Name: Un modèle de lésion de la moelle épinière à base de déplacement tissulaire à base de tissus chez les souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 59 s
Description: Apprenez un modèle de lésion contusive de la moelle épinière par déplacement tissulaire chez la souris adulte. Cette technique reproduit des blessures graduées et reproductibles pour étudier les mécanismes et thérapies.

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Ce travail a été soutenu en partie par NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562; Prix ​​de révision du mérite I01 BX002356 du US Department of Veterans Affairs; Craig H Neilsen Foundation 296749; Fondation de recherche sur les lésions cérébrales de l&#39;Indiana et Fonds de dotation Mari Hulman George (XMX); Norton Healthcare, Louisville, KY (YPZ); L&#39;État de l&#39;Indiana ISDH 13679 (XW); Et la Fondation NeuroCures.

Toutes les procédures chirurgicales et de manipulation des animaux ont été effectuées comme approuvé dans le Guide pour la prise en charge et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire (Conseil national de recherches) et les Directives du Comité de soins et de soins pour animaux institutionnels de l&#39;École de médecine de l&#39;Université de l&#39;Indiana. 1. Préparation de l&#39;animal et réalisation de la laminectomie spinale T10 <ol><li> Stériliser les instruments chirurgicaux et le stabilisateur de la colonne vertébrale dans un autoclave. Nettoyez la table d&#39;opération chirurgicale. Réchauffer un coussin chauffant à 37 ° C. Placez le coussin chauffant sur la table d&#39;opération et recouvrez-le avec des rideaux chirurgicaux stériles. Utiliser une technique stérile tout au long de l&#39;opération. </li><li> Utiliser des souris adultes C57 / 6J adultes à 10 semaines pour cette étude. Anesthésier chaque animal avec une injection intrapéritonéale (ip) d&#39;un mélange de kétamine (87,7 mg / kg) et de xylazine (12,3 mg / kg). Confirmer l&#39;anesthésie complète en ne provoquant aucune réponse à une stimulation par nociception induite par pincement de patte. </stro<html> Ng&gt; <ol><li> Administrer par voie sous-cutanée de la buprénorphine (0,01-0,05 mg / kg), un agent analgésique et du carprofène (5 mg / kg), un médicament anti-inflammatoire non stéroïdien. </li></ol></li><li> Raser les cheveux sur la colonne vertébrale thoracolombaire à l&#39;aide d&#39;une tondeuse électrique. Nettoyer la peau avec une solution de betadine et 70% de lingettes d&#39;alcool. </li><li> Appliquer une pommade ophtalmique aux cornées pour protéger les yeux du séchage pendant la chirurgie. </li><li> Avec un scalpel, faites une incision cutanée de la ligne médiane de 1,5 cm sur le dos de l&#39;animal pour exposer les lames vertébrales thoraciques du 9 au 11. Poussez le tissu adipeux sous-cutané de manière rostrale. Dissectionnez les muscles paraspales des processus épineux et des lames, vers les facettes latérales de chaque côté. </li><li> Placez la souris sur la goulotte en forme de U du stabilisateur ( figure 2A Et 2B ). Serrer bilatéralement les bras en acier inoxydable sous les facettes exposées de la vertèbre T10 (G &quot;&gt; Figure 4A) et serrer à l&#39;aide des vis à vis fixées aux bras ( Figure 2A ). </li><li> Supprimez le processus épineux T10 et la lamina (laminectomie) en utilisant un micro-rongeur qui expose la dure-mère au-dessus de la moelle épinière ( Figure 4B ). </li></ol> 2. Effectuer la blessure par contournement T10 à l&#39;aide de l&#39;Impactor LISA <ol><li> Tournez le bouton du régulateur de pression sur le réservoir d&#39;azote pour régler l&#39;azote comprimé à 20 PSI ou 138 kPa ( Figure 1A ) pour cette étude. REMARQUE: la pression est réglable de 10-120 PSI. Une pression plus élevée entraînera un impact de vitesse plus élevé. La pointe du dispositif SCI avec un diamètre de 1,2 mm est conçue pour les souris, et la pointe avec un diamètre de 2,2 mm est conçue pour les rats. En changeant de souris en rats, la pointe de plus grand diamètre peut être formée en ajoutant une bague à la pointe de métal (id 1.2 mm / od 2.2 mm). Nous avons utilisé la pointe de 1,2 mm dans cette souris SCI sTudy. Stériliser la pointe SCI avant utilisation. </li><li> Allumez l&#39;ordinateur pour démarrer le logiciel. Bouton poussoir 1 ( Figure 1B ) pour activer la pointe de l&#39;impacteur dans une position complètement étendue ( Figure 3A -1 ). REMARQUE: La fonction du bouton 1 est d&#39;activer ou de désactiver manuellement le vérin pneumatique. </li><li> Placez le