Name: Une procédure exhaustive pour évaluer la In Vivo Performance du Cancer nanomédicaments (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-03-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 59 s
Description: Apprenez à évaluer le comportement in vivo des nanomédicaments anticancéreux chez des souris porteuses de tumeurs. Cette méthode par double marquage permet une caractérisation quantitative de l'accumulation systémique, tissulaire et cellulaire.

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Les auteurs tiennent à remercier les Dres Helene Salmon et Miriam Merad de l’Icahn School of Medicine du Mount Sinai pour avoir fourni les cellules B16-F10-YFP et pour leurs conseils d’experts sur les modèles murins de mélanome. Les auteurs remercient également la plateforme d’imagerie animale, la plateforme de radiochimie et de sondes d’imagerie moléculaire et la plateforme de cytologie moléculaire du Memorial Sloan Kettering Cancer Center (MSK) pour leur soutien. Ce travail a été soutenu par les subventions des National Institutes of Health NIH 1 R01 HL125703 (W.J.M.M.), R01CA155432 (W.J.M.M.), K25 EB016673 (T.R.) et P30 CA008748 (MSK Center Grant). Les auteurs remercient également le Center for Molecular Imaging and Nanotechnology (CMINT) de MSK pour leur soutien financier (T.R.).

La procédure consiste en la double étiquetage radioactif et fluorescent de nanoparticules, in vivo PET-CT imagerie, ex vivo mesures de biodistribution, et ex vivo immunocoloration et cytométrie en flux des analyses. Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvés par le soin et l&#39;utilisation Commission institutionnelle animale du Memorial Sloan Kettering Cancer Center. 1. Préparation de liposomes à double marquage REMARQUE: syngéniques des tumeurs de mélanome B16 peut être induite par l&#39;injection de 300.000 cellules B16-F10 dans les flancs arrières des souris C57BL / 6, sous anesthésie à l&#39;inhalation de 2% -isoflurane contenant de l&#39;oxygène. Utiliser des réactifs et des outils stériles dans un espace de travail stérile pendant la chirurgie. Après la chirurgie, observer attentivement les animaux jusqu&#39;à leur récupération de l&#39;anesthésie. Mettez les animaux de retour dans leurs cages seulement quand ils retrouvent la pleine conscience et la mobilité. Maison-les dans des chambres stériles pour les animaux atteints de tumeurs xénogreffes. Tumeurs avec une taillede 300 mm 3 sont idéales pour la caractérisation des nanoparticules en raison de leur perméabilité et de rétention améliorées effets prononcés (EPR), ce qui peut augmenter l&#39; accumulation de nanoparticules. Les protocoles détaillés sont fournis ci-dessous. <ol><li> Dans un ballon à fond rond, on dissout un mélange de 20 mg de lipides dans 2 ml de chloroforme contenant du 1,2-dipalmitoyl- sn - glycéro-3-phophocholine (DPPC), le cholestérol, le 1,2-sn disearoyl- -glycero- 3-phosphoéthanolamine-poly (éthylène glycol) 2000 (DSPE-PEG2000), DSPE-déféroxamine (DFO-DSPE) 8, et de l&#39; acide 1,1-diododecyl-3,3,3,3-tetramethylindodicarbocyanine-5,5-disulfonique ( DiIC12 [5] -DS) à des taux de 61,3%, 33,4%, 5, 0,2% et 0,1%, respectivement molaires. Remarque: Cette composition lipidique est très similaire à la formulation liposomique de doxorubicine actuellement utilisés en clinique 2. Les liposomes résultants de notre procédure imitent étroitement la performance in vivo de l&#39;nanomedic cliniqueine. </li><li> Utiliser un évaporateur rotatif pour éliminer le solvant organique et former un mince film de lipides à température ambiante. Ajouter 20 ml de PBS et sonication pendant 30 min pour produire des nanoparticules liposomiales en utilisant une pointe de sonication de 3,8 mm et une amplitude de 30 W, avec un refroidissement suffisant sur la glace. </li><li> Centrifuger la solution de liposomes à 4000 xg pendant 10 min pour éliminer les agrégats et laver les nanoparticules avec du PBS en utilisant une filtration centrifuge (poids moléculaire de coupure (MWCO:. 