Name: Microscopie intravitale et thrombus induction dans le lobe de loreille dune souris sans poils (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-04-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 1 s
Description: Découvrez la microscopie intravitale pour étudier la formation de thrombus microvasculaires chez la souris SKH1-Hrhr. Cette méthode permet d'évaluer l'effet des médicaments vasoactifs sur la thrombose in vivo.

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Toutes les expériences in vivo (7221.3-1-006 / 15) ont été menées conformément à la législation allemande sur la protection des animaux et le NIH Guide pour les soins et l&#39; utilisation des animaux de laboratoire (Institut des ressources animales de laboratoire, Conseil national de recherches). 1. Tenue générale des animaux <ol><li> Effectuez les expériences avec des souris mâles hr SKH1-HR de 4 à 6 semaines. Utiliser des animaux d&#39;un poids compris entre 20 et 25 g. </li><li> Gardez les animaux dans un établissement exempt d&#39; agents pathogènes et dans des conditions normalisées de 24 à 26 ° C et environ 60% d&#39; humidité relative, avec un accès régulier à l&#39; eau et la nourriture ad libitum. </li><li> Gardez jusqu&#39;à cinq animaux mâles dans une cage. Fournir la literie et du matériel d&#39;enrichissement pendant le logement des animaux pour leur bien-être. </li></ol> 2. Prédisposition des animaux <ol><li> Peser une souris et de charger le médicament respectif (par exemple, le cannabinoïde, 5 mg / kg de poids corporel (pc)) dans une seringue à insuline. Administrer le médicament 30 minutes avant l&#39;induction de thrombus. </li><li> En tenant le goulot de la souris entre le pouce et l&#39;index et la queue de la souris avec le petit doigt, étirer l&#39;animal et injecter le médicament par voie intraperitoneale (ip) dans le quadrant inférieur gauche de l&#39;abdomen. Remettre en place l&#39;animal dans la cage pendant 15 min. </li><li> Préparer l&#39;anesthésie à la kétamine (90 mg / kg de poids corporel) et de xylazine (25 mg / kg de poids corporel). 15 min avant l&#39;induction de thrombus, anesthésier la souris. Placez la souris dans la cage, tirer la queue légèrement et injecter l&#39;ip anesthésiques avec une seringue d&#39;insuline. </li><li> Placez la souris de nouveau dans la cage jusqu&#39;à l&#39;apparition de l&#39;anesthésie. Pour vérifier l&#39;anesthésie suffisante, pincer la queue avec des pinces. </li><li> Charge 0,05 ml de dextrane marqué à la fluorescéine isothiocyanate-décongelé (FITC-dextran, 5%, 150 kDa) dans une seringue à insuline. Tout en remplissant la seringue, assurez-vous qu&#39;il n&#39;y a pas de bulles d&#39;air, parce que même petite intravenously (iv) des bulles d&#39;air peuvent être administrés par létale pour l&#39;animal. </li><li> Placez la souris sur anesthésié une plaque chauffante en position face cachée. Ajuster la plaque chauffante à 37 ° C. </li><li> Mettez la pommade oculaire sur la cornée de la souris. Désinfectez la peau et utiliser des instruments stériles. </li><li> Point deux sutures de polypropylène 7/0 dans le bord crânienne et caudale de l&#39;oreille droite. Placez les points le plus près du bord et que des proximale à la base que possible (figure 1B). </li><li> Déplacer la souris sur la position dorsale. Fixer les jambes à la plate-forme de verre acrylique à l&#39;aide de bandes adhésives. Accrocher un fil de suture dans les dents de devant et de positionner la tête en dorsiflexion en collant le fil de suture au verre acrylique avec des bandes adhésives. </li><li> L&#39;animal sur la translocation de la plate-forme sous la loupe