conteneur en U avec la souris sur le plateau ( Figure 2B ). Fixez l&#39;étape en place en serrant les vis à main du support ( Figure 2B ). </li><li> Dans la zone &quot;SET ZERO LEVEL&quot; (vert), réglez le niveau zéro, avec un capteur laser mesurant la distance à l&#39;extrémité du plongeur complètement étendu, en cliquant sur le bouton &quot;START READING&quot; ( Figure 3A ). La distance sera affichée dans le paramètre &quot;Gamme&quot; dans cette zone ( Figure 3A ). Cliquez sur le bouton &quot;SET ZERO&quot; ( p. Ex., 8,951 mm, illustré à la figure 3A ). </li><li> Bouton poussoir 1 ( Figure 1B ) pour retirer la pointe de l&#39;impact ( Figure 3B -1 , indiquée par une flèche supérieure) et déverrouiller la vis de fixation 1 ( Figure 2B ). Tirez la vis vers la bonne position ( Figure 3B -1 , indiquée par une flèche latérale) pour déplacer la pointe du chemin du faisceau laser et tournez la vis à 90 ° dans le sens des aiguilles d&#39;une montre pour verrouiller la vis. </li><li> Déplacez le stade en ajustant les micro-conducteurs frontal et latéraux ( Figure 1C ) pour viser le faisceau laser sur le centre de la moelle épinière exposée. Une fois que l&#39;emplacement de la blessure est ciblé, mesurez la distance du tissu en cliquant sur le bouton &quot;START READING&quot; sous &quot;SET BUGER LEVEL &quot;zone (bleu) ( Figure 3B et 3B-1 ). </li><li> Réglez lentement la distance entre le capteur et la moelle épinière via le micro-conducteur vertical ( Figure 1C ) pour atteindre le paramètre de déplacement souhaité ( p. Ex., 0,500 mm, indiqué dans la case &quot;Injury&quot;) dans la zone &quot;SET NERVEUR&quot; (Bleu) ( figure 3B ). <ol><li> Lorsque le déplacement de blessure souhaité est atteint, enregistrez la distance du tissu ( p. Ex., 8,451 mm, illustré dans la boîte de paramètres &quot;Plage&quot;) ( Figure 3B ). Définir le déplacement souhaité (blessure) = distance de pointe (zéro) - distance tissulaire (plage) ( figure 3B ). Lorsque la blessure souhaitée ( par exemple, un déplacement de tissu de 0,500 mm) est atteinte ( Figure 3B ), cliquez sur le bouton &quot;SET BUGER&quot; sous la zone &quot;SET BUGER NIVEAU&quot; pourRégler la blessure. </li></ol></li><li> Tournez la vis 1 à 90 ° dans le sens inverse des aiguilles d&#39;une montre pour déverrouiller la vis, enfoncez la pointe d&#39;impact dans la trajectoire du faisceau laser ( Figure 3C -1 , direction indiquée par une flèche) et verrouillez la Vis 1 en la tournant 90 ° dans le sens des aiguilles d&#39;une montre. </li><li> Cliquez sur le bouton Exécuter sous la zone rouge &quot;RUN EXPERIMENT&quot; ( Figure 3C ) pour exécuter l&#39;impact. Les cases de paramètres dans cette zone montrent les temps de blessure, la force (mV), la vitesse (m / s) et le déplacement de blessure (mm) ( Figure 3C ). </li><li> Une fois que toutes les données sur les blessures sont enregistrées et enregistrées, retirez le bac en U avec la souris de la scène. Confirmer visuellement la lésion de la moelle épinière sous un microscope chirurgical ( Figure 4C ). </li><li> Suturer les muscles paravertébraux, le fascia superficiel et la peau en utilisant une suture continue avec de la soie 3-0 (Henry Schein, 776-SK). </li><li> Injecter leE animal avec 1 ml de solution saline à 0,9% par voie sous-cutanée pour l&#39;hydratation et placez-le sur un tampon à température contrôlée jusqu&#39;à ce que la conscience complète soit retrouvée. Placez la souris dans une cage avec des aliments et de l&#39;eau accessibles. </li><li> Pour les soins post-opératoires, exprimer manuellement la vessie jusqu&#39;à ce que la vomissement spontané de la vessie revienne. Pour l&#39;analgésie, injecter Buprenorphine (0,05-2,0 mg / kg, SQ) 8-12 h / jour pendant 2 jours. En cas d&#39;infection à la vessie, injecter Baytril (SQ, 5-10 mg / kg dans 0,1 mL, 1 dose par jour) pendant 7 à 10 jours. Si une infection régionale / systémique se produit, injecter Gentamycine (SQ, 5-8 mg / kg, dilué dans 1 ml de solution saline stérile, toutes les 8 à 12 h) pendant 4 jours. </li><li> Retirez les fils de suture à 14 jours après la SCI. </li><li> Le 42ème jour après la blessure, les souris seront sacrifiées par perfusion. Après une anesthésie appropriée à 1,2, ils seront perfusés avec 30 ml (0,01 M) de solution salée tamponnée au phosphate (PBS) et 30 ml de paraformaldéhyde à 4% dans du PBS 0,01 M. Un centimètre de la moelle épinière, y compris l&#39;épopée de la lésionEntrée sera collectée et traitée pour la section et l&#39;analyse histologique. </li></ol>

