Name: Cinétique de Lagging brin Synthèse de lADN In vitro Par les protéines de réplication bactériophage T7 (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-02-25T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 14 s
Description: Découvrez la cinétique de synthèse de l'ADN brin retardé et la formation des amorces par la primase et la polymérase du bactériophage T7. Cette méthode permet d'identifier les étapes clés de la synthèse des fragments d'Okazaki.

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Nous remercions les membres du laboratoire C.C.R. pour leurs commentaires et S. Moskowitz pour la préparation des figures. Ce travail a été soutenu par les National Institutes of Health Grants F32GM101761 (A.J.H.) et GM54397 (C.C.R.).

REMARQUE: Suivez tous les règlements institutionnels concernant l&#39;utilisation et l&#39;élimination des matières radioactives, y compris mais sans s&#39;y limiter, l&#39;utilisation des équipements de protection individuelle, comme des gants, des lunettes de sécurité, blouse de laboratoire, et des boucliers acryliques appropriés. NOTE: Le tampon standard est constitué de 40 mM de HEPES-KOH, pH 7,5, 50 mM de glutamate de potassium, 5 mM de DTT, 0,1 mM d&#39;EDTA (ce tampon est préalablement effectué à une concentration de 5x) et 0,3 mM de chaque dNTP. Protéines de replication de T7 sont purifiés comme décrit 8, 9, 10. ADN simple brin contenant une T7 unique de reconnaissance primase place (5 &#39;GGGTC-3&#39;, 5&#39;-GTGTC-3 &#39;, 5&#39;-TGGTC-3&#39;) peut être acheté parmi une variété de sociétés de synthèse d&#39;ADN (la longueur de l&#39;ADNsb peut dépendre de l&#39;enzyme de choix pour la T7 primase, un pentamère est la longueur de gabarit minimal pour synthétiser une amorce de pleine longueur 11, comme le cryptique C est essentiel, cependant, si l&#39;amorce doit être prolongée par polymérase, des nucléotides supplémentaires doivent être présents à l&#39; extrémité 3 &#39;de la matrice. Les réactions sont initiées par l&#39;addition d&#39;une concentration finale de 10 mM MgCl 2 et incubées à 25 ° C. échantillonnage manuel fonctionne bien pour les points de temps de 5 secondes ou plus. Si points de temps plus courts que sont nécessaires, il est recommandé d&#39;utiliser un instrument d&#39;écoulement rapide trempe pour obtenir des données précises. 1. Multiple-CA Primer Synthèse Reaction par échantillonnage manuel <ol><li> Avant de commencer l&#39;expérience, aliquoter 2 ul de tampon de colorant formamide (93% (v / v) de formamide, 50 mM d&#39;EDTA, 0,01% de xylene cyanol et 0,01% de bleu de bromophénol) dans 8 tubes de 1,5 ml en polypropylene. En général, le nombre de tubes est égal au nombre de points temporels analysés. </li><li> Préparer un mélange de 20 ul constitué tampon 1x, 0,1 mM d&#39; ATP et CTP, 0,25 mCi / mL [α- 32 P] CTP, 0,1 uM ssdNA modèle, et 0,1 uM GP4 (exprimée en concentration de hexamère - monomère 0,6 uM). </li><li> Incuber le mélange à température ambiante pendant 5 min. </li><li> Retirer 2 pl du mélange à l&#39;aide d&#39;une pipette et mélanger avec 2 pi de tampon de colorant formamide dans un tube de 1,5 ml préparé à l&#39;étape 1.1 pour le pas de contrôle de réaction (temps zéro). </li><li> Ajouter 2 ul de 0,1 M de MgCl 2 au mélange réactionnel (à une concentration finale de 10 mM). </li><li> retirer manuellement 2 pi des échantillons des mélanges réactionnels à l&#39;aide d&#39;une pipette à intervalles de 10 secondes et mélanger avec un colorant formamide predispensed dans des tubes de 1,5 mL préparés à l&#39;étape 1.1. </li><li> Des échantillons de chaleur à 95 ° C pendant 5 minutes dans un