Name: Biofilm Enlèvement des Aérosols de dioxyde de carbone sans purge dazote (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-06T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 11 s
Description: Découvrez l'élimination de biofilms par aérosols de dioxyde de carbone sans purge d'azote sur des puces d'acier inoxydable. Cette méthode rapide et fiable utilise le transfert de quantité de mouvement et l'action tensioactive.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Cette recherche a été soutenue par le Programme de recherche en sciences fondamentales par l’intermédiaire de la Fondation nationale de la recherche de Corée (NRF), financée par le ministère des Sciences, des TIC et de la Planification future (# 2015R1A2A2A01006446).

1. Préparation de la surface pour la formation du biofilm <ol><li> Couper 1 mm d&#39;épaisseur , 304 plaques d&#39;acier inoxydable en copeaux (10 x 10 mm 2) avec un dispositif de coupe mécanique. </li><li> Effectuer le nettoyage par ultrasons des puces dans de l&#39;acétone, du méthanol et déionisée (DI) de manière séquentielle de l&#39;eau pendant 10 minutes à chaque fois. Utiliser un conteneur résistant aux solvants, composé de substances telles que le verre, pour éliminer la contamination organique. </li><li> Rincer les puces avec de l&#39;eau DI courante pendant 3-5 sec. </li><li> Sécher les puces utilisant N 2 flux de gaz pendant 3-5 sec. </li></ol> 2. Préparation de la culture bactérienne <ol><li> Prenez un P. putida KT2440 (aimablement fourni par le professeur Sung Kuk Lee, UNIST, Corée du Sud) actions stockées dans un -80 ° C congélateur. </li><li> Décongeler à la température ambiante après 1 min, et la couche supérieure de la solution de stock congelé se transforme en neige fondante. Immergez une boucle dans la couche fondue de la solution de stock. </li><li> Utilisez cette boucle pour strie les bactéries sur un Luria-Bertani Plaque (LB) contenant 1,5% d&#39;agar. </li><li> Incuber la plaque pendant une nuit à 30 ° C pour faire croître les colonies bactériennes. </li><li> Choisissez une seule colonie de la plaque en utilisant une boucle fraîche. </li><li> Inoculer 10 ml de bouillon LB dans un tube conique de 50 ml avec la boucle contenant la seule colonie bactérienne. </li><li> Incuber le bouillon dans un incubateur à agitation pendant 16 heures à 30 ° C et 160 rpm. </li></ol> 3. Formation biofilm sur la surface <ol><li> Prenez chacune des puces préparées avec des pincettes et les tremper dans 70% d&#39;éthanol 5 fois pendant 1-2 secondes chacune, pour stériliser la surface de chaque puce. Veiller à ce que les copeaux sont maintenus avec des pincettes pendant le trempage. </li><li> Tremper chaque puce dans l&#39;eau DI autoclavée et bouillon LB séquentiellement, 5 fois pour 1-2 sec chacun, pour évacuer le reste de l&#39;éthanol. </li><li> Placez ces puces dans des plaques de culture à 6 puits avec 2 puces et 5 ml de bouillon LB par puits. </li><li> Diluer la culture bactérienne jusqu&#39;à ce que la concentration dans le bouillon atteint LB8 × 10 8 cellules / ml (densité optique à 600 nm de longueur d&#39; onde: ~ 0,8). </li><li> Inoculer chaque puits avec 50 ul de la culture bactérienne diluée. </li><li> Incuber les plaques à 30 ° C sans agitation pendant 24 heures pour la formation de biofilms. </li></ol> Nettoyage 4. CO 2 Aérosol <ol><li> Tremper les copeaux de biofilm formé dans un tampon d&#39;acétate d&#39;ammonium 10 mM (volatils) 5 fois pour éliminer vaguement attachés et bactéries planctoniques. </li><li> Sécher ces puces dans une enceinte de sécurité biologique, où l&#39;air circule légèrement. </li><li> Immédiatement après le séchage, placer une puce sur le lieu de chargement, qui est de 20 mm de la buse CO 2 le long de l&#39;axe du jet. Inclinez l&#39;axe du jet à un angle de 40 °. </li><li> Régler la pression de stagnation du CO2 et du N2 gazeux à 5,3 MPa et 0,7 MPa, respectivement, en utilisant des régulateurs de pression des gaz. </li><li> Appliquer le jet d&#39;aérosol sur la partie centrale de la puce. Aérosols blancs , y compris le CO 2 solide devraitêtre visible. Tourner &quot;sur&quot; l&#39;électrovanne pour le CO 2 pendant 5 secondes, puis remettez- le &quot;off&quot; pendant 3 sec (cycle de : 8 sec) en utilisant périodiquement un interrupteur commandé manuellement. Si une purge d&#39;azote doit être utilisé, allumer l&#39;électrovanne pour une alimentation continue de N2. </li><li> Traiter les copeaux avec du CO 2 pour aérosols 16, 40 et 88 secondes , avec ou sans purge d&#39;azote. Maintenir des puces sans traitement comme témoins négatifs. </li></ol> 5. Analyse de l&#39;efficacité de suppression <ol><li> Préparer 1 uM colorant d&#39;acide nucléique fluorescence verte (excitation / émission de longueur d&#39;onde: 480/500 nm) dans l&#39;eau DI pour colorer les cellules bactériennes sur le contrôle et les puces d&#39;aérosol traité. </li><li> Placer les morceaux dans la solution de coloration. </li><li> Incuber les puces dans un incubateur sans lumière à 37 ° C pendant 30 min. </li><li> Après l&#39;incubation, rincer délicatement les morceaux avec de l&#39;eau DI circulant pour éliminer un colorant fluorescent excessive. </li><li> Sécher les puces wie N 2 flux de gaz. </li><li> Prenez fluorescence images microscopiques de 5 champs aléatoires de vue (321 × 240 um 2) pour chaque puce en utilisant un microscope à épifluorescence, un objectif 40X, et une caméra CCD. </li><li> Obtenir l&#39;intensité de fluorescence pour chaque image en utilisant un logiciel de traitement d&#39;image tel que ImageJ. Dans ImageJ, utilisez la fonction &quot;Background Soustraire&quot; dans le menu &quot;Process&quot;, et sélectionnez &quot;densité intégrée&quot; dans la fenêtre &quot;Définir les mesures&quot; dans le menu &quot;Analyser&quot;. Faites la &quot;mesure&quot; dans le menu &quot;Analyser&quot; pour obtenir l&#39;intensité de fluorescence. </li><li> Calculer l&#39;efficacité d&#39;élimination de biofilm selon la formule suivante: 100% × (I jetons de contrôle - I de puces traitées) / (I jetons de contrôle), où I est l&#39;intensité de fluorescence calculée. </li><li> Obtenir la moyenne des rendements d&#39;élimination et les écarts types. Utilisez aumoins 4 jetons pour chaque cas. </li></ol>

