li><li> Sur le côté gauche de la trachée de l&#39;animal, tweeze avec précaution le tissu conjonctif pour exposer l&#39;artère carotide commune gauche (CCA). Faites attention à ne pas endommager les nerfs et les veines principales fournies avec le CCA. </li><li> Continuer d&#39;exposer le CCA, en prenant soin de se détacher de tissu sous-jacent, et d&#39;exposer la partie supérieure &quot;Y&quot; ramification de l&#39;artère cérébrale interne (ICA) et de l&#39;artère cérébrale externe (ECA). Pour aider à détacher le CCA, insérez la pince courbés sous la CCA pour percer le tissu conjonctif et permettent lentement leur ouverture. </li></ol> 4. Préparation de la CCA pour la MCAO Suture Insertion <ol><li> Insérez 3 segments de suture en nylon d&#39;environ 4 cm de longueur dans le cadre du CCA. Assurez-vous que le CCA est pas tordue car cela radicalement compliquer l&#39;insertion de la suture. </li><li> Au point le plus bas possible, fermer la suture en bas en utilisant un noeud permanent. </li><li> Attachez le fil de suture supérieure juste en dessous de l&#39;ICA / ECA ramification en utilisant un noeud coulant amovible. </li><li> Attachez le fil de suture milieu à l&#39;aide d&#39;un noeud coulant amovible, mais le garder ouverte. Il est important de laisser beaucoup d&#39;espace pour ne pas gêner l&#39;insertion de fil de suture. </li><li> Utilisation de microdissection ressort scissors, effectuer une incision dans le CCA entre le fond et les sutures du milieu. Effectuer 0,2 mm incision près de la suture en bas. </li></ol> 5. Moyen Cerebral Artery Occlusion <ol><li> En utilisant des pinces, insérez la suture MCAO dans l&#39;incision CCA, guidant jusqu&#39;au sommet. Effectuez cette étape rapidement après l&#39;étape 4.5 pour empêcher la coagulation et la fermeture de l&#39;ouverture CCA. Dans le cas où l&#39;insertion de fil de suture est bloqué, en utilisant les pointes de pinces pour rouvrir l&#39;incision. </li><li> attacher doucement la suture du milieu sur la partie de suture en silicone MCAO en utilisant un noeud coulant pour restreindre le flux sanguin autour de lui, mais assez lâche pour lui permettre de se déplacer librement. </li><li> défaire délicatement la suture en haut, faire en sorte que la suture MCAO ne glisse pas. </li><li> Insérez la suture MCAO dans l&#39;ICA par un couple de millimètres, puis refermer la suture en haut, de la même manière que celle décrite à l&#39;étape 5.2. </li><li> Guider le fil de suture MCAO à la zone d&#39;occlusion. Indication d&#39;insertion réussie estévident par la faible quantité de reflux de sang de l&#39;incision CCA et que la marque mm argent 9 est situé entre l&#39;incision CCA et la bifurcation ICA / CEA. Une confirmation supplémentaire de l&#39; occlusion réussie peut être obtenue en utilisant des méthodes de surveillance , tel qu&#39;un système de surveillance du flux sanguin Doppler à laser 15, 16. Remarque: Une baisse de 90% du flux sanguin vers la région du cerveau du milieu sur le côté de la zone occluse indique une occlusion réussie. </li><li> Après occlusion réussie, attacher la suture milieu et haut hermétiquement. Si vous effectuez une insertion fictive, ne pas réenclencher sutures, mais passez à la place immédiatement à l&#39;étape 7.3. </li></ol> 6. Incision clôture et des soins post-opératoires <ol><li> Rentrage des fils de suture dans la zone de l&#39;incision. </li><li> Retirer écarteur ou de tissus crochets et oreiller. </li><li> zone de suture Nettoyer avec une solution saline stérile et un coton-tige. </li><li> Fermer l&#39;incision en utilisant suture en nylon / aiguille et pince. </li> &lt;li&gt; Administrer anti-inflammatoire (par exemple, carprofène 10 mg / kg, sc) et analgésique (par exemple, buprénorphine 0,1 mg / kg sc, deux fois par jour) des médicaments pour soulager l&#39; inconfort post-opératoire. Placez la souris dans une cage placée sur un coussin chauffant pour prévenir l&#39;hypothermie et de donner accès labium publicitaire à l&#39;eau et la nourriture ramolli. </li><li> Surveiller la récupération des animaux (5 - 10 min) et des signes d&#39;accident vasculaire cérébral. Ils peuvent varier d&#39;une paralysie latérale légère et indirecte à la contraction sévère du flanc controlatéral et le laminage. Plusieurs points d&#39;évaluation sont répertoriés dans la discussion. Les animaux présentant des signes de détresse respiratoire ou des convulsions sévères doivent être euthanasiés. </li><li> Selon l&#39;ischémie