binoculaire de fonctionnement. Utilisez un grossissement 16X. </li></ol> 3. Préparation de la gauche Veine jugulaire et injection de FITC-Dextran Remarque: Pour microroscopy de l&#39;oreille droite, préparer la veine jugulaire gauche. <ol><li> En utilisant un scalpel, créer une incision de 5 mm dans la peau sur le côté gauche du cou dans une direction cranio-caudale. Disséquer le tissu sous-cutané avec microforceps et microciseaux. Soit les navires de passage ligaturer avec des sutures polyester 8/0 ou avec l&#39;électrocoagulation. </li><li> Libérez la veine de son adventice en utilisant microforceps et microciseaux sans toucher le navire. </li><li> Utiliser la seringue d&#39;insuline préparée pour l&#39;injection du colorant fluorescent. saisir délicatement la paroi du vaisseau avec les microforceps, sans perforer la veine. Pénétrer la paroi du vaisseau dilaté avec la seringue et injecter iv FITC-dextran. </li><li> Arrêter le saignement après avoir retiré la seringue à l&#39;aide de cotons-tiges. Évitez le sang et le colorant contamination de l&#39;oreille. </li></ol> 4. Positionnement de l&#39;oreille droite pour Intravitale Microscopie Fluorescence <ol><li> Transférer l&#39;animal sur la plaque chauffante à un verre acrylique construction avec une fente pour la plaque chauffante et un plan de 0,5 cm de haut pour le positionnement de l&#39;oreille. </li><li> Fixer le visage animal vers le bas sur la plaque de chauffage à l&#39;aide de bandes adhésives. Placez le cartilage relativement forte et convexe à la base de l&#39;oreille à côté du plan de 0,5 cm de haut pour l&#39;oreille (Figure 1B) de sorte que la partie apicale de l&#39;oreille peut être positionné à plat sur le plan. </li><li> Ajouter une goutte de la température ambiante de 0,9% de NaCl par rapport au plan de verre acrylique afin de positionner l&#39;oreille. Placer l&#39;oreille droite, avec les sutures préétablis sur sa face ventrale concave vers le bas, sur la goutte de NaCl à 0,9%. En utilisant des tampons de coton, d&#39;absorber la baisse de NaCl et de laisser les forces capillaires fixent le plan de l&#39;oreille au verre acrylique. </li><li> Collez les sutures du verre acrylique pour fixer la position de l&#39;oreille. </li><li> Ajouter une goutte de 0,9% de NaCl température ambiante à la face dorsale convexe de l&#39;oreille. Soigneusement mettre une lamelle couvre-objet (0,5 cm de diamètre) sur l&#39;oreille sans comprimer les vaisseaux de base entrant the oreille. En utilisant des cotons-tiges, enlever le plus NaCl possible sous la lamelle afin de minimiser la distance entre la lamelle et les vaisseaux cibles de l&#39;oreille. </li></ol> 5. Microscopie intravitale fluorescence et thrombus induction de l&#39;oreille droite <ol><li> Réglez le microscope à fluorescence intravitale pour la visualisation FITC-dextran (450-490 nm; FT: 510; LP: 520). Utiliser une variable lampe à mercure de 100 W comme source de lumière. Connectez une haute résolution, CCD noir et blanc appareil photo à un graveur de DVD. </li><li> Transfert de l&#39;animal sur le contenant la plaque verre acrylique de chauffage à l&#39;oreille enlevé fixé au bureau du microscope à fluorescence intravitale. </li><li> En utilisant un grossissement de 20X (20X / 0,95 d&#39;ouverture numérique) et 20% de l&#39;intensité lumineuse, la recherche d&#39;un vaisseau veineux 50 - 60 um de diamètre et avec un flux sanguin antérograde de 400-600 um / s. </li><li> Ajouter une goutte d&#39;eau à la température ambiante à l&#39;immersion pour de lamelle couvre eau du 63x magnificatioObjectif n (ouverture numérique 63X / 0,95). Utiliser une seringue avec une canule d&#39;un