<ol><li>Young, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+contusion+models%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Spinal cord contusion models.</a> Prog. Brain Res. 137, 231-255 (2002).</li>
<li>Gale, K., Kerasidis, H., Wrathall, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+contusion+in+the+rat%3A+behavioral+analysis+of+functional+neurologic+impairment%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Spinal cord contusion in the rat: behavioral analysis of functional neurologic impairment.</a> Exp. Neurol. 88 (1), 123-134 (1985).</li>
<li>Gruner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+monitored+contusion+model+of+spinal+cord+injury+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">A monitored contusion model of spinal cord injury in the rat.</a> J. Neurotrauma. 9 (2), 126-128 (1992).</li>
<li>Scheff, S. W., Rabchevsky, A. G., Fugaccia, I., Main, J. A., Lumpp, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+modeling+of+spinal+cord+injury%3A+Characterization+of+a+force-defined+injury+device%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Experimental modeling of spinal cord injury: Characterization of a force-defined injury device.</a> J. Neurotrauma. 20 (2), 179-193 (2003).</li>
<li>Stokes, B. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+spinal+cord+injury%3A+a+dynamic+and+verifiable+injury+device%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Experimental spinal cord injury: a dynamic and verifiable injury device.</a> J. Neurotrauma. 9 (2), 129-134 (1992).</li>
<li>Young, W. MASCIS spinal cord contusion model. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYoung%2C+W+%22Animal+Models+of+Acute+Neurological+Injuries%22">Animal Models of Acute Neurological Injuries</a>. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 411-422 (2009).</li>
<li>Jakeman, L. B., McTigue, D. M., Walters, P., Stokes, B. T. The Ohio State University ESCID spinal cord contusion model. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJakeman%2C+LB+%22Animal+Models+of+Acute+Neurological+Injuries%22">Animal Models of Acute Neurological Injuries</a>. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 433-448 (2009).</li>
<li>Scheff, S., Roberts, K. N. Infinite Horizon spinal cord contusion model. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aScheff%2C+S+%22Animal+Models+of+Acute+Neurological+Injuries%22">Animal Models of Acute Neurological Injuries</a>. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 423-433 (2009).</li>
<li>Sances, A., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/6373138">The biomechanics of spinal injuries.</a> Crit. Rev. Biomed. Eng. 11 (1), 1-76 (1984).</li>
<li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+contusion+based+on+precise+vertebral+stabilization+and+tissue+displacement+measured+by+combined+assessment+to+discriminate+small+functional+differences%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Spinal cord contusion based on precise vertebral stabilization and tissue displacement measured by combined assessment to discriminate small functional differences.</a> J. Neurotrauma. 25 (10), 1227-1240 (2008).</li>
<li>Walker, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+vertebral+stabilization+method+for+producing+contusive+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">A novel vertebral stabilization method for producing contusive spinal cord injury.</a> J. Vis. Exp. (95), (2015).</li>
<li>Allen, A. R. <a target="_blank" href="http://jamanetwork.com/journals/jama/article-abstract/448138">Surgery of experimental lesion of spinal cord equivalent to crush injury of fracture dislocation of spinal column. A preliminary report.</a> J. A. M. A. 57, 878-880 (1911).</li>
<li>Jakeman, L. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Traumatic+spinal+cord+injury+produced+by+controlled+contusion+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Traumatic spinal cord injury produced by controlled contusion in mouse.</a> J. Neurotrauma. 17 (4), 299-319 (2000).</li>
<li>Rivlin, A. S., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+duration+of+acute+spinal+cord+compression+in+a+new+acute+cord+injury+model+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Surg.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat.</a> Surg. Neurol. 10 (1), 38-43 (1978).</li>
<li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlled+cervical+laceration+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Controlled cervical laceration injury in mice.</a> J. Vis. Exp. (75), (2013).</li>
<li>Ma, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+controlled+spinal+cord+contusion+for+the+rhesus+macaque+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">A controlled spinal cord contusion for the rhesus macaque monkey.</a> Exp. Neurol. 279, 261-273 (2016).</li>
</ol>

Christopher B. Shields, MD est propriétaire du système Louisville Injury System Apparatus (LISA) produit par Louisville Impactor System, LLC.