100 kDa) pour éliminer les lipides libres et solvant organique résiduel concentrer les liposomes, qui sera restent dans la chambre supérieure, et les transférer vers un nouveau tube. les liposomes peuvent être stockés dans un réfrigérateur dans du PBS pendant 1 semaine avant les étapes ultérieures. </li><li> Pour le contrôle de la qualité, de caractériser les liposomes par diffusion de lumière dynamique (DLS). Plus précisément, mélanger 50 pi de liposomes avec 950 pi de PBS, puis transférer le mélange dans la cuvette de calibrage. Placez la cuvette dans l&#39;analyseur et de mesurer la particuletailles et leur distribution de taille. La taille des particules et leur distribution granulométrique (indice de polydispersité (PDI)) devraient être 90-120 nm et 0,1-0,2, respectivement. </li><li> Pour le marquage radioactif, mélanger les liposomes purifiés, ce qui équivaut à 2 mg de lipides dans du PBS à un pH compris entre 6,9 et 7,1 avec 1 mCi de 89 Zr-oxalate à 37 ° C pendant 2 h dans un tube de 1,5 ml (volume total: ~ 100 ul). Retirez le libre, qui n&#39;a pas réagi 89 Zr par filtration centrifuge (MWCO = 100 kDa), similaire à l&#39; étape 1.3. Laver le rétentat avec du PBS stérile et on dilue au volume désiré. Le rendement radiochimique devrait être de 80 - 95%. MISE EN GARDE! Travailler avec des matières radioactives est très réglementé. Les institutions doivent être certifiés et de fournir les installations nécessaires, la formation du personnel et le contrôle strict de l&#39;utilisation de la radioactivité. Les chercheurs ont besoin de recevoir une formation adéquate et porter un équipement de protection personnelle et bagues dosimétriques / badges lors de la manipulation de la radioactivité. </li><li&gt; Déterminer la pureté radiochimique des liposomes radiomarqués par exclusion de taille radio HPLC, qui devrait généralement être supérieur à 98% 10. puretés radiochimiques inférieures à 95% sont indicatifs de lavage insuffisant à l&#39;étape 1.5. </li><li> Après radiomarquage, déterminer la taille des nanoparticules par diffusion de lumière dynamique. La taille et de préparation sont censés se trouver dans la même plage que les mesures effectuées dans l&#39; étape 1.4 10. NOTE: Si les échantillons radioactifs ne sont pas autorisés dans le cytomètre de flux ou un microscope à fluorescence, nat non radioactif Zr-oxalate peut être utilisé pour marquer des liposomes à l&#39; étape 1.5. Ces liposomes non radioactifs ont des caractéristiques identiques à leurs analogues radioactifs. Une description de cette procédure est présenté à la figure 2. </li></ol> 2. In Vivo PET-CT Imaging et biodistribution des liposomes à double marquage <ol><li> Injecter environ 100 pi de liposomes à double marquage wi - ième environ 300 uCi de radioactivité dans les souris de mélanome retenus (C57BL / 6, femelle, 10 - 16 semaines) dans les veines de la queue, à environ 10 mCi de 89 Zr / kg de poids corporel. </li><li> Pour déterminer la demi-vie, prélever du sang de la veine de la queue des animaux anesthésiés moins de 2% d&#39;oxygène isoflurane contenant en utilisant 28-G seringues à insuline. Recueillir le sang (10 - 20 pi) dans des tubes préalablement pesés à 2 min, 15 min, 1 h, 4 h, 8 h, 24 h et 48 h après l&#39;injection. Peser le sang par différence, de déterminer la teneur en radioactivité en utilisant un compteur gamma, et calculer la concentration en radioactivité en pourcentage de la dose injectée par gramme (% ID / g). REMARQUE: Effectuez la procédure dans une salle équipée d&#39;un système d&#39;anesthésie, des cages de récupération, le chauffage et une hotte de biohazard. Assurez-vous que les animaux se rétablir et à acquérir une mobilité normale après la procédure avant de les transférer à partir des cages de récupération à la tenue des cages entièrement. Maison les animaux Les porteurs de tumeurs dans les salles désignées pour les animaux administrés avecmatériaux radioactifs. </li><li> 24 ou 48 heures après l&#39;injection du liposomes, l&#39; image des souris dans un petit animal microTEP-CT scanner 10. Placez l&#39;animal anesthésié horizontalement sur le ventre et le garder anesthésié. Administrer 2% d&#39;isoflurane-oxygène à travers un cône de nez. Appliquer une pommade ophtalmique à ses yeux avant de l&#39;analyse pour les empêcher de