<ol><li>Jain, A., Gupta, Y., Agrawal, R., Khare, P., Jain, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biofilms+-+A+microbial+life+perspective%3A+A+critical+review%5BTitle%5D)+AND+%22Crit.+Rev.+Ther.+Drug%22%5BJournal%5D)">Biofilms - A microbial life perspective: A critical review.</a> Crit. Rev. Ther. Drug. 24 (5), 393-443 (2007).</li>
<li>Bott, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biofouling+control+with+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Heat+Transfer+Eng%22%5BJournal%5D)">Biofouling control with ultrasound.</a> Heat Transfer Eng. 21 (3), 43-49 (2000).</li>
<li>Meyer, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Approaches+to+prevention%2C+removal+and+killing+of+biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Biodeterior.+Biodegradation%22%5BJournal%5D)">Approaches to prevention, removal and killing of biofilms.</a> Int. Biodeterior. Biodegradation. 51 (4), 249-253 (2003).</li>
<li>Hong, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+electric+currents+on+bacterial+detachment+and+inactivation%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol.+Bioeng%22%5BJournal%5D)">Effect of electric currents on bacterial detachment and inactivation.</a> Biotechnol. Bioeng. 100 (2), 379-386 (2008).</li>
<li>Nandakumar, K., Obika, H., Utsumi, A., Ooie, T., Yano, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+laser+ablation+of+laboratory+developed+biofilms+using+an+Nd%3AYAG+laser+of+532+nm+wavelength%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol.+Bioeng%22%5BJournal%5D)">In vitro laser ablation of laboratory developed biofilms using an Nd:YAG laser of 532 nm wavelength.</a> Biotechnol. Bioeng. 86 (7), 729-736 (2004).</li>
<li>Gibson, H., Taylor, J. H., Hall, K. E., Holah, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effectiveness+of+cleaning+techniques+used+in+the+food+industry+in+terms+of+the+removal+of+bacterial+biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Effectiveness of cleaning techniques used in the food industry in terms of the removal of bacterial biofilms.</a> J. Appl. Microbiol. 87 (1), 41-48 (1999).</li>
<li>Kang, M. Y., Jeong, H. W., Kim, J., Lee, J. W., Jang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removal+of+biofilms+using+carbon+dioxide+aerosols%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Aerosol+Sci%22%5BJournal%5D)">Removal of biofilms using carbon dioxide aerosols.</a> J. Aerosol Sci. 41 (11), 1044-1051 (2010).</li>
<li>Cha, M., Hong, S., Kang, M. Y., Lee, J. W., Jang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gas-phase+removal+of+biofilms+from+various+surfaces+using+carbon+dioxide+aerosols%5BTitle%5D)+AND+%22Biofouling%22%5BJournal%5D)">Gas-phase removal of biofilms from various surfaces using carbon dioxide aerosols.</a> Biofouling. 28 (7), 681-686 (2012).</li>
<li>Dwidar, M., Hong, S., Cha, M., Jang, J., Mitchell, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+application+of+bacterial+predation+and+carbon+dioxide+aerosols+to+effectively+remove+biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22Biofouling%22%5BJournal%5D)">Combined application of bacterial predation and carbon dioxide aerosols to effectively remove biofilms.</a> Biofouling. 28 (7), 671-680 (2012).</li>
<li>Cha, M., Hong, S., Lee, S. Y., Jang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removal+of+different-age+biofilms+using+carbon+dioxide+aerosols%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol.+Bioprocess+Eng%22%5BJournal%5D)">Removal of different-age biofilms using carbon dioxide aerosols.</a> Biotechnol. Bioprocess Eng. 19 (3), 503-509 (2014).</li>
<li>Singh, R., Monnappa, A. K., Hong, S., Mitchell, R. J., Jang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+Carbon+Dioxide+Aerosols+on+the+Viability+of+Escherichia+coli+during+Biofilm+Dispersal%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">Effects of Carbon Dioxide Aerosols on the Viability of Escherichia coli during Biofilm Dispersal.</a> Sci. Rep. 5, 13766(2015).</li>
<li>Sherman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carbon+Dioxide+Snow+Cleaning%5BTitle%5D)+AND+%22Particul.+Sci.Technol%22%5BJournal%5D)">Carbon Dioxide Snow Cleaning.</a> Particul. Sci.Technol. 25 (1), 37-57 (2007).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Auparavant, nous avons mené des études d’optimisation de la pression du gaz CO2 , de l’angle du jet et de la distance à la surface solide dans le nettoyage des aérosols de CO2 7. Contrairement à nos études précédentes, dans la présente étude, une purge à l’azote n’a pas été incluse dans l’aérosol (Figure 1). De plus, l’acier inoxydable 304 a été utilisé dans ce protocole, car c’est l’un des aciers inoxydables les plus courants et il est largement utilisé dans l’industrie ...