En 1911, Allen a décrit le premier modèle de perte de poids en utilisant un poids fixe pour induire des blessures sur les cordes épinaires exposées aux chiens 12 . Des modèles de perte de poids similaires ont été développés en fonction du modèle Allen, y compris l&#39;élément de frappe NYU / MASCIS 3 , 6 , 13 , 14 . En plus du modèle de perte de poids, d&#39;autres dispositifs SCI ont été créés. Le modèle OSU / ESCID 5 , 7 utilise un mécanisme de déplacement des tissus pour contrôler la gravité des blessures, et le modèle IH 4 , 8 utilise la force pour créer un SCI graduable. Dans ces systèmes, la stabilisation vertébrale est obtenue en serrant les processus épineux rostral et caudal au site de blessure. Ces appareils utilisent des vitesses de blessure faibles, en particulier 0,33 à 0,9 m / s (NYU / MASCIS), 0,148 m / s (OSU / ESCID)Et 0,13 m / s (IH). La stabilisation des processus épineux rostral et caudal peut provoquer une flexibilité de la colonne vertébrale et un mouvement de la colonne vertébrale pendant l&#39;impact, ce qui peut affecter la précision des blessures. La méthode LISA tente de surmonter les faiblesses des modèles existants, en particulier en ce qui concerne l&#39;instabilité de la colonne vertébrale et une faible vitesse de blessure. Cette méthode utilise la stabilisation bilatérale des facettes et évite les artefacts de mouvement associés à la blessure. Ce dispositif utilise une vitesse d&#39;impact élevée qui peut être réglée entre 0,5-2 m / s 11 , 15 . Le capteur laser est plus avancé que le Vibreur Ling utilisé dans le modèle ESCID et mesure précisément la distance de la surface de la moelle épinière sans nécessiter aucun contact tissulaire. Le modèle a été développé à l&#39;origine pour produire un rat SCI, et il a maintenant été adapté pour produire SCI sur les souris et sur les primates non humains 16 , avec des modifications. Spine stL&#39;abilisation réduit la variabilité de toutes les méthodes SCI expérimentales, en particulier dans les modèles de déplacement tissulaire. Le capteur de distance laser détermine l&#39;ampleur du déplacement tissulaire de la moelle épinière pendant les mouvements respiratoires. Il est important que le point de la moelle épinière sur lequel le laser soit focalisé soit le point identique frappé par l&#39;élément de frappe. Cette étape s&#39;effectue pendant l&#39;étape d&#39;étalonnage ( Figure 3 ), lorsque la pointe de l&#39;impact et le faisceau laser sont alignés. Une faiblesse potentielle de ce modèle est que l&#39;ampleur du déplacement des tissus est mesurée à partir de la surface dural. Bien que l&#39;épaisseur de la dure dure constitue une différence négligeable entre les animaux, une variabilité significative peut exister dans l&#39;espace sous-arachnoïdien rempli de liquide céphalo-rachidien (LCR). La variabilité dans les résultats de blessure peut se produire lors de la production d&#39;une blessure à contusion très légère en utilisant un petit déplacement de tissu. Dans l&#39;ensemble, la cohérence de la blessure dépend principalementSur la précision du déplacement des tissus et aussi sur la vitesse et le temps de contact des tissus du plongeur. La gamme de déplacement des tissus est large (précision: 0-10 ± 0.005 mm). Sur la base de données pilotes antérieures et d&#39;informations publiées dans les rongeurs et les primates non humains, un déplacement de 20% du diamètre antéro-postérieur du SC produit un SCI doux, un déplacement de 30 à 40% produit un SCI modéré et un déplacement de&gt; 50% Produit des SCI sévères à une vitesse de 1 m / s. Il y aura de légères différences selon les espèces animales. Le temps de séjour est réglable de 0 à 5 s en utilisant un relais temporel. Dans notre étude, le temps de séjour a été fixé à 300 ms. Cela peut être facilement ajusté pour reproduire les temps de fonctionnement d&#39;autres périphériques SCI, y compris les modèles NYU et IH. En résumé, nous avons développé un modèle de SCI contusif à base de déplacement chez la souris adulte. Le modèle utilise un stabilisateur en U pour stabiliser les facettes bilatérales de la colonne vertébrale, en évitant le cordonObjets de mouvement associés à la mesure guidée par laser de la surface du cordon. Ce modèle peut produire des lésions de cordon à grande vitesse de 0,5 à 2 m / s. Le capteur laser est plus précis que la méthode conventionnelle pour déterminer la vitesse et la distance à la surface d&#39;impact. Le modèle peut provoquer des lésions de la moelle épinière à tous les niveaux, de légère à sévère. Lorsqu&#39;il est modifié, cet appareil peut également produire des blessures chez les rats et les grands animaux, comme les primates non humains.

La lésion de la moelle épinière (SCI) la plus fréquente chez les humains est une SCI 1 contusive. Pour étudier les mécanismes de lésions et les différentes stratégies thérapeutiques suivant SCI, un modèle SCI contusif précis, cohérent et reproductible chez les rongeurs est nécessaire. De nombreux modèles de blessure contusive de la moelle épinière avec divers mécanismes de production de blessures ont été utilisés dans les recherches expérimentales SCI 2 , 3 , 4 , 5 , 6 . Trois modèles SCI contusifs - plus précisément, l&#39;impact de l&#39;Étrémière New York de New York (NYU) / Multicenter Animal Spain Cord Injury Studies (MASCIS) impactor 3 , 6 , l&#39;équipement de l&#39;Impact State / OIC électromagnétique SCI de l&#39;Université de l&#39;Ohio (OSU) (ESCID) 5 , 7 , unD l&#39;Impactor Infinite Horizon (IH) 4 , 8 - sont largement acceptés dans le domaine de recherche SCI. L&#39;impacteur NYU / MASCIS ou un équivalent produit une blessure en laissant tomber un poids fixe de différentes hauteurs sur la moelle épinière cible pour créer de multiples sévérités 3 , 6 . L&#39;OSU / ESCID provoque des blessures en induisant un déplacement de tissu 5 , 7 . L&#39;impacteur IH produit des blessures en appliquant différentes forces à la moelle épinière 4 , 8 . Chaque élément de frappe utilise une vitesse différente, qui est un paramètre important qui influe sur les résultats de blessure. L&#39;appareil NYU / MASCIS génère des vitesses allant de 0,33 à 0,9 m / s. Le dispositif IH a une vitesse maximale de 0,13 m / s 4 . L&#39;élément de frappe OSU / ESCID a une vitesse fixe de 0,148 m / s 5 . Notamment, les vitesses desLes modèles se sont inférieurs à ceux observés dans les vitesses cliniques, qui dépassent habituellement 1,0 m / s 9 . Ici, nous introduisons un nouveau dispositif SCI contusif basé sur le déplacement, appelé l&#39;appareil du système de lésion de Louisville (LISA), pour produire des SCI chez des souris à forte vitesse d&#39;impact 10 . Ce système comprend un stabilisateur vertébral, qui stabilise fermement la vertèbre au site de la blessure, permettant la production d&#39;un SCI constant et reproductible. Le capteur laser de l&#39;appareil assure la détermination précise du déplacement des tissus et la sévérité résultante du SCI. La vitesse du plongeur au point de contact avec la moelle épinière peut être ajustée de 0,5 à 2 m / s. Ces paramètres de blessure répliquent étroitement les SCI traumatiques cliniquement.