sécher. </li><li> Effectuer une TEP du corps entier statique enregistrement de balayage d&#39;au moins 50 millions d&#39;événements qui coïncident avec une durée approximative de 15 minutes. Réglez la fenêtre de temps et d&#39;énergie au hasard 350-700 keV et 6 ns, respectivement. Ensuite, effectuez 5 min tomodensitométrie (TDM). Réglez le tube à rayons X à une tension de 80 kV et un courant de 500 uA; le scanner utilise 120 étapes de rotation pour un total de 220 degrés, avec environ 145 ms par image 10. </li><li> Après l&#39;analyse PET-CT, sacrifier immédiatement les souris par le dioxyde de carbone et l&#39;asphyxie confirmer les décès par pinching les pattes des animaux. Une fois confirmé, effectuer des dislocations cervicales. </li><li> Retirez le sang dans les tissus de la souris par la première coupe ouverte l&#39;oreillette droite puis en injectant 20 ml de PBS dans le ventricule gauche, et ensuite recueillir les tissus pertinents tels que la tumeur, le foie, la rate, les poumons, les reins, les muscles et les autres 16. </li><li> Peser les tissus, de mesurer leur teneur en radioactivité par comptage gamma 8, 9, et calculer l&#39;accumulation de radioactivité des tissus en pourcentage de la dose injectée par gramme (% ID / g). </li></ol> 3. Ex Vivo cytométrie de flux et immunocoloration REMARQUE: Injecter 100 ul de liposomes fluorescents dans des souris de mélanome par leur veine de la queue à une dose de 0,5 mg de colorant par kg de poids corporel. Si des échantillons radioactifs ne sont pas autorisés dans la cytométrie de flux et de microscope à fluorescence, les liposomes non radioactifs doivent être utilisés. <ol><li> Sacrifiez l&#39;injection post-souris 24 h, comme à l&#39;étape 2.5, et de recueillir les tumeurs, qui doivent être stockés dans du PBS froid. </li><li> Pour cytométrie de flux, procédez comme suit 17: <ol><li> Préparer un cocktail enzymatique consistant en un mélange de purifié collagénase I et II (4 U / ml), de la hyaluronidase (60 U / ml) et de la DNase I (60 U / ml) dans cytométrie en flux tampon (PBS avec 0,5% de BSA et 1 mM EDTA). </li><li> Mélanger 100 mg de tissu tumoral avec 200 ul de tampon de cocktail enzymatique dans un tube de 1,5 ml et couper le tissu en petits morceaux avec des ciseaux fins. Ajouter un autre 1,3 ml de cocktail enzymatique dans le tube et transférer son contenu à une plaque de 6 puits. </li><li> Agiter la plaque à 6 puits sur un agitateur horizontal placé dans un four à 37 ° C pendant 60 min à 60 tours par minute. </li><li> Laver l&#39;homogénat de tissu avec une cytométrie en flux tampon 3 fois pour obtenir une suspension cellulaire unique. </li><li> Colorer les cellules avec un cocktail d&#39;anticorps spécifiques aux biomarqueurs, y compris CD45, CD11b, Ly6C, CD11c,CD64, CD3, MHCII, et CD31 (dilution 1: 200 pour l&#39;ensemble des anticorps, des informations de clonage est prévu dans la feuille de matériau). Identifier les types de cellules pertinentes et de déterminer leur intensité de fluorescence moyenne (MFI) de DiIC12 (5) -ds dans chaque population de cellules avec un débit approprié cytométrie logiciel d&#39;analyse. </li></ol></li><li> Pour immunocoloration, procédez comme suit: <ol><li> Placez une tumeur dans une cassette remplie de milieu de coupe optimale (OCT) et le congeler sur glace sèche. </li><li> Faire des coupes congelées 6 um de tissu tumoral et les placer sur des lames de verre d&#39;histologie; les sections devraient couvrir les plus grandes sections transversales de la tumeur, qui fournissent les informations les plus représentatives sur le tissu. </li><li> Colorer les biomarqueurs (par exemple, CD31 pour les cellules endothéliales) d&#39;intérêt avec les anticorps (par exemple, anti-CD31, clone MEC13.3) correspondant. Fixer les sections avec paraformaldéhyde; les bloquer avec du sérum correspondant à l&#39;origine des espèces des anticorps secondaires; Incubate avec des anticorps primaires pendant 12 h à 4 ° C, puis avec des anticorps secondaires pendant 2 h; et enfin, laver avec du PBS et couvrir avec des lamelles. Image Les lames colorées avec un Leica confocal debout SP5 microscope 13, 16. </li></ol></li></ol>