Les biofilms sont des structures complexes de communautés bactériennes dans lesquelles les cellules bactériennes sont intégrées dans des matrices autoproduites de substances polymères extracellulaires, maintenues ensemble et protégées de l’environnement extérieur. Les biofilms peuvent présenter un risque pour la santé publique et entraîner des pertes économiques, car ils peuvent se former sur diverses surfaces, notamment les matériaux et dispositifs d’implants médicaux, les équipements de transformation des aliments et les échangeurs de chaleur. En fait, les biofilms se sont avérés être associés à 65 % de toutes les maladies infectieuses bactériennes chez l’homme, selon les Centers for Disease Control and Prevention1.
Les autoclaves et les désinfectants tels que le chlore ont généralement été utilisés pour l’inactivation des biofilms. Cependant, l’utilisation d’un autoclave est limitée pour les surfaces qui ne peuvent ni résister à la vapeur à haute température ni être placées dans l’autoclave. Les désinfectants ne conviennent pas aux surfaces sensibles aux traitements chimiques ou sujettes à la collecte de produits d’oxydation toxiques2. De plus, le biofilm doit non seulement être inactivé, mais également éliminé afin d’éviter la fixation de nouvelles cellules à la surface, formant ainsi un nouveau biofilm3. Cependant, il est difficile d’éliminer les biofilms à l’aide de méthodes basées sur le cisaillement des fluides visqueux, car la vitesse d’écoulement près de la surface est presque nulle et la force de cisaillement ne peut généralement pas surmonter les forces d’adhérence des substances de taille micronique et submicronique. De plus, la matrice du biofilm est connue pour agir comme une barrière physique et chimique1.
De nombreuses techniques physiques et mécaniques ont été développées pour éliminer les biofilms des surfaces, notamment les vibrations ultrasonores1, les courants électriques4, l’irradiation laser5 et les pulvérisations d’eau à haute pression6. Chaque technique a ses propres avantages et inconvénients. Les vibrations ultrasoniques et le courant électrique peuvent être utilisés pour contrôler la formation de biofilm ; Cependant, ils nécessitent une configuration particulière et des surfaces conductrices, respectivement, nécessitant une contrainte de cisaillement supplémentaire1, 4. L’irradiation laser peut être appliquée sur une zone limitée et sur des surfaces dures ; Cependant, certaines cellules vivantes et mortes restent à la surface5. Les pulvérisations d’eau à haute pression éliminent efficacement les biofilms ; Cependant, leur élan élevé peut endommager les substrats mous6.
<classe p = 'jove_content'> élimination du biofilm à l’aide d’aérosols deCO2 a été précédemment proposée. Il a montré des résultats prometteurs, avec des efficacités d’élimination élevées dans un court laps de temps7-11. Les aérosols de CO2 sont générés par l’expansion adiabatique d’un gaz CO2 à haute pression à travers une buse, et ils sont appliqués sur les surfaces contaminées par un biofilm. Cette technique de nettoyage utilise le transfert de quantité de mouvement des particules solides de CO2 et l’action solvante des liquides de CO2 fondus, suivie de la force de cisaillement aérodynamique du gaz CO2 12. Par rapport aux jets de gaz N2 à haute pression, les jets d’aérosol de CO2 à la même pression de stagnation sont beaucoup plus efficaces pour éliminer les biofilms d’E. coli 7. De plus, bien que la quantité de mouvement du CO2 solide qui est délivré aux bactéries soit considérablement élevée, la quantité de mouvement du jet d’aérosol total appliqué sur la surface solide est nettement inférieure à celle des jets d’eau. Par conséquent, un nettoyage sans dommage est possible en utilisant cette technique d’aérosol deCO2.
Dans ce protocole, des jets périodiques d’aérosols deCO2 sans purges à l’azote ont été utilisés pour éliminer les biofilms de Pseudomonas putida d’une surface en acier inoxydable poli. En fait, les purges à l’azote ont été utilisées dans de nombreuses études sur les aérosols deCO2 pour augmenter l’efficacité de l’élimination en réduisant la condensation d’humidité générée pendant le nettoyage, même si le chauffage avec une plaque chauffante ou des lampes infrarouges et l’utilisation de boîtes sèches ont également été adoptés12. La formation du biofilm de surface et les procédures de nettoyage optimisées sont décrites ci-dessous. L’efficacité d’élimination a été évaluée en mesurant l’intensité de fluorescence du biofilm à la surface.