diamètre de 1 mm et placer la goutte sur l&#39;objectif du microscope. Ajouter de l&#39;eau juste assez pour contacter la lamelle et l&#39;objectif avec la goutte d&#39;eau. </li><li> Immédiatement après l&#39;application de la goutte d&#39;eau, commencer l&#39;enregistrement de la cuve pendant 20 s avec 20% de l&#39;intensité lumineuse pour la mesure hors ligne du diamètre et du débit sanguin. </li><li> Lancer thrombus induction 5 min après l&#39;injection de FITC-dextran. A cet effet, augmenter l&#39;intensité lumineuse à 100%. </li><li> Au cours de l&#39;induction de thrombus, fermer l&#39;ouverture du microscope pendant 2 s dans un délai de 30 s pour vérifier le flux sanguin. En cas de persistance de la circulation sanguine, ouvrir l&#39;ouverture de nouveau. En cas de flux sanguin arrêté, observer le bateau pendant 30 s. NOTE: Le navire est classé comme occlus si le débit est toujours debout pendant 30 secondes ou plus ou si le sang coule par voie rétrograde. Si le flux sanguin orthograde commence à nouveau, ouvrir complètement l&#39;ouverture et Contin<html> ue l&#39;induction de thrombus jusqu&#39;à ce que l&#39;occlusion du vaisseau se produit comme décrit ci-dessus. Au début de l&#39;induction de thrombus, assurez-vous que le temps où l&#39;ouverture a été fermée pour vérifier le flux sanguin sont aussi courts que possible afin de maintenir à éclairage presque continue. Plus tard, pendant la croissance de thrombus, le navire est perfusé avec moins de colorant fluorescent, de sorte qu&#39;il peut être observé de manière continue. </li><li> Sélectionner et 5 occlure navires par oreille. Limiter le temps d&#39;induction de thrombus sous le microscope à environ 1 h après l&#39;injection de FITC-dextran. </li></ol> 6. Activités de suivi <ol><li> Effectuer une fermeture de la plaie du cou à l&#39;aide polypropylène 6/0 transcutanée sutures. </li><li> Lors de la récupération de l&#39;anesthésie, mettez la souris de nouveau dans la cage et réchauffer l&#39;animal en utilisant la lumière infrarouge. </li><li> Transférer les données enregistrées à partir de l&#39;enregistreur de DVD au logiciel permettant la mesure du diamètre des vaisseaux et la vitesse du flux sanguin. </li></ol>_title &quot;&gt; 7. L&#39;examen de l&#39;oreille gauche <ol><li> Laissez l&#39;animal récupérer et éliminer toutes les FITC-dextran injecté pendant 48 h. </li><li> Les étapes réexécuter décrites ci-dessus, cette fois la préparation de la veine jugulaire droite et l&#39;oreille gauche. </li></ol> 8. Tissu Asservation <ol><li> Après la microscopie à fluorescence intravitale de l&#39;oreille gauche, échantillon de 0,5 ml de sang du plexus veineux rétrobulbaire de l&#39;œil à l&#39;aide d&#39;un capillaire en verre. pénétrer soigneusement l&#39;angle palpébral interne avec des mouvements de vissage, jusqu&#39;à ce que du sang veineux à travers le capillaire. Recueillir la sonde dans un tube de sang acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA). </li><li> Après le prélèvement de sang, le sacrifice de l&#39;animal par l&#39;injection de 500 mg / kg de poids corporel de kétamine dans la veine de la queue. </li><li> Compter les cellules sanguines en utilisant un analyseur d&#39;hématologie pour une évaluation quantitative des leucocytes, des érythrocytes, des thrombocytes, l&#39;hémoglobine et l&#39;hématocrite. </li><li> Centrifuger le restant de sang EDTA à 2500 xg et à température ambiante pendant 10 mdans. Pipette et congeler le plasma sanguin pour d&#39;autres investigations. </li><li> Avec des ciseaux, coupez les oreillettes et les fixer dans 4% de formaldéhyde pour un examen histologique. </li></ol>