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Les auteurs n’ont aucune divulgation à faire.

Étapes critiques au sein du Protocole: La haute qualité des liposomes à double marquage est la clé pour produire des résultats cohérents sur une longue période de temps. Colorants fluorescents gratuites ou 89 ions Zr peuvent générer totalement différents modèles de ciblage et doivent être complètement enlevés lors de l&#39;étape de purification. En outre, si le système immunitaire affecte de manière significative les performances du expérimental nanomedicine du cancer, l&#39;utilisat...

Nanomédecine se déplace le paradigme du développement du traitement du cancer 1. Inspiré par l&#39;impact clinique énorme de nanomédicaments cancéreuses précédentes, telles que liposome et nanotherapies à base d&#39; albumine 2, 3, de nombreuses nouvelles formulations ont été produites dans la dernière décennie. Cependant, les récentes analyses de la réussite de la traduction clinique de ces nanomédicaments de cancer indiquent que seulement quelques - uns d&#39;entre eux ont été approuvés pour une utilisation clinique 4, 5. Un obstacle majeur à la traduction clinique de nouveaux nanomédicaments cancéreuses est leur amélioration limitée de l&#39;indice thérapeutique par rapport à l&#39;administration directe des composés thérapeutiques libres 6. En tant que tel, l&#39; évaluation précise de la performance in vivo de la nanomédecine à systémique, les tissus et les niveaux cellulaires dans des modèles animaux précliniques est essentielle pour identify ceux qui ont des indices thérapeutiques optimaux pour la traduction clinique future. Nanomatériaux peuvent être radiomarqués pour la caractérisation quantitative des animaux vivant avec la tomographie par émission de positrons (TEP), qui est excellente sensibilité et la reproductibilité entre toutes les modalités d&#39;imagerie clinique 7. Par exemple, 89 Zr marqué longue durée de circulation nanomedicines ont été caractérisés dans des modèles murins de cancer 8, 9, 10, ainsi que dans d&#39; autres modèles de maladie 11. En outre, la demi-vie dans le sang et la biodistribution des nanomedicines peuvent être largement évalués en utilisant ex vivo des mesures de radioactivité dans les tissus individuels 8. Par conséquent, radiomarquage permet l&#39;évaluation quantitative de la nanomédecine à des niveaux systémiques et de tissus. Surtout, radiolabelenanomédicaments d ne peuvent généralement pas être analysées à la seule cellule ou niveaux subcellulaire en raison de la résolution spatiale limitée du signal radioactif. Par conséquent, un marquage fluorescent se révèle être une modalité complémentaire pour l&#39;évaluation des nanoparticules avec des techniques d&#39;imagerie optiques , telles que la cytométrie en flux et la microscopie de fluorescence 12. A cet effet, les nanoparticules marquées avec des radio - isotopes et les étiquettes fluorescentes peuvent être évalués de façon quantitative in vivo par imagerie nucléaire et ex vivo par comptage de la radioactivité, et ils peuvent également être caractérisées largement au niveau cellulaire par l&#39; imagerie optique. Auparavant, nous avons mis au point des procédures modulaires pour incorporer des marqueurs radioactifs et des nanoparticules fluorescentes diverses, y compris des lipoprotéines de haute densité (HDL) 11, 9, 10 des liposomes, des nanoparticules polymères, des fragments d&#39; anticorps, et nanoemulsions 10, 13. Ces nanoparticules marquées ont permis pour la caractérisation quantitative dans des modèles animaux pertinents à différents niveaux, qui ont guidé l&#39;optimisation de ces nanomatériaux pour leurs applications spécifiques. Dans l&#39;étude actuelle, l&#39;objectif est d&#39;utiliser des nanoparticules-la liposomales plate - forme de nanomédecine le plus établi 14 -comme un exemple pour démontrer des procédures complètes pour générer une nanoparticule à double marquage et de caractériser soigneusement dans un modèle de souris classique de mélanome syngénique B16-F10 15 . D&#39;après les résultats, nous sommes convaincus que cette approche de caractérisation des nanoparticules peut être adapté pour évaluer d&#39;autres nanomédicaments de cancer chez les souris modèles pertinents.