<table><tbody><tr><td>304 acier inoxydable</td><td>Steelni (Corée du Sud)</td><td></td><td>Polissés et coupés en dés</td></tr><tr><td>Nettoyeur à ultrasons</td><td>Branson (USA)</td><td>5510E-DTH</td><td></td></tr><tr><td>Luria-Bertani (LB)</td><td>Becton, Dickinson and Company (USA)</td><td>244620</td><td>500 g</td></tr><tr><td>Agar</td><td>Becton, Dickinson and Company (USA)</td><td>214010</td><td>500 g</td></tr><tr><td>6 puits plaque de culture</td><td>SPL Life Sciences (Corée du Sud)</td><td>32006</td><td></td></tr><tr><td>Tampon d’acétate d’ammonium</td><td>Sigma-Aldrich (États-Unis)</td><td>667404</td><td>10 mM</td></tr><tr><td>Unité double gaz</td><td>Applied Surface Technologies (États-Unis)</td><td>K6-10DG</td><td>Une buse pour gaz CO2 & 8 buses pour gaz N2</td></tr><tr><td>SYTO9</td><td>Thermo Fissher Scientific (États-Unis)</td><td>Invitrogen</td><td>Excitaion : 480 nm Émission : 500 nm</td></tr><tr><td>Microscope à épifluorescence&nbsp ;</td><td>Nikon (Japon)</td><td>Objectif Eclipse 80i</td><td></td></tr><tr><td>40X</td><td>Nikon (Japon)</td><td>Plan Fluor</td><td>NA : Appareil photo CCD 0,75</td></tr><tr><td></td><td>Photometrics (États-Unis)</td><td>Cool SNAP HQ2</td><td>Monochrome</td></tr></tbody></table>