reperfusion protocole, laisser la suture MCAO en place à partir de 30 min à 120 min ou plus. La réduction du temps d&#39;occlusion empêche la mortalité. </li><li> Pour une occlusion permanente, laisser la suture MCAO en place pendant 24 heures, mais le taux de mortalité importante est à prévoir. Après ce laps de temps, passez à step 7. <ol><li> Si vous utilisez le modèle d&#39;occlusion permanente, gardez la souris en cage jusqu&#39;à ce point final. À ce moment, retirer suture (étapes 7/1 à 7/8). Cette procédure peut également être réalisée après l&#39;euthanasie. </li></ol></li></ol> 7. reperfusion <ol><li> Anesthetize l&#39;animal à nouveau (suivre les instructions de 2.1) et enlever les sutures de fermeture de la plaie. </li><li> En utilisant des pinces et des séparateurs de tissus, ré-ouvrir l&#39;incision et exposer le CCA. </li><li> Retirez délicatement la suture en haut et tirez doucement sur la suture MCAO jusqu&#39;à ce que la partie revêtue de silicone est situé au nœud du milieu. </li><li> Refaire le chignon sur la suture pour empêcher le sang de couler passer la suture (il ne doit pas être un nœud coulant). </li><li> défaire délicatement le nœud du milieu et tirer le fil de suture passé le nœud en haut, mais gardez à l&#39;intérieur du CCA. </li><li> Bien refermer le nœud haut pour bloquer le flux sanguin de l&#39;artère. </li><li> Retirez complètement la suture MCAO et fermer hermétiquement le nœud du milieu. </li><li> La suture MCAO peut êtreréutilisé plusieurs fois. Après chaque utilisation, nettoyer la suture soigneusement dans 70% d&#39; éthanol pour éliminer les contaminants (par exemple, du sang ou des tissus) en utilisant une gaze stérile. Ensuite, placer la suture dans une poche de stérilisateur et le stériliser. </li><li> Répétez les étapes 6.1 à 6.4 et surveiller la récupération des animaux. </li></ol> 8. Analyse tissulaire <ol><li> Pour contrôler le volume systolique, disséquer le cerveau. <ol><li> Euthanize la souris en utilisant un procédé en deux étapes. Tout d&#39;abord, exposer l&#39;animal à une surdose de isoflurane jusqu&#39;à l&#39;arrêt respiratoire. Pour la coloration TTC, décapite la souris immédiatement et procéder à l&#39;extraction du cerveau. Pour le cerveau sectionnant (par exemple, pour les analyses immunocoloration), effectuer la perfusion via une ponction cardiaque avant la décapitation. </li><li> Cut-off la tête à la base du crâne et couper le cuir chevelu de l&#39;ouverture du col au sommet du crâne jusqu&#39;à entre les yeux. Avec le crâne exposé, couper l&#39;os le long des deux côtés à partir de l&#39;ouverture de la base du crâneà la cavité oculaire. Faire de cette coupe le long de la grande partie du crâne. Veillez à ne pas atteindre trop profond avec des ciseaux pour éviter d&#39;endommager le cerveau. </li><li> Ensuite, couper l&#39;os entre les deux orbites. </li></ol></li><li> En utilisant des pinces, soulevez le haut du crâne pour exposer le cerveau. Il devrait y avoir seulement une petite résistance. Si elle ne se soulève pas facilement, incisions du crâne peuvent être incomplètes. Soulever le cerveau doucement à l&#39;aide des pinces courbes émoussées. Le cerveau pourrait encore être fixé par plusieurs nerfs. Procédez lentement, en supprimant les pièces jointes le long du chemin. </li><li> Placer le cerveau frais dans une matrice de cerveau de 1 mm, ajouter quelques gouttes de PBS, et on tranche le long de la matrice à l&#39;aide d&#39;une lame de rasoir ou une lame de cryostat. </li><li> Transférer le cerveau à un mm plat 100 et ajouter la solution de coloration (2% de chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium [TTC] dissous dans du PBS) pour couvrir le fond du plat. En utilisant deux pinces, séparée toutes les tranches de cerveau (face vers le bas) et placez-les dans l&#39;ordre au fond du plat. NOTE: Coloration tournera tissu viable rouge, avec un tissu non viable restant blanc. Réchauffer la solution à 37 ° C va accélérer la coloration. Les signes de la zone de course (blanc) peut être vu aussi rapidement que post-AVC 90 min et restent visibles pendant plus de 7 jours. L&#39;imagerie doit être fait avec une règle pour permettre le calcul du volume de course. </li><li> Processus disséqué les cerveaux pour sectionner, immuno-coloration, l&#39; isolement de la protéine, ou une variété d&#39;autres procédures 17, 18, 19. </li></ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont pas de concurrents ou de conflits d’intérêts.