<table><tbody><tr><td>DPPC</td><td>Avantilipids</td><td>850355</td><td></td></tr><tr><td>Cholestérol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C8667</td><td></td></tr><tr><td>DSPE-PEG2000</td><td>Avantilipids</td><td>880120P</td><td></td></tr><tr><td>DSPE-DFO</td><td>Fait maison</td><td>110634</td><td>Perez-Medina et al., JNM, 2014</td></tr><tr><td>DiIC12[5]-DS</td><td>AAT Bioquest</td><td>22051</td><td></td></tr><tr><td>Filtre centrifuge</td><td>Vivaproducts</td><td>VS2061</td><td></td></tr><tr><td>Évaporateur rotatif</td><td>Buchi</td><td>R-100</td><td></td></tr><tr><td>Radio-HPLC</td><td>Shimadzu HPLC avec 2 pompes LC-10AT</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>89Zr-oxalate</td><td>MSKCC</td><td>Synthétisé en interne</td><td>TR19/9 cyclotron à faisceau variable (Ebco Industries Inc.)</td></tr><tr><td>Micro TEP-CT</td><td>Siemens</td><td>Inveon Micro-TEP/CT</td><td></td></tr><tr><td>Compteur gamma</td><td>PerkinElmer</td><td>2470-0150</td><td></td></tr><tr><td>Cytométrie en flux</td><td>BD Biosciences</td><td>Fortessa N’importe</td><td>quel analyseur de cytométrie en flux multiparamétrique suffirait</td></tr><tr><td>C57BL/6 souris</td><td>Jackson Laboratories</td><td></td><td></td></tr><tr><td>B16-YFP Cellules de mélanome</td><td>Fabrication maison</td><td>N/A</td><td>Saumon et al., Immunité, 2016</td></tr><tr><td>Ly6C (clone HK1.4)--APC-Cy7</td><td>128025</td><td>Biolegend</td><td></td></tr><tr><td>MHCII (M5/114/152)--APC</td><td>107613</td><td>Biolegend</td><td></td></tr><tr><td>CD45 (30-F11)--BV510</td><td>103137</td><td>Biolegend</td><td></td></tr><tr><td>CD64 (X54-5/7.1)--PE-Cy7</td><td>139313</td><td>Biolegend</td><td></td></tr><tr><td>CD11b (M1/70)--BV605</td><td>101237</td><td>Biolegend</td><td></td></tr><tr><td>CD3 (17A2)--BV711</td><td>100241</td><td>Biolegend</td><td></td></tr><tr><td>CD31 (13.3)--PE</td><td>561073</td><td>Biolegend</td><td></td></tr><tr><td>CD11c (M418)--PerCP-Cy5.5</td><td>117327</td><td>BD Biosciences</td><td></td></tr><tr><td>CD31 (13.3) sans fluorophore</td><td>550274</td><td>BD Biosciences</td><td></td></tr></tbody></table>

une procédure exhaustive pour évaluer la<em&gt; in vivo</em&gt; performance du cancer nanomédicaments

A Comprehensive Procedure to Evaluate the In Vivo Performance of Cancer Nanomedicines

Inspiré par le succès de la nanomédecine cancéreuses précédentes dans la clinique, les chercheurs ont généré un grand nombre de nouvelles formulations dans la dernière décennie. Cependant, seul un petit nombre de nanomedicines ont été approuvés pour une utilisation clinique, alors que la majorité des nanomedicines en cours de développement clinique ont donné des résultats décevants. Un obstacle majeur à la traduction clinique réussie de nouveaux nanomédicaments de cancer est le manque d&#39;une compréhension précise de leurs performances in vivo. Cet article propose une procédure rigoureuse pour caractériser le comportement in vivo des nanomedicines chez des souris portant une tumeur chez systémique, un tissu, une seule cellule, et les niveaux intracellulaires par l&#39;intégration de la tomographie par émission de positons, la tomographie par ordinateur (PET-CT), les méthodes de la radioactivité de quantification , cytométrie en flux et la microscopie de fluorescence. En utilisant cette approche, les chercheurs peuvent évaluer avec précision de nouvelles formulations à l&#39;échelle nanométrique dans les modèles de souris pertinentes de cationr. Ces protocoles peuvent avoir la capacité d&#39;identifier les nanomédicaments de cancer les plus prometteurs avec un potentiel de translation élevée ou pour aider à l&#39;optimisation des nanomédicaments de cancer pour la traduction future.