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</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à dévoiler.

Il y a plusieurs étapes critiques pour l&#39;induction de thrombus réussie dans le lobe de l&#39; oreille de souris SKH1-Hr. Pour le dépannage, les étapes respectives du protocole sont indiqués entre parenthèses. conditions d&#39;examen sont idéales chez les jeunes animaux à l&#39;âge de 4 - 6 semaines et avec une faible kératinisation de l&#39;épiderme. Chez les animaux plus âgés, la qualité de la visualisation des vaisseaux est pire et moins comparables en raison de la distance ...

Le but de l&#39;article est de décrire la technique de microscopie intravitale appliquée à l&#39;auricule de la souris sans poils pour l&#39;observation directe et l&#39;analyse de la microcirculation, la formation de thrombus et de l&#39;évolution de thrombus. Avec un taux d&#39;incidence de 1 sur 1000, la thrombose veineuse est encore une cause fréquente de morbidité. Bien que le diagnostic, les stratégies de prévention et les thérapies ont été développées ces dernières années, un tiers de la thrombose veineuse se manifeste par une embolie pulmonaire 1. La thrombose artérielle joue un rôle essentiel dans les maladies cardio-vasculaires, qui sont la cause la plus fréquente de décès dans les pays industrialisés. thromboses artérielles basée sur la rupture des plaques d&#39;athérosclérose est impliqué dans les crises cardiaques, infarctus mésentérique, et apoplexie. Chaque chirurgie expose les structures sous-endothéliales aux composants sanguins, modifie la dynamique de la circulation sanguine, et immobilise le patient. En chirurgie endoprothétique du membre inférieur, organe transplantation et thrombose chirurgie du lambeau sont des causes fréquentes de complications. thrombose microvasculaire en particulier provoque souvent des dommages irréversibles, en raison de l&#39;absence de symptômes cliniques. De même, la thrombose microvasculaire joue une règle essentielle dans plusieurs maladies, y compris purpura thrombotique thrombocytopénique, la septicémie, la coagulation intravasculaire disséminée, syndrome des antiphospholipides, et l&#39;insuffisance veineuse chronique, entre autres. Plusieurs nouveaux médicaments pour le traitement et la prévention de la thrombose ont été développées ces dernières années, mais les médicaments antiplaquettaires et les anticoagulants encore avoir des effets secondaires, les antagonistes manquent, et présentent des effets de longue durée. Ces carences entraînent des problèmes dans les soins médicaux d&#39;urgence. Ainsi, il faut plus de recherches pour découvrir les processus complexes qui se produisent pendant la thrombose, qui peut difficilement être simulé in vitro. La souris sans poils SKH1-Hr a été découvert 1926 dans un zoo à Londres.En raison d&#39;un défaut de gène sur le chromosome 14, l&#39;animal perd sa fourrure après jour post-natal 10. Cela rend le bien vascularisé auricule accessible à la microscopie intravitale des vaisseaux. L&#39;épaisseur moyenne de l&#39;oreille est de 300 um. Il se compose de deux couches de derme, qui sont séparés par du cartilage. Sur la face dorsale convexe du cartilage, 3 faisceaux vasculaires entrent dans le lobe de l&#39;oreille. arcs vasculaires apical et shunts de base relient les trois faisceaux. Les veinules ont des diamètres compris entre 200 pm (de base) et 10 um (apical). Capillaires gros maillés entourent les follicules pileux vide 2. L&#39;anatomie de la souris sans poils SKH1-Hr fait l&#39;auricule un modèle puissant et rentable pour la recherche sur la thrombose.