<table><tbody><tr><td>Kétamine (7,2 mg/mL)/Xylazine (0,475 mg/mL)/Acépromazine</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947</td><td>Agent anesthésique</td></tr><tr><td>Buprénorphine (0,03 mg/mL)</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-891-9756</td><td>Agent analgésique</td></tr><tr><td>Carprofène</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-844-7425</td><td>agent antibiotique</td></tr><tr><td>Purdue Products Betadine Surgerical scrub</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-027132</td><td>pour la stérilisation de la peau</td></tr><tr><td>Éponges de gaze Dukal</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-415-490</td><td>pour la stérilisation de la peau</td></tr><tr><td>Decon Ethanol 200 Proof</td><td>Fisher Scientific</td><td>04-355-450</td><td>pour la stérilisation de la peau</td></tr><tr><td>1 mL NORM-JECT</td><td>HENKE SASS WOLF</td><td>D-78532</td><td>pour l’anesthésie/soulagement de la douleur/injection d’agent antibiotique</td></tr><tr><td>10 mL Seringue</td><td>TERUMO</td><td>REF SS-10L</td><td>pour injection de solution saline</td></tr><tr><td>Larmes artificielles Pommade oculaire</td><td>Webster Veterinary</td><td>07-870-5261</td><td>provent eyes from dry</td></tr><tr><td>Onguent antiobiotique</td><td>Webster Veterinary</td><td>07-877-0876</td><td>provent surgery cut from infection</td></tr><tr><td>Cotton Tipped Applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>1006015</td><td>arrêter les saignements</td></tr><tr><td>Instrument Stérilisateur</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-50</td><td>pour la stérilisation de l’outil de chirurgie</td></tr><tr><td>Fine Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11223-20</td><td>saisir le tissu</td></tr><tr><td>Scalpel Fine</td><td>Science Tools</td><td>10003-12</td><td>skin cut</td></tr><tr><td>Scalpel Blade #15</td><td>Fisher Scientific</td><td>10015-00</td><td>skin cut</td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>13004-14</td><td>arrêter le saignement</td></tr><tr><td>Rongeur</td><td>Fine Science Tools</td><td>16021-14</td><td>laminectomie</td></tr><tr><td>Écarteur Agricola</td><td>Outils scientifiques</td><td>fins 17005-04</td><td>garder la vue de la chirurgie ouverte</td></tr><tr><td>Ciseaux fins</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>14040-10</td><td>pour muscle séparé de la colonne vertébrale</td></tr><tr><td>Sutures stériles</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>12051-10</td><td>fermeture de la peau</td></tr><tr><td>Stabilisateur vertébral</td><td>de souris Système d’impacteur Louisville</td> N<td>/A</td><td>Stabiliser et exposer la vertèbre</td></tr><tr><td>LISA</td><td>Louisville Impactor System</td><td>N/A</td><td>Produire une contusion expérimentale de la moelle épinière chez la souris</td></tr></tbody></table>

un modèle de lésion de la moelle épinière à base de déplacement tissulaire à base de tissus chez les souris

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

La production d&#39;une lésion contusive cohérente et reproductible de la moelle épinière (SCI) est essentielle pour minimiser les variabilité comportementale et histologique entre les animaux expérimentaux. Plusieurs modèles SCI contusifs ont été développés pour produire des blessures en utilisant différents mécanismes. La gravité du SCI repose sur la hauteur d&#39;un poids donné, de la force de blessure ou du déplacement de la moelle épinière. Dans l&#39;étude en cours, nous introduisons un nouveau dispositif SCI contourant la souris, l&#39;impacteur à l&#39;instrument du système de lésion de Louisville (LISA), qui peut créer un SCI à déplacement avec une forte vitesse de blessure et une précision. Ce système utilise des capteurs de distance laser combinés avec un logiciel avancé pour produire des blessures graduées et hautement reproductibles. Nous avons effectué une SCI contusive au 10ème niveau vertébral thoracique (T10) chez la souris pour démontrer la procédure étape par étape. Le modèle peut également être appliqué aux niveaux cervical et lombaire de la colonne vertébrale.