La figure 1 montre une vue d&#39; ensemble de la procédure. La figure 2 présente un mode opératoire de synthèse schématique des liposomes à double marquage décrites à l&#39; étape 1 10. La figure 3 montre un représentant PET-CT d&#39; image (Figure 3a), la radioactivité quantification de l&#39; imagerie TEP (Figure 3b), la demi-vie dans le sang (Figure 3c), et bio...

La mauvaise compréhension des performances in vivo des nanomédicaments entrave leur traduction clinique. Les procédures d’évaluation du comportement in vivo des nanomédicaments anticancéreux aux niveaux systémique, tissulaire, unicellulaire et subcellulaire chez des souris immunocompétentes porteuses de tumeurs sont décrites ici. Cette approche pourrait aider les chercheurs à identifier des nanomédicaments anticancéreux prometteurs pour l’application clinique.

Une procédure exhaustive pour évaluer la<em&gt; In Vivo</em&gt; Performance du Cancer nanomédicaments

Inspired by the success of previous cancer nanomedicines in the clinic, researchers have generated a large number of novel formulations in the past ...

L'objectif général de cette procédure est d'évaluer le comportement in vivo des nanomédicaments anticancéreux aux niveaux systémique, tissulaire, cellulaire unique et subcellulaire chez des souris porteuses de tumeurs et immunocompétentes. Cette méthode peut aider à répondre à une question clé dans le domaine des nanomédicaments anticancéreux : comment les nanomédicaments s'accumulent-ils de manière quantitative dans différents tissus d'animaux vivants au fil du temps ?L'avantage principal de cette technique est que cette approche de double marquage permet la caractérisation in vivo de nanomédicaments du niveau macroscopique au niveau microscopique. Nous choisissons les liposomes comme exemple pour démontrer notre procédure, car les liposomes sont actuellement utilisés en clinique et constituent également une plateforme courante pour les nanomédicaments expérimentaux. Pour commencer la procédure, dissolvez 20 milligrammes d'un mélange lipidique, contenant 0,1 % en mole d'un colorant fluorescent cationique lipophile et deux millilitres de chloroforme.Ensuite, séchez les lipides à l'aide d'un évaporateur rotatif. Ajoutez 20 millilitres de solution saline tamponnée au phosphate aux lipides séchés. Soniquez le mélange sur glace avec un sonicateur à sonde de 3,8 millimètres à 30 watts pendant 30 minutes, en maintenant la température du mélange entre 4 et 20 degrés Celsius tout au long du processus.Centrifuger la suspension résultante de nanoparticules liposomales à 4&nbsp;000&nbsp;G pendant 10&nbsp;minutes. Éliminer le culot et laver les liposomes avec du PBS, en utilisant un filtre centrifuge à seuil de poids moléculaire de 100&nbsp;kilodaltons à 4&nbsp;000&nbsp;G. Transférer les liposomes concentrés depuis la chambre supérieure vers un nouveau tube de centrifugation. Les liposomes peuvent être conservés dans du PBS au réfrigérateur pendant une semaine au maximum.Réaliser la diffusion dynamique de la lumière sur un mélange de 50 microlitres de la suspension de liposomes purifiée et de 950 microlitres de PBS. Mesurer les tailles des particules et déterminer la distribution de taille. Pour commencer la procédure de radiomarquage, transférer dans un tube de 1,5 millilitre le volume requis de liposomes purifiés et de PBS afin d'obtenir deux milligrammes de lipides.Ajouter un microcurie de zirconium-89 oxalate pour un volume final de 100 microlitres et un pH compris entre 6,9 et 7,1. Agiter le mélange à 37 degrés Celsius pendant deux heures. Ensuite, éliminer le zirconium-89 libre par filtration centrifuge à l’aide d’un filtre de 100 kilodaltons à 4 000 G. Laver le rétentionnat trois fois avec du PBS stérile à 4 000 G. Puis, diluer le rétentionnat à environ trois microcuries par microlitre pour l’injection.Utilisez une HPLC par exclusion stérique couplée à un détecteur de radiation pour déterminer la pureté radiochimique des liposomes radiomarqués. Si la pureté radiochimique est inférieure à 95 %, reformulez la dose. Utilisez la diffusion dynamique de la lumière pour confirmer que la taille des particules et les valeurs de distribution sont similaires à celles des liposomes non radiomarqués.Pour commencer la procédure