L&#39;utilisation réussie de la méthode MCAO décrite est très dépendante de la compréhension de l&#39;anatomie cérébrale du flux sanguin. Depuis la mise en place correcte de la suture est difficile à discerner en raison de l&#39;absence d&#39;indices visuels directs, la pratique répétée est important de maîtriser la procédure avant de l&#39;utiliser pour des études d&#39;investigation. Le volume systolique devrait être analysé afin d&#39;assurer des résultats cohérents. L&#39;ajout d&#39;un système de laser Doppler peut...

L&#39;étude des maladies cardiovasculaires, telles qu&#39;un accident vasculaire cérébral, repose sur l&#39;utilisation de modèles in vivo. Pour comprendre l&#39;implication éventuelle d&#39;une ischémie, une toxicité médicamenteuse et / ou le traitement, il est nécessaire d&#39;utiliser un modèle approprié, normalisé, fiable et reproductible de la maladie, ce qui permet des études comparatives entre les groupes de traitement. Dans ce manuscrit, nous utilisons des souris, étant donné la disponibilité d&#39;un grand nombre de souris transgéniques et des modèles d&#39;évaluation normalisés. Ratisser scores pour évaluer moteur et le comportement des déficits après un AVC ischémique expérimentale et la récupération après avoir été mis au point 1, 2. Plusieurs modèles d&#39;AVC ischémiques sont disponibles, tels que l&#39;ischémie complète mondiale cérébrale, une ischémie globale incomplète, l&#39;ischémie cérébrale multifocale et ischémie cérébrale focale. Ce dernier groupe est également la catégorie d&#39;accident vasculaire cérébral le plus répandu chez les patients. La majorité de la veillents sont initiées par la formation d&#39;une occlusion thrombotique ou embolique au niveau ou à proximité de l&#39;artère cérébrale moyenne (MCA). Compte tenu de ces paramètres, le modèle présenté étroitement imite l&#39; étiologie de la maladie d&#39;accident vasculaire cérébral humain et rend les résultats obtenus très pertinents 3. Néanmoins, la traduction des découvertes de modèles animaux au traitement de la maladie chez les humains est avérée difficile. Jusqu&#39;à présent, seule l&#39;utilisation du tissu thrombolytique activateur du plasminogène a été approuvé pour le traitement de l&#39; AVC ischémique aigu 4. Parmi les modèles d&#39;ischémie focale cérébrale chez la souris, postérieure modèle de course de la circulation cérébrale et cérébrale modèle de thrombose veineuse sont très invasive, diminuant leur applicabilité et de restreindre l&#39;éventail des analyses qui peuvent être effectuées. Cependant, d&#39;autres techniques, telles que le modèle de protection embolique, le modèle de photothrombosis, le modèle de course endothéline-1 induite par suture intraluminale et une occlusion de l&#39;artère cérébrale moyenne (MCAO) modèle, sont disponibles pour une utilisation sans ces limitations. Le modèle MCAO est une technique décrite dans ce protocole. Il offre une méthode fiable d&#39;induire une ischémie cérébrale focale qui peut être facilement reperfusé et exécutée de manière à haut débit. Il existe deux approches de ce modèle, à savoir, les méthodes Zea-Longa et Koizumi. Ils diffèrent légèrement dans le sens de la suture d&#39;occlusion est inséré dans le système vasculaire. Dans la technique Zea-Longa, le fil de suture est insérée par l&#39; intermédiaire de l&#39;artère carotide externe 5. La technique présentée ici est modifiée à partir de la méthode Koizumi dans laquelle la suture occlusive est introduit par l&#39;artère carotide commune 6. Le modèle MCAO a été appliquée avec succès pour évaluer les différents événements qui se produisent au cours de l&#39;AVC ischémique. Après reperfusion, l&#39;oedème cérébral peut être observé avec la rupture de la barrière hémato-encéphalique. la mort neuronale de pointe est généralement observée à 24 h; cependant, il rese tourne vers les niveaux de base au bout de 7 jours 7. Chez l&#39; homme, le sexe et l&#39; âge sont des variables importantes pour déterminer la course des résultats, ce qui est également observée chez les souris et les rats 8, 9, 10. Plusieurs publications ont utilisé le modèle MCAO pour démontrer l&#39; efficacité du traitement 11, 12, 13, 14.