Ce dispositif se compose de cinq composants principaux: (1) un corps avec une pointe d'impact ( Figure 1C ), (2) un ordinateur avec logiciel ( Figure 1B ), (3) un boîtier de commande électrique ( Figure 1B ), (4) a Stabilisateur vertébral ( figure 2A ), et (5) air comprimé pour le système de commande pneumatique ( figure 1A ). Pour induire un déplacement précis des tissus, le système repose sur un capteur laser pour mesurer la distance entre le plongeur complètement étendu et la surface dorsale ciblée de la moelle épinière. Le logiciel prend en compte l'épaisseur de 4 mm de la pointe en raison du fait que le rayon laser n'atteint la surface réfléchissante de l'élément de frappe ( figure 2B et figure 3A -1 ). Il existe deux positions auxquelles la pointe du piston peut être placée: (1) iN le trajet du faisceau laser ( Figure 3A -1 ) ou (2) dans une position latérale à l'écart du faisceau laser ( Figure 3B -1 ). Lorsque le plongeur est dans le chemin du faisceau laser ( Figure 3A -1 ), il mesure la distance de la pointe de l'impact et surveille la vitesse de la pointe de l'impacteur pendant le mouvement entre l'extension et la rétraction. Lorsque le plongeur est en position latérale à l'écart du trajet du faisceau laser ( Figure 3B -1 ), on mesure la distance entre le laser et la moelle épinière. La stabilisation de la vertèbre T10 à l'aide de notre stabilisateur vertébral est une composante intégrale de la procédure ( Figure 2A ) 10 , 11 . Des mesures de distance fiables utilisant le capteur laser dépendent de la sCapacité de la cible, qui peut être déformée si le mouvement est présent. Pour déterminer la précision et la cohérence de ce système, 8 souris ont été soumises à des blessures par déplacement de 0,5 mm. Ces animaux ont montré une variabilité de déplacement de ± 0,001 mm (± DE), ce qui indique que le système est très précis et reproductible. La figure 4 démontre la vertèbre cible immobilisée dans le stabilisateur ( Figure 4A ) et la moelle épinière T10 exposée avant ( Figure 4B ) et après contusion ( Figure 4C ) sous un microscope chirurgical. La pression de l'air comprimé contrôle la vitesse de l'élément de frappe au moment de la blessure. Nos données démontrent que la vitesse d'impact est de 0,81 ± 0,0345 m / s (moyenne ± DE) à une pression de 138 kPa. Le bouton ( Figure 1B ) sur les contrôles de la boîte électriqueLa durée du contact du cordon (temps de séjour) suite à la blessure, et il peut être réglé entre 0 et 5 000 ms. Le temps de maintien du cordon de pointe dans la plupart des expériences est fixé à 0,32 ± 0,0147 s (moyenne ± DE) ( Figure 5 ). À l'aide de cet appareil, des blessures contusives dépendantes de la gravité peuvent être produites avec des déplacements tissulaires de 0 mm (contrôle simulée), 0,2 mm (blessure légère), 0,5 mm (blessure modérée) et 0,8 mm (blessure grave) chez la souris adulte ( figure 6 ). <img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig1.jpg"> Figure 1: L'appareil du système de lésions de Louisville (LISA). ( A ) Le système comprend un élément de frappe, un système de contrôle et une source d'air comprimé. ( B ) Le système de contrôle comprend une boîte de commande et un ordinateur portable. Le logiciel et les boutons de commande de la boîte de contrôle permettent à l'utilisateur de créerLish les paramètres de blessure. ( C ) Le capteur laser est le composant clé de l'appareil et mesure la position de la cible de blessure, la distance entre la moelle épinière et le capteur et la vitesse de blessure. Le mouvement rapide et descendant de la pointe d'impact est alimenté par de l'air comprimé. L'emplacement de la blessure et la sévérité du déplacement des tissus sont ajustés par des microdrivers, qui contrôlent le mouvement en trois dimensions. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig1large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig2.jpg"> Figure 2: Le stabilisateur et le support de la souris. ( A ) Le stabilisateur de la colonne vertébrale se compose d'un creux en forme de U et de deux bras métalliques pour maintenir la vertèbre de la souris. ( B ) Le stabilisateur est ensuite monté sur le dispositif de frappe. TLa ligne rouge indique le chemin du faisceau laser. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig2large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <img alt="figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig3.jpg"> Figure 3: méthode pour produire une SCI contusante. ( A - C ) Le logiciel de l'interface utilisateur graphique (GUI) avec trois paramètres / zones de blessure est affiché. ( A , A-1 ) La zone verte (SET ZERO LEVEL) étalonne la distance de la pointe du piston. La ligne rouge indique le chemin du faisceau laser. ( B , B-1 ) La zone bleue sert à régler le niveau de blessure (SET NUITE DE BLESSURE). L'élément de frappe est soulevé et déplacé latéralement sur le côté droit pour permettre au faisceau laser d'atteindre la surface dorsale de la moelle épinière pour régler le niveau zéro. La ligne rouge indique le laser b Eam Path. ( C , C-1 ) Avant l'impact, la pointe est déplacée sur le chemin du faisceau laser pour exécuter la blessure (RUN). Les paramètres de blessure sont dans la zone rouge (RUN EXPERIMENT). La ligne rouge indique le chemin du faisceau laser. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig3large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig4.jpg"> Figure 4: Exposition et évaluation des blessures. ( A ) Les bras métalliques du stabilisateur de la colonne vertébrale stabilisent la vertèbre T10. ( B ) laminectomie T10 pour exposer la moelle épinière, avec les vaisseaux dorsaux clairement vus. ( C ) La contusion induite par l'impact (flèche) sur la surface dorsale de la moelle épinière confirme la blessure. Barre d'échelle = 2 mm.G4large.jpg "target =" _ blank "&gt; Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. <img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig5.jpg"> Figure 5: Paramètres de blessure. Les paramètres de blessure constants comprennent le déplacement des tissus (mm), la vitesse de blessure (m / s) et le (s) moment (s) d'arrêt de la pointe. N = 8, moyenne ± SD. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig5large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig6.jpg"> Figure 6: Évaluation histologique. Les sections représentatives de la moelle épinière, colorées avec Cresyl Violet et Eosin, montrent des blessures dépendantes de la sévérité après ( A ) simulée (0 mm), ( B ) doux (0,2 mm), ( C D ) sévères (0,8 mm) à T10 à l'aide du dispositif LISA. Les images ont été prises lors de l'épicentre des blessures. Barre d'échelle = 500 μm. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig6large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>