biofilm enlèvement des aérosols de dioxyde de carbone sans purge d&#39;azote

Biofilm Removal Using Carbon Dioxide Aerosols without Nitrogen Purge

Les biofilms peuvent poser de sérieux problèmes dans de nombreuses applications. Non seulement ils peuvent causer des pertes économiques, mais ils peuvent également présenter un risque pour la santé publique. Par conséquent, il est hautement souhaitable d’éliminer les biofilms des surfaces. De nombreuses études sur le nettoyage des aérosols deCO2 ont utilisé des purges à l’azote pour augmenter l’efficacité de l’élimination du biofilm en réduisant la condensation d’humidité générée pendant le nettoyage. Cependant, dans cette étude, des jets périodiques d’aérosols de CO2 sans purges d’azote ont été utilisés pour éliminer les biofilms de Pseudomonas putida des surfaces en acier inoxydable poli. Les aérosols de CO2 sont des mélanges de CO2 solide et gazeux et sont générés lorsque le gaz CO2 à haute pression est détendu adiabatiquement à travers une buse. Ces aérosols à grande vitesse ont été appliqués sur un biofilm qui avait été cultivé pendant 24 heures. L’efficacité d’élimination variait de 90,36 % à 98,29 % et a été évaluée en mesurant l’intensité de fluorescence du biofilm alors que le temps de traitement variait de 16 secondes à 88 secondes. Nous avons également réalisé des expériences pour comparer les efficacités d’élimination avec et sans purges d’azote ; Les efficacités d’élimination du biofilm mesurées n’étaient pas significativement différentes les unes des autres (test T, P > 0,55). Par conséquent, cette technique peut être utilisée pour nettoyer diverses surfaces biocontaminées en une minute.