<table><tbody><tr><td>Suture MCAO 0,23 mm</td><td>Doccol</td><td>702345PK5Re</td><td></td></tr><tr><td>Suture MCAO 0,21 mm</td><td>Doccol</td><td>702145PK5Re</td><td></td></tr><tr><td>Agrafes</td><td>pour stylo en argent</td><td>503205</td><td></td></tr><tr><td>Appareil d’anesthésie</td><td>Vetequip</td><td>901806</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux chirurgicaux</td><td>Outil scientifique fin</td><td>14558-09</td><td></td></tr><tr><td>Pince chirurgicale pointe droite</td><td>Fine outil scientifique</td><td>00108-11</td><td></td></tr><tr><td>Pince chirurgicale à pointe coudée</td><td>Outil scientifique fin</td><td>00109-11</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort</td><td>Outil scientifique fin</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>Suture en nylon</td><td>Braintree scintific</td><td>SUT-S 104</td><td></td></tr><tr><td>Suture de fermeture</td><td>VWR</td><td>95057-036</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2,3,5- Chlorure de triphényltétrazolium</td><td>FisherSci</td><td>50-121-8005</td><td></td></tr><tr><td>Bloc cérébral</td><td>Braintree scintific</td><td>BS-A 5000C</td><td></td></tr><tr><td>Lame de cryostat</td><td>VWR</td><td>89202-606</td><td></td></tr><tr><td>En option :</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Periflux Système Doppler laser Perimed</td><td>Periflux</td><td>5000</td><td></td></tr><tr><td>Unité de surveillance</td><td>Perimed</td><td>PF 5010 - LDPM</td><td></td></tr></tbody></table>

induction de l&#39;avc ischémique et ischémie-reperfusion chez la souris utilisation de l&#39;artère moyenne occlusion technique et visualisation des infarctus zone

Induction of Ischemic Stroke and Ischemia-reperfusion in Mice Using the Middle Artery Occlusion Technique and Visualization of Infarct Area