Nous présentons un modèle de lésion de la moelle épinière à base de déplacement tissulaire qui peut provoquer une lésion de la moelle épinière persistante et cohérente chez les souris adultes.

Un modèle de lésion de la moelle épinière à base de déplacement tissulaire à base de tissus chez les souris

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

L’objectif général de cette vidéo est d’introduire un nouveau modèle de lésion conbusive de la moelle épinière basée sur le déplacement tissulaire, qui peut produire une lésion conbusive cohérente de la moelle épinière chez les souris adultes. Ce modèle de contusion peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine expérimental des lésions de la moelle épinière. Le principal avantage de cette technique est qu’elle produit des lésions de la moelle épinière très constantes.Les implications de cette technique se sont étendues à la thérapie des lésions de la moelle épinière car ce modèle fournit des outils fiables et reproductibles pour étudier les mécanismes des lésions et les effets des thérapies expérimentales. En général, les personnes qui ne connaissent pas cette méthode auront du mal parce qu’elles ne sont pas familières avec le nouvel impacteur. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle car plusieurs étapes sont difficiles à apprendre en raison des opérations manuelles et logicielles.Commencez par apporter les instruments chirurgicaux de l’autoclave et le stabilisateur de colonne vertébrale en métal à la table d’opération propre. Réchauffez un coussin chauffant à 37 degrés Celsius. Ensuite, placez le coussin chauffant sur la table d’opération et couvrez-le de champs chirurgicaux stériles.Des souris femelles de 10 semaines et C57BL6J souris sont utilisées pour cette étude. Après avoir administré une injection intrapéritonéale de kétamine et de xylazine, vérifiez le niveau adéquat d’anesthésie par l’absence de toute réponse à la stimulation de la nociception induite par le pincement de la patte. Administrer la buprénorphine, un agent analgésique et le carprofène, un anti-inflammatoire non stéroïdien par voie sous-cutanée.Utilisez une tondeuse électrique pour raser les poils de la colonne thoraco-lombaire. Frottez la peau avec une solution de bétadine et des lingettes à 70 % d’alcool. Appliquez une pommade ophtalmique sur les cornées, pour protéger les yeux du dessèchement.Après avoir pratiqué une incision cutanée de 1,5 centimètre sur le dos de l’animal sur les neuvième à 11e lames vertébrales thoraciques, poussez le tissu adipeux sous-cutané vers le haut. À l’aide de ciseaux fins, de pinces fines et d’un écarteur d’agricola, disséquez les muscles paraspinaux en les éloignant des apophyses épineuses et des lames vers les fascets latéraux de chaque côté. Positionnez la souris sur le récipient en forme de U du stabilisateur, fixez les bras en acier inoxydable sous les facettes exposées de la vertèbre t10 de manière bilatérale et serrez les bras avec les vis à oreilles qui y sont fixées.Utilisez un micro-rongeur pour enlever l’apophyse épineuse t10 et la lame qui expose le modèle de la dure-mère recouvrant la moelle épinière. Placez le récipient en forme de U avec la souris sur la platine de l’impacteur et fixez la platine en place en serrant les vis à oreilles du support. Pour installer l’impacteur, tournez d’abord le bouton du régulateur de pression sur le réservoir d’azote pour régler l’azote comprimé à 20 livres par pouce carré ou à 138 kilopascals pour l’étude.Stérilisez l’embout à impact de 1,2 millilitre avec de l’alcool à 70 %. Ensuite, ouvrez le progiciel sur l’ordinateur. Appuyez sur le bouton de l’un des boîtiers de commande pour activer l’embout de l’impacteur en position complètement déployée.Sur l’écran de l’ordinateur, sous le niveau zéro réglé, cliquez sur Démarrer la lecture, pour mesurer la distance jusqu’à la pointe du piston complètement déployée. La distance sera affichée comme paramètre de plage dans cette zone. Cliquez ensuite sur mettre zéro et un nombre en millilitres apparaîtra dans la boîte du paramètre zéro.Ensuite, appuyez sur le bouton un du boîtier de commande pour retirer l’embout de l’impacteur. Ensuite, déverrouillez la vis de fixation, tirez sur la vis pour éloigner la pointe de la trajectoire du faisceau laser et tournez la vis de 90 degrés dans le sens des aiguilles d’une montre pour verrouiller. Déplacez maintenant l’étage de montage, en ajustant les micro-pilotes frontaux et latéraux pour diriger le faisceau laser sur le centre de la moelle épinière dorsale exposée.Une fois que le point de blessure est ciblé, mesurez la distance entre les tissus en cliquant sur le bouton de lecture sous le niveau de blessure défini. Utilisez le micro-pilote vertical pour ajuster lentement la distance entre le capteur et la moelle épinière, jusqu’à ce que le paramètre de déplacement souhaité soit atteint. Il se trouve sous le niveau de blessure défini, dans la boîte des paramètres de blessure.Lorsque le déplacement de blessure souhaité est atteint, notez la distance tissulaire indiquée dans la boîte de paramètre de plage, puis définissez le déplacement ou la blessure souhaité en soustrayant la distance ou la portée tissulaire de la distance de pointe à zéro. Cliquez ensuite sur définir la blessure sous Définir le niveau de blessure. Ensuite, déverrouillez la vis en la tournant de 90 degrés dans le sens inverse des aiguilles d’une montre.Repoussez la pointe de l’impact dans la trajectoire du faisceau laser et verrouillez la vis en la tournant de 90 degrés dans le sens des aiguilles d’une montre, cliquez sur le bouton de course sous l’expérience de course pour exécuter l’impact. Les boîtes de paramètres afficheront le temps de blessure en secondes, la force en microvolts, la vitesse en mètres par seconde et le déplacement de blessure en millimètres. Une fois que toutes les données de blessure ont été enregistrées et sauvegardées, retirez l’auge en forme de U avec la souris de la scène.Ensuite, confirmez visuellement la lésion de la moelle épinière au microscope chirurgical. Après avoir suturé l’incision en couches, injectez à l’animal un millimètre de solution saline à 0,9 % par voie sous-cutanée pour l’hydratation et placez-le sur un tampon à température contrôlée jusqu’à ce que la conscience soit retrouvée. Ensuite, placez la souris dans une cage propre avec de l’eau et de la nourriture facilement accessibles.Ces données montrent des paramètres de blessure incohérents, démontrent que l’impacteur peut produire des blessures fiables et reproductibles. Cette coupe transversale représentative, colorée au violet de crésyle-éosine, montre la région t10 de la moelle épinière après une lésion simulée avec le déplacement de 0 millimètre. Cette image montre l’épicentre d’une lésion contusive légère de la moelle épinière à t10, en utilisant l’appareil avec un déplacement de 0,2 millimètre.Cette blessure modérée a été obtenue en utilisant un déplacement de 0,5 millimètre. Enfin, cette blessure grave est le résultat d’un déplacement de 0,8 millimètre. Ces images démontrent que ce nouvel impacteur peut produire des lésions de contusion graduées.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 30 minutes si elle est exécutée correctement. Lors de la tentative de cette procédure, il est important de se rappeler de mettre à zéro pour l’extrémité de l’impacteur dans les cibles de la moelle épinière. Après son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine des lésions de la moelle épinière, pour explorer les mécanismes et les thérapies chez les souris, les rats et les primates non humains.Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’utiliser cet impacteur pour produire une lésion contusive de la moelle épinière.