CO 2 aérosols ont été utilisés pour enlever le P. putida biofilms de SUS304 surfaces (figure 1). La plupart des surfaces étaient recouvertes de biofilm après 24 h de croissance. La majeure partie du biofilm a été éliminé en utilisant le CO 2 aérosols (figure 2). Comme on s&#39;y attendait, la figure 3 montre une augmentation de l&#39;efficacité de l&#39; élimination de biofilm que le CO 2 temps de traitement d&#39;aérosol accrue...

Les biofilms sur les surfaces peuvent être éliminés efficacement et rapidement en utilisant un jet périodique d’aérosols de dioxyde de carbone sans purge d’azote.

Biofilm Enlèvement des Aérosols de dioxyde de carbone sans purge d&#39;azote

Biofilms can cause serious concerns in many applications. Not only can they cause economic losses, but they can also present a public health hazard. ...

L'objectif général de cette expérience est d'évaluer l'efficacité du retrait des biofilms à l'aide d'aérosols de dioxyde de carbone sans purge à l'azote. Les aérosols de dioxyde de carbone peuvent être utilisés pour éliminer les biofilms grâce au transfert de quantité de mouvement et à l'action tensioactive des aérosols. Cette méthode constitue une technique fiable et efficace de retrait des biofilms en un court laps de temps, et représente également une technique de nettoyage des biofilms en phase gazeuse.Pour commencer l'expérience, utilisez des pastilles en acier inoxydable 304 découpées mécaniquement, d'une épaisseur de 1 millimètre et de dimensions 10 x 10 millimètres carrés. Ensuite, nettoyez les pastilles par ultrasons dans l'acétone, le méthanol et l'eau déionisée ou DI, successivement. Rincez les pastilles à l'eau DI courante pendant quatre secondes, puis séchez-les à l'aide d'un flux de gaz azote pendant quatre secondes.Récupérez un stock de Pseudomonas putida KT2440 conservé à 80 degrés Celsius. Dégeliez la culture à température ambiante pendant une minute, lorsque la couche supérieure de la solution congelée devient boueuse. Immergez une anse dans la couche fondue de la solution stock et étalez les bactéries sur une boîte de milieu LB (Luria Broth) contenant 1,5 % d'agar.Incuber la plaque toute la nuit à 30 degrés Celsius. Le jour suivant, ajouter 10 millilitres de LB dans un tube conique de 50 mL. Utiliser une anse fraîche pour prélever une colonie unique à partir de la plaque et ensemencer le LB. Incuber le bouillon dans un incubateur agité.Prendre chaque puce préparée avec des pinces et les plonger cinq fois dans de l'éthanol à 70 %, pendant 1 à 2 secondes chacune, afin de stériliser la surface de chaque puce. Ensuite, rincer chaque puce dans de l'eau désionisée (ou DI) stérilisée au autoclave. Puis, les rincer successivement dans du LB pour éliminer l'éthanol résiduel.Placer les puces dans des plaques de culture à six puits, avec deux puces dans cinq millilitres de bouillon LB par puits. Ensuite, diluer la culture bactérienne jusqu'à ce que la concentration dans le bouillon LB atteigne 8 x 10⁸ cellules par millilitre. Inoculer chaque puits avec 50 microlitres de la culture bactérienne diluée.Ensuite, incuber les plaques. Plonger les puces recouvertes de biofilm dans un tampon d'acétate d'ammonium 10 millimolaire cinq fois afin d'éliminer les bactéries faiblement adhérentes et planctoniques. Puis, sécher les puces dans une hotte de sécurité biologique où circule un flux d'air modéré.Immédiatement après le séchage, placer une puce sur le plateau de chargement, à 20 millilitres de la buse de dioxyde de carbone le long de l'axe du jet. Incliner l'axe du jet à un angle de 40 degrés. Ensuite, régler les pressions d'arrêt du dioxyde de carbone et de l'azote à l'aide de régulateurs de pression de gaz.Appliquer le jet d'aérosol sur la partie centrale de la puce. Activer la vanne solénoïde du dioxyde de carbone pendant cinq secondes, puis la désactiver pendant trois secondes de manière périodique à l'aide d'un interrupteur manuel. Si un rinçage à l'azote doit être utilisé, ouvrir la vanne solénoïde pour une alimentation continue en azote.Une fois le montage terminé, traitez les puces avec des aérosols de dioxyde de carbone avec et sans purges d'azote, puis comparez les puces soumises à des durées de traitement par aérosol différentes. Conservez les puces non traitées comme témoins négatifs. Préparez une solution d'un micromolaire de colorant nucléique fluorescent vert dans de l'eau désionisée afin de colorer les cellules bactériennes sur les puces témoins et celles traitées par aérosol.Placer la solution de coloration dans les puits contenant les puces et les incuber. Après l'incubation, rincer délicatement les puces à l'eau désionisée courante pour éliminer l'excès de colorant fluorescent. Ensuite, sécher les puces à l'aide d'un flux de gaz azote.Prenez des images en microscopie à fluorescence de cinq champs aléatoires pour chaque puce à l’aide d’un microscope à fluorescence en épifluorescence. Enfin, passez aux calculs. Des images en microscopie à fluorescence de biofilms de Pseudomonas putida cultivés pendant 24 heures ont été traitées avec des aérosols de dioxyde de carbone pendant 0, 16, 40 et 88 secondes, sans purge à l’azote.Les rendements d’élimination calculés à partir des intensités de fluorescence des biofilms sans purge à l’azote étaient supérieurs aux rendements d’élimination avec purge à l’azote. Comme vous l’avez vu dans cette vidéo, la technique de nettoyage triphasique élimine efficacement les biofilms en un court laps de temps. Elle peut être appliquée à une grande variété de surfaces contaminées biologiquement.