Les maladies cérébrovasculaires sont très répandues dans la population mondiale et englobent plusieurs types de maladies, dont les accidents vasculaires cérébraux. Afin d’étudier l’impact de l’AVC sur les lésions tissulaires et d’évaluer l’efficacité des interventions thérapeutiques, plusieurs modèles expérimentaux chez diverses espèces ont été développés. Ils comprennent l’ischémie cérébrale globale complète, l’ischémie globale incomplète, l’ischémie cérébrale focale et l’ischémie cérébrale multifocale. Le modèle décrit dans ce protocole est basé sur l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO) et est lié à la catégorie d’ischémie focale. Cette technique produit une ischémie focale constante dans une région strictement définie de l’hémisphère et est moins invasive que les autres méthodes. La procédure décrite est réalisée sur des souris, compte tenu de la disponibilité de plusieurs variantes génétiques et du grand nombre de tests standardisés pour les souris afin d’aider à l’évaluation du comportement et du déficit neuronal.

La voie d'insertion du fil de suture d'occlusion est mise en évidence sur la figure 1. La suture MCAO doit être acheminé vers la zone d'occlusion, bifurquant dans l'ICA. occlusion réussie du MCA va conduire à une lésion tissulaire, visible par coloration TTC. La figure 2 présente des images de coloration de simulacre animal traité (figure 2A) et d'un 60 min MCAO ischémie reperfusion animale (coloration à 90 min ou 24 heures après l'occlu...

Nous décrivons un modèle murin d’AVC induit par l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne à l’aide d’une suture recouverte de silicone. Le protocole peut être appliqué pour induire une occlusion permanente ou une ischémie temporaire, suivie d’une reperfusion.

Induction de l&#39;AVC ischémique et ischémie-reperfusion chez la souris Utilisation de l&#39;artère moyenne Occlusion Technique et visualisation des Infarctus Zone

Cerebrovascular disease is highly prevalent in the global population and encompasses several types of conditions, including stroke. To study the impact of ...

L’objectif global de cette intervention chirurgicale est d’induire officiellement et de manière fiable un AVC ischémique tout en laissant l’artère cérébrale externe intacte. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la recherche sur l’AVC, comme l’impact du traitement sur la gravité de l’AVC. Le principal avantage de cette technique est qu’après l’induction de l’AVC, l’artère cérébrale externe reste disponible pour infuser le traitement directement dans l’hémisphère affecté.Placez une souris anesthésiée à l’isoflurane sur la surface chirurgicale préparée et ajustez un cône nasal pour administrer de l’isoflurane mélangé à de l’oxygène. Assurez-vous que la fréquence respiratoire est d’environ une à deux respirations par seconde sans haleter. De plus, assurez-vous que l’animal ne présente pas de réaction à la stimulation des moustaches ou au réflexe de la pédale.Mettez une goutte de lubrifiant ophtalmique sur chaque œil, à l’aide d’un écouvillon stérile pour éviter qu’ils ne sèchent pendant la procédure. Après avoir rasé la zone d’incision, désinfectez soigneusement la zone chirurgicale à l’aide d’éthanol à 70 % et d’une solution à base de chlorhexidi

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L'induction chirurgicale d'une lésion cérébrale ischémique chez le rat est un modèle largement utilisé pour la recherche sur les AVC. Ici nous démontrons l'induction d'une ischémie cérébrale focale par occlusion de l'artère cérébrale moyenne. Visualisation de l'infarctus entraînant par coloration histologique et l'imagerie par résonance magnétique est également représentée.

Focale modèle d&#39;ischémie cérébrale par occlusion suture endovasculaire de l&#39;artère cérébrale moyenne chez le rat

L'occlusion filamenteux de l'artère cérébrale moyenne est un modèle commun pour l'étude de l'AVC ischémique chez la souris.

Course de modélisation chez la souris - Moyen-occlusion artérielle cérébrale avec le modèle filamentaire

Nous démontrons dans la vidéo un procédé pour produire une occlusion de l'artère cérébrale moyenne chez des souris adultes en utilisant un monofilament intraluminale. Nous montrons aussi comment évaluer l'étendue de l'infarctus cérébral par le chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium (TTC) coloration.