<table><tbody><tr><td>Les souris SKH-1/hr</td><td>Charles River</td><td>477</td><td>peuvent être achetés auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr>reniflage <td>alimentaire de laboratoire standard</td><td>Spezialdiaeten</td><td>V1594-0&nbsp ;</td><td>peut être acheté auprès d’autres fournisseurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>opération stéréomicroscope</td><td>Leica&nbsp ;</td><td>M651/M655 ;</td><td>peut être acheté auprès d’autres fournisseurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>microscope intravital</td><td>Zeiss</td><td>Axiotech Vario 100&nbsp ;</td><td>peut être acheté auprès d’autres fournisseurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>objectif (20X/0,95)&nbsp ;</td><td>Zeiss</td><td>20x/0,50 W ; Plan-NEOFLUAR&nbsp ;</td><td>peut être acheté auprès d’autres fournisseurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>objectif (63X/0,95)</td><td>Zeiss</td><td>63x/0,95 W ; ACHROPLAN&nbsp ;</td><td>peut être acheté auprès d’autres fournisseurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>caméra CCD noir et blanc&nbsp ;</td><td>Pieper&nbsp ;</td><td>FK 6990 IQ-S&nbsp ;</td><td>peut être acheté auprès d’autres fournisseurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>Graveur DVD</td><td>Panasonic</td><td>DMR-EX99V&nbsp ;</td><td>peut être acheté auprès d’autres fournisseurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>chlorure de sodium</td><td>Braun</td><td>5/12612055/1011</td><td>peut être acheté auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>Kétamine 10 %</td><td>Bela pharm</td><td>F3901-6</td><td>peut être acheté auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>Xylazine 2 %</td><td>Bayer</td><td>6293841.00.00</td><td>peut être acheté auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>FITC-dextran 5 %</td><td>Sigma&nbsp ;</td><td>46945-100MG-F</td><td>peut être acheté auprès d’autres fournisseurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>dexapanthénol 5 % pommade oculaire</td><td>Bayer</td><td>6029009.00.00</td><td>peut être acheté auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>formaldéhyde 4 %</td><td>Sigma</td><td>HT501128-4L</td><td>peut être acheté auprès d’autres fournisseurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma</td><td>472301</td><td>peut être acheté auprès d’autres fournisseurs.</td></tr><tr><td>lamelles de protection 5 x 5 x 1 mm</td><td>Menzel</td><td>L4339</td><td>peuvent être achetés auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>Les bandes adhésives</td><td>Leukosilk</td><td>4683400</td><td>peuvent être achetées auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>centrifugeuse</td><td>Beckman Coulter</td><td>CLGS 15</td><td>peut être achetée auprès d’autres fournisseurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>L’analyseur d’hématologie</td><td>Sysmex</td><td>KX-21 A6980</td><td>peut être acheté auprès d’autres fournisseurs.</td></tr><tr><td>Le tube de sang EDTA</td><td>Sarstedt</td><td>201,341</td><td>peut être acheté auprès d’autres vendeurs.</td></tr><tr><td>cotons-tiges</td><td>Sanyo</td><td>604-A-1</td><td>peuvent être achetés auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>lumière infrarouge</td><td>Beurer</td><td>5/13855</td><td>peut être acheté auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>synringe à usage unique</td><td>Braun&nbsp ;</td><td>2020-08</td><td>peut être acheté auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>seringue à insuline</td><td>Braun</td><td>9161502</td><td>peut être acheté auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>Les aiguilles hypodermiques jetables</td><td>Braun</td><td>465 7640</td><td>peuvent être achetées auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr>capillaire <tr><td>de bout en bout</td><td>Sarstedt</td><td>19 447</td><td>peut être acheté auprès d’autres fournisseurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>plaque chauffante</td><td>Klaus Effenberg</td><td>OP-T 185/03</td><td>peut être achetée auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>ciseaux 14,5 cm</td><td>Aesculap</td><td>BC259R</td><td>peuvent être achetés auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>porte-aiguille</td><td>Aesculap</td><td>BM081R</td><td>peut être acheté auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>micropince</td><td>Aesculap</td><td>BD331R</td><td>peut être acheté auprès d’autres fournisseurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>Les microciseaux</td><td>Aesculap</td><td>OC496R</td><td>peuvent être achetés auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>scalpel 21</td><td>Dahlhausen</td><td>11.000.00.511</td><td>peut être acheté auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>Prolene 7-0</td><td>Ethicon</td><td>XNEH7470</td><td>peut être acheté auprès d’autres vendeurs.</td></tr><tr><td>Prolene 6-0</td><td>Ethicon</td><td>XN8706. P33</td><td>peut être acheté auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>électrocautérisation</td><td>Servoprax</td><td>H40140</td><td>peut être acheté auprès d’autres vendeurs&nbsp ;</td></tr><tr><td>Coussin</td><td></td><td></td> en verre acrylique <td>Chauffage intégré, 0,5&nbsp ; plan en cm de haut</td></tr></tbody></table>

microscopie intravitale et thrombus induction dans le lobe de l&#39;oreille d&#39;une souris sans poils