biofilm-removal-using-carbon-dioxide-aerosols-without-nitrogen-purge

Research

Recherche

JoVE Journal

Environment

Environnement

Nous avons discuté de la synthèse de nanocups graphite individuels en utilisant une série de techniques, y compris le dépôt chimique en phase vapeur, l'oxydation des acides et sonication pointe de sonde. Par la réduction de citrate de...

Synthèse et fonctionnalisation des dopé à l&#39;azote Coupes de nanotubes de carbone avec des nanoparticules d&#39;or que les bouchons de liège

Ici, les procédures de dépôt par plasma chimique en phase vapeur sur des perfluoroalcanes matériaux microporeux tels que les cadres organo-métalliques pour améliorer leur stabilité et leur caractère hydrophobe sont décrites. En outre, les essais de percée de quelques milligrammes d'échantillons est décrite en détail.

Préparation de hydrophobes cadres métal-organiques via Plasma Enhanced Chemical Vapor Deposition de perfluoroalcanes pour l&#39;enlèvement de l&#39;ammoniac

Les enzymes d’extinction du quorum sont des options anti-virulentes et antibactériennes qui peuvent atténuer la pathogenèse sans risque d’encourir une résistance, en empêchant l’expression de facteurs de virulence et de gènes associés à la résistance aux antibiotiques et à la formation de biofilms. Dans cette étude, nous rapportons une méthode qui démontre l’efficacité des enzymes d’extinction du quorum dans la perturbation du biofilm bactérien.