Modèle murin d&#39;occlusion artère cérébrale moyenne

Le intraluminale de l'artère cérébrale occlusion (MCAO) est le modèle le plus fréquemment utilisé chez les modèles expérimentaux ischémiques AVC. Ici, nous allons démontrer tout le modèle en détail avec le guide de Laser Doppler, et ses résultats représentatifs.

Intraluminale Occlusion Artère cérébrale moyenne (MCAO) Modèle pour l&#39;AVC ischémique avec guidage laser Doppler chez la souris

Le modèle de milieu intraluminal occlusion cérébrale chez la souris est présentée ici. L'étendue de l'infarctus cérébral est évaluée par un score neurologique et coloration au violet de crésyl, une alternative à la coloration TTC, offrant le grand avantage de tester en parallèle de nombreux marqueurs d'intérêt.

Modèle murin d&#39;MCAO intraluminale: Évaluation infarctus cérébral par coloration au violet de crésyl

Afin de comprendre la physiopathologie de la course, il est important d'utiliser des modèles fiables. Ce document décrira l'un des modèles de course les plus fréquemment utilisés chez la souris, appelé le modèle milieu occlusion de l'artère cérébrale (MCAo) (également appelé le filament intraluminal ou d'un modèle de suture) avec reperfusion.

Approche chirurgicale pour Occlusion de l&#39;artère cérébrale moyenne et reperfusion induite par des maladies chez les souris

Intraluminale filament une occlusion de l’artère cérébrale moyenne est le modèle le plus souvent utilisé en vivo d’accidents cérébrovasculaires chez les rongeurs. Une autre approche chirurgicale pour permettre la réparation de l’artère carotide commune est effectuée ici, qui permet à la reperfusion de l’artère carotide commune et une reperfusion intégrale sur le territoire de l’artère cérébrale moyenne.

Occlusion de l’artère cérébrale moyenne permettant une Reperfusion par l’intermédiaire de réparation de l’artère carotide commune chez les souris

Un modèle murin d’ischémie-reperfusion cérébrale est mis en place pour étudier la physiopathologie des accidents vasculaires cérébraux. Nous distalement ligaturer l’artère cérébrale moyenne droite et artère carotide commune droite et restaurer le flux sanguin après 10 ou 40 min d’ischémie.

Modèle de souris de deux vaisseaux Occlusion d’ischémie-reperfusion cérébrale

Nous décrivons ici une méthode simple et reproductible qui peut induire un infarctus du myocarde ou une lésion d’ischémie-reperfusion myocardique chez la souris par ligature de précision de l’artère coronaire descendante antérieure gauche par micromanipulation.

Induction d’un infarctus du myocarde et d’une lésion d’ischémie-reperfusion myocardique chez la souris

Ce protocole décrit le modèle d’ischémie cérébrale focale transitoire chez la souris par occlusion intraluminale de l’artère cérébrale moyenne. De plus, des exemples d’évaluation des résultats sont présentés à l’aide de l’imagerie par résonance magnétique et de tests comportementaux.

Modèle d’occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne de l’AVC

Ici, nous présentons un protocole pour établir un modèle distal d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (dMCAO) par électrocoagulation transcrânienne chez les souris C57BL/6J et évaluons le comportement neurologique et les caractéristiques histopathologiques ultérieurs.

Induction de l’AVC ischémique aigu chez la souris à l’aide de la technique d’occlusion de l’artère moyenne distale

Apprenez à induire un AVC ischémique chez la souris par occlusion de l'artère cérébrale moyenne tout en préservant l'artère cérébrale externe. Cette technique permet une infusion directe de traitements dans l'hémisphère affecté.

Induction de lAVC ischémique et ischémie-reperfusion chez la souris Utilisation de lartère moyenne Occlusion Technique et visualisation des Infarctus Zone (Vidéo) | JoVE Journal

Induction de l'AVC ischémique et ischémie-reperfusion chez la souris Utilisation de l'artère moyenne Occlusion Technique et visualisation des Infarctus Zone

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