Intravital Microscopy and Thrombus Induction in the Earlobe of a Hairless Mouse

complications thrombotiques des maladies vasculaires sont une des principales causes de morbidité et de mortalité dans les pays industrialisés. En raison des interactions complexes entre les composants sanguins cellulaires et non cellulaires pendant la formation de thrombus, des études fiables de la physiologie et physiopathologie de la thrombose ne peut être effectuée in vivo. Par conséquent, cet article présente un modèle de l&#39; oreille chez les souris sans poil et se concentre sur l&#39;analyse in vivo de la microcirculation, la formation de thrombus et de l&#39; évolution de thrombus. En utilisant la microscopie à fluorescence intravitale et l&#39;application par voie intraveineuse (iv) des colorants fluorescents respectifs, une analyse répétitive de la microcirculation dans l&#39;oreillette peut facilement être réalisé sans la nécessité d&#39;une préparation chirurgicale. En outre, ce modèle peut être adapté pour des études in vivo de différentes questions, y compris la cicatrisation des plaies, des lésions de reperfusion, ou angiogenèse. En résumé, l&#39;oreille des souris sans poils est un modèle idéal pour la viv eno Etude de la microcirculation cutanée dans des conditions physiologiques ou physiopathologiques et pour l&#39;évaluation de sa réaction à différents traitements systémiques ou topiques.

Effets du traitement cannabinoïdes sur thrombogenèse Lors de l&#39; injection de 0,05 ml de FITC-dextran, l&#39; induction phototoxique de thrombus conduit à une lésion endothéliale et la formation d&#39;un bouchon de plaquettes pariétal (figures 2 et 3). Dans la présente étude, l&#39; induction d&#39; un thrombus après l&#39;injection ip de cannabinoïdes (5 mg / kg de poids corporel) ou le véhic...

Le modèle de l&#39; oreille de la souris sans poils SKH1-Hr permet la microscopie à fluorescence intravitale de la microcirculation et phototoxique induction de thrombus sans préparation chirurgicale préalable dans le lit microvasculaire examiné. Par conséquent, l&#39;oreille de la souris sans poil est un excellent modèle in vivo pour étudier les interactions complexes pendant la formation de thrombus microvasculaire, l&#39; évolution de thrombus et thrombolyse.

Microscopie intravitale et thrombus induction dans le lobe de l&#39;oreille d&#39;une souris sans poils

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions ...

L'objectif général de cette expérience est d'étudier l'influence de médicaments vasoactifs potentiels sur la formation de thrombus microvasculaires in vivo. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés concernant la formation de thrombus, notamment en identifiant de nouvelles substances antithrombotiques capables de prévenir la formation de thrombus microvasculaires, l'une des principales complications observées lors de la sepsie ou de la transplantation tissulaire. Le principal avantage de cette technique réside dans le fait que le modèle de l'oreille de la souris nue permet une microscopie de fluorescence intravitale et une induction phototoxique de thrombus sans préparation chirurgicale préalable du lit microvasculaire étudié.Commencez par peser et noter le poids de la souris. Ensuite, chargez le volume approprié de la substance testée dans une seringue à insuline. Administrez le médicament 30 minutes avant l'induction du thrombus.Après avoir anesthésié la souris 15 minutes avant l'induction du thrombus, remettez la souris dans la cage jusqu'au début de l'anesthésie. Pour vérifier une anesthésie suffisante, pincez la queue avec une pince et observez l'absence de réac

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Microscopie intravitale à suivre spatiale et temporelle des événements hémodynamiques et inflammatoires dans la microcirculation piales.

Microscopie intravitale de la microcirculation cérébrale souris en utilisant une fenêtre fermée crânienne

Cette vidéo montre la procédure de génération d’un AVC photothrombotique dans un modèle de souris par éclairage laser d’un crâne intact après l’administration d’un colorant photosensible.

Modélisation de l’AVC photothrombotique dans un modèle murin : une technique d’éclairage laser à travers le crâne de souris après l’administration d’un colorant photosensible pour induire une photothrombose

Cette vidéo montre la technique de microscopie à fluorescence intravitale pour étudier la formation de thrombus dans un modèle murin. La souris est injectée avec un polysaccharide marqué au fluorophore pour surveiller la circulation sanguine. Lors de l’éclairage avec une lumière de haute intensité, l’induction phototoxique d’une lésion dans la microvascularisation de l’oreille conduit à la formation d’un thrombus, qui est confirmé par la visualisation de l’obstruction de la circulation sanguine.