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Un modèle de contusion unilatérale des blessures moelle épinière cervicale aide de l&#39;impacteur Infinite Horizon

Source : Elzat, E. Y. Y., et al., Établissement d’un modèle de lésion de la moelle épinière chez la contusion chez la souris basé sur une technique mini-invasive. J. Vis. Exp. (2022). Cette vidéo montre la méthode d’induction d’une lésion de contusion au niveau de la moelle épinière T9 dans un modèle murin, à l’aide d’une plate-forme coaxiale de lésion de la moelle épinière. Un poids est lâché sur la moelle épinière au niveau T9 qui crée une contusion qui provoque immédiatement une décoloration...

Induction d’une contusion de la moelle épinière dans un modèle murin à l’aide d’une plate-forme coaxiale de lésion de la moelle épinière

Source : Kumar, S., et. al. Modèle murin d’escarres après une lésion de la moelle épinière. J. Vis. Exp. (2019)Cette vidéo montre une induction détaillée de lésions de la moelle épinière chez la souris. La souris anesthésiée est disséquée pour exposer les vertèbres T9-T10, et leurs apophyses épineuses sont retirées. La moelle épinière exposée est ensuite transectée pour infliger la blessure. La zone chirurgicale est alors fermée et la souris est laissée récupérer.

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Le protocole actuel simulant le syndrome du cordon ombilical central (SCC) chez la souris a permis d’améliorer la répétabilité et de minimiser les dommages d’exploitation chez les animaux de laboratoire, évitant ainsi de perturber excessivement la structure anatomique. La stratégie de cette étude est avantageuse parce qu’elle permet de mener des recherches sur les mécanismes de blessure en produisant des résultats cohérents.

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