d'imagerie, injectez environ 300 microcurie de liposomes radiomarqués dans la veine de la queue d'une souris porteuse de mélanome maintenue en place. Deux minutes après l'injection, utilisez une seringue à insuline de calibre 28 pour prélever 10 à 20 microlitres de sang dans la veine de la queue de la souris. Transférez l'échantillon de sang dans un tube de comptage préalablement pesé.Prélevez un échantillon de sang, pesez-le et mesurez l'activité à l'aide d'un compteur gamma. Calculez la concentration d'activité radioactive en pourcentage de la dose injectée par gramme. Quinze minutes après l'injection, prélèvez et mesurez un autre échantillon de sang de la même manière.Ensuite, anesthésiez la souris par administration de 2 % d'isoflurane et d'oxygène via un embout nasal. Prélève et mesure un troisième échantillon sanguin une heure après l'injection. Puis, laissez la souris se remettre dans une cage de récupération jusqu'à ce que la mobilité normale soit rétablie.Prélevez des échantillons supplémentaires quatre, huit, 24 et 48 heures après l'injection. Laissez la souris se rétablir complètement entre les injections. Hébergez la souris dans une pièce désignée pour les animaux auxquels des matières radioactives ont été administrées.À 24 ou 48 heures après l'injection de liposomes, anesthésiez la souris avec 2 % d'isoflurane et de l'oxygène. Placez la souris sur le ventre sur la plateforme d'un scanner microPET-CT pour petits animaux. Poursuivez l'administration de 2 % d'isoflurane et d'oxygène au moyen d'un embout nasal.Appliquer une pommade ophtalmique vétérinaire sur les yeux de la souris pour éviter qu'ils ne s'assèchent. Ensuite, introduire le plateau du scanner dans l'appareil. Réaliser un examen PET statique de tout le corps d'une durée de 15 minutes, avec au moins 50 millions d'événements coïncidents, une énergie comprise entre 250 et 700 kiloélectronvolts et une fenêtre temporelle de coïncidence de six nanosecondes.Ensuite, effectuez un scan CT de cinq minutes avec 120 pas de rotation sur 220 degrés, avec environ 145 millisecondes par image. Une fois le scan terminé, sacrifiez immédiatement la souris par asphyxie au dioxyde de carbone. Confirmez le décès en pinçant la patte de l'animal, puis pratiquez une dislocation cervicale.Perfuser les tissus avec du PBS pour éliminer le sang, puis prélever les échantillons de tissus pertinents. Peser les tissus collectés et mesurer leur activité. Calculer l'accumulation de liposomes radiomarqués dans le tissu en pourcentage de la dose injectée par gramme.Conserver le tissu tumoral dans du PBS froid. Réaliser une cytométrie en flux ex vivo et une imagerie d'immunofluorescence sur le tissu tumoral prélevé afin de mesurer l'accumulation par rapport aux populations cellulaires. L'imagerie TEP/TDM chez des souris porteuses de tumeurs injectées avec des nanoparticules marquées au zirconium-89 a révélé une accumulation significative des nanoparticules dans le tissu tumoral 24 heures après l'injection.La demi-vie sanguine des nanoparticules s'est révélée d'environ 10 heures. Les mesures de biodistribution ex vivo à 24 heures post-injection étaient concordantes avec les mesures in vivo par TEP/TDM. L'accumulation des nanoparticules a ensuite été étudiée au niveau monocellulaire à l'aide de techniques d'immunomarquage.La cytométrie en flux a indiqué que les nanoparticules s'accumulaient préférentiellement dans les macrophages assistés par la tumeur. L'imagerie en immunofluorescence d'échantillons tumoraux a également montré un ciblage spécifique des cellules endothéliales par les nanoparticules. Cette technique peut aider les chercheurs à identifier des nanomédicaments prometteurs pour une traduction clinique.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en trois jours si elle est effectuée correctement. Lors du marquage isotopique de nanomédicaments, il est essentiel d'appliquer des normes élevées de contrôle qualité. Après cette procédure, d'autres nanomédicaments, tels que des nanoémulsions, des nanoparticules polymériques, des micelles, des anticorps et des fragments d'anticorps, peuvent être marqués afin de mesurer leur performance in vivo chez des souris porteuses de tumeurs.

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