Microscopie à fluorescence intravitale pour étudier la formation de thrombus microvasculaires

Source : Kim, D., et. al. Imagerie fluorescente proche infrarouge combinée et micro-tomodensitométrie pour la visualisation directe de thromboembolis cérébraux. J. Vis. Exp. (2016)Cette vidéo montre la visualisation d’un thrombus cérébral chez la souris à l’aide de l’imagerie par micro-tomodensitométrie (micro-CT). Un modèle de souris à thrombus cérébral est injecté avec des nanoparticules d’or ciblées sur la fibrine agissant comme un agent de contraste. La souris est placée sur le lit d’un...

Visualisation d’un thrombus cérébral chez une souris à l’aide de l’imagerie par micro-tomodensitométrie

Nous rapportons ici une technique expérimentale de la microscopie de fluorescence intravitale de visualiser hétérotypiques plaquettes neutrophiles interactions sur l'endothélium activé lors de l'inflammation vasculaire et la formation de thrombus chez des souris vivantes. Cette technologie microscopique seront très utiles pour étudier le mécanisme moléculaire de la maladie vasculaire et de tester des agents pharmacologiques dans des conditions physiopathologiques.

Imagerie en temps réel des hétérotypique plaquettes neutrophiles interactions sur l&#39;endothélium activé lors de l&#39;inflammation vasculaire et la formation de thrombus chez des souris vivantes

La matrice extracellulaire subit un remodelage important lors de la cicatrisation des plaies, l'inflammation et la tumorigenèse. Nous présentons une nouvelle approche de microscopie par immunofluorescence intravitale de visualiser la dynamique des fibrillaire ainsi que maille-comme composants de la matrice avec une résolution spatiale et temporelle en utilisant épifluorescence ou la microscopie à deux photons.

À long terme intravitale immunofluorescence imagerie de tissus composants matriciels avec épifluorescence et deux microscopie biphotonique

Cette application simplifiée de la microscopie intravitale des veines du mésentère chez la souris peut être utilisée dans différents modèles d’inflammation pour observer les interactions leucocytes-endothéliales et plaquettes-leucocytes.

Interactions Microscopie intravitale des leucocytes endothéliaux et plaquettes-leucocytes dans mésentériques veines chez les souris

Nous rapportons une procédure raffinée du chlorure ferrique (FeCl 3) Les modèles de thrombose induites sur la carotide et l' artère mésentérique ainsi que la veine, caractérisé efficacement en utilisant la microscopie intravitale pour surveiller le temps de formation de thrombus occlusif.

Ferriques murin Thrombose modèles induits par Chlorure

Ce protocole décrit l'induction d'un modèle d'ischémie-reperfusion (IR) sur la peau de l'oreille de la souris utilisant un aimant de serrage. En utilisant un modèle d'imagerie intravitale sur mesure, nous étudions dans les réponses inflammatoires in vivo post-reperfusion. La raison derrière le développement de cette technique est d'étendre la compréhension de la façon dont les leucocytes réagissent aux blessures IR de la peau.

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Nous décrivons ici la méthode d’imagerie des mégacaryocytes et des proplaquettaires dans la moelle de l’os du crâne de souris vivantes en utilisant la microscopie à deux photons.

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Le protocole présente un nouvel outil pour simplifier l’imagerie intravitale à l’aide de la microscopie confocale inversée.

Approche simplifiée de l’imagerie intravitale pour la surveillance à long terme de la dynamique du tissu épithélial sur un microscope confocal inversé

Découvrez la microscopie intravitale pour étudier la formation de thrombus microvasculaires chez la souris SKH1-Hrhr. Cette méthode permet d'évaluer l'effet des médicaments vasoactifs sur la thrombose in vivo.

Microscopie intravitale et thrombus induction dans le lobe de l'oreille d'une souris sans poils

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