Perturbation Anti-virulente de biofilms pathogènes en utilisant Engineered Quorum-trempe Lactonases

Cette procédure décrit comment encapsuler cytochrome c (cyt. C) en silice (SiO 2) sol-gels, processus ces gels pour former bioaerogels, et utiliser ces bioaerogels de reconnaître rapidement l' oxyde nitrique (NO) par une réaction en phase gazeuse. Ce type de protocole peut aider dans le développement futur de biocapteurs ou d'autres dispositifs bioanalytiques.

encapsulation cytochrome<em&gt; c</em&gt; En silice aérogel nanoarchitectures sans métal Nanoparticules tout en Conservant en phase gazeuse bioactivité

Une nouvelle méthode de production d’aérogels à base de biopolymères par gélification induite par le dioxyde de carbone (CO2) est présentée. La technique utilise du dioxyde de carbone sous pression (5 MPa) pour la production d’hydrogels biopolymères et du CO2 supercritique (12 MPa) pour convertir les gels en aérogels. Les seuls solvants nécessaires en plus du CO2 sont l’eau et l’éthanol.

Préparation de biopolymères aérogels Utilisation de Solvants verts

Cette étude présente le développement de méthodologies reproductibles pour étudier les inhibiteurs de biofilm et leurs effets sur la multicellularité de Bacillus subtilis.

Méthodologies pour l&#39;étude<em&gt; B. subtilis</em&gt; biofilms comme un modèle pour Caractériser Inhibiteurs biofilm petites molécules

Cet article décrit un réacteur à micro-ondes fluide qui est utilisé pour conduire une chimie non équilibrée efficace pour l'application de la conversion / activation de molécules stables telles que le CO 2 , le N 2 et le CH 4 . Le but de la procédure décrite ici est de mesurer la température in situ du gaz et la conversion du gaz.

Plasma à micro-ondes non équilibré pour une chimie à haute température efficace

Cet article décrit un protocole ainsi qu’une étude comparative de deux techniques de fabrication microfluidiques, à savoir la photolithographie/gravure humide/liaison thermique et l’gravure sélective induite par laser (SLE), qui conviennent aux conditions de haute pression. Ces techniques constituent des plates-formes habilitantes pour l’observation directe du flux de fluides dans les supports perméables de substitution et les systèmes fracturés dans des conditions de réservoir.

Techniques de fabrication microfluidiques pour l’essai à haute pression du transport supercritique de mousse de CO2 à micro-échelle dans les réservoirs non conventionnels fracturés

Cet article détaille les méthodes qui démontrent trois techniques courantes de récolte et de désagrégation du biofilm sur deux types de surface, les tests de robustesse d’une méthode de récolte et les informations minimales à prendre en compte lors du choix et de l’optimisation des techniques de récolte et de désagrégation pour augmenter la reproductibilité.

Récolte et désagrégation : une étape négligée dans la recherche sur les méthodes de biofilm

Ce protocole décrit une approche combinant des méthodes statiques et dynamiques pour évaluer l’efficacité des peroxyacides organiques pour l’éradication des biofilms dans l’industrie laitière. Cette approche peut également être utilisée pour tester l’efficacité de nouvelles formulations biologiques ou chimiques pour contrôler les biofilms.

Evaluation de l’efficacité des peroxyacides organiques pour l’éradication des biofilms laitiers à l’aide d’une approche combinant des méthodes statiques et dynamiques

Ce protocole décrit les méthodes d’utilisation d’une nouvelle technologie de désinfection par brouillard à peroxyde d’hydrogène sec aérosolisé (aHP) qui offre une connectivité hospitalière intelligente, permettant l’intégration au sein des plateformes de données pour fournir des données historiques sur l’utilisation des équipements, la vérification des dosages d’aHP, la couverture des pièces, les temps de désinfection et les emplacements afin de réduire les infections associées aux soins de...

Désinfection automatisée des chambres d’hôpital utilisant une nouvelle technologie aérosolisée de dispersion de microgouttelettes à base de peroxyde d’hydrogène

Découvrez l'élimination de biofilms par aérosols de dioxyde de carbone sans purge d'azote sur des puces d'acier inoxydable. Cette méthode rapide et fiable utilise le transfert de quantité de mouvement et l'action tensioactive.

Biofilm Enlèvement des Aérosols de dioxyde de carbone sans purge d'azote

Explorer plus de vidéos