bloc chauffant. </li><li> Charger des aliquotes des échantillons sur un gel dénaturant. Les petits produits d&#39;amorce de tetraribonucleotide synthétisés par la primase T7 sont bien réglées sur une épaisseur de 0,4 mm 25% d&#39;acrylamide: bisacrylamide (19: 1), 3 M d&#39;urée, 1 x TBE (Tris-borate 100, 1 mM d&#39;EDTA). </li><li> Placez tout le gel sur la chromapapier phie et la couverture d&#39;une pellicule plastique. gel sec en utilisant un séchoir à gel. </li><li> Préparer une série de dilutions du reste du mélange réactionnel et détecter le même volume chargé sur le gel sur du papier de Chromatographie, à savoir repèrer 4 ul de la dilution si 4 pi d&#39;échantillon ont été chargés. NOTE: Cela servira de la courbe standard pour déterminer la concentration des produits formés lors de la réaction. Par exemple, des dilutions de cinq fois à l&#39; aide du tampon TE (10 mM Tris-HCl, pH 8,0, EDTA 1 mM) fonctionnent bien, couvrant une gamme de 1:25 à 1: 15.625 (5 2 -5 6), mais les dilutions devraient être ajustée en fonction du niveau d&#39;activité. </li><li> Exposer gel sec et standard en utilisant un écran de phosphorimager. Quantifier la radioactivité dans la série de dilution et de construire une courbe standard tel que décrit 8, 12 NOTE: L&#39; inclusion de l&#39; ADN polymerase T7 au mélange de réaction permet de Examine de l&#39;utilisation d&#39;amorces tetraribonucleotide par cette enzyme. De manière optimale, la concentration de la polymerase doit être saturante pour simplifier l&#39;interprétation des données. Une concentration de la polymérase de 0,4 uM ou plus donne de bons résultats. En outre, l&#39;effet d&#39;autres protéines, telles que des protéines de liaison simple brin d&#39;ADN, de part et d&#39;amorce de synthèse ou en retard brin d&#39;initiation peut être examiné de cette façon. </li></ol> 2. Multiple-chiffre d&#39;affaires Primer Synthèse Reaction l&#39;aide d&#39;un instrument rapide trempe <ol><li> Préparation des mélanges réactionnels <ol><li> Préparer 400 pi de solution A, contenant un tampon 1x, 0,2 uM GP4 hexamère, 0,2 uM ADNss modèle, mM dNTP 0,6, 0,2 mM ATP et CTP (y compris 0,5 mCi / mL [α- 32 P] CTP. </li><li> Préparer 400 pi de solution B, contenant 1 x tampon et 20 mM de MgCl 2. </li></ol></li><li> Le fonctionnement de l&#39; instrument d&#39;écoulement rapide trempe <ol><li> Allumez le rapinstrument d&#39;écoulement id-trempe; après que le menu principal apparaît, le type 7 sur le clavier de l&#39;instrument pour déplacer le conducteur de la seringue à sa position d&#39;origine. </li><li> tampon Position ouverte de la seringue pour &quot;LOAD&quot;. </li></ol></li><li> Seringues tampon de chargement <ol><li> Fixer une seringue de 10 ml contenant du tampon à l&#39;orifice de la seringue de commande. Changer la position du bouton de la seringue pour &quot;LOAD&quot;. </li><li> En utilisant des seringues de 10 ml, remplir le réservoir tampon de l&#39;appareil A et B avec 10 mM de Tris, pH 7,5, EDTA 1 mM et remplir la seringue C avec une solution de trempe (250 mM d&#39;EDTA et 0,2% de SDS). Retirer les bulles d&#39;air en poussant des plongeurs et sortir. </li><li> Changez la position de bouton pour &quot;FIRE&quot;. Tapez 2 pour ajuster la position de la barre de pilote de seringue. Appuyez sur le bouton &quot;DIMINUER&quot; pour abaisser la seringue jusqu&#39;à ce tampon sort la boucle de sortie: (7 descend en continu; 8-grand pas vers le bas; 9-petit pas vers le bas). Tapez &quot;ESC&quot; pour revenir au menu principal. </li></ol></li><li> Laver les tubes <ol><li> attach ligne de sortie à vide. Changer les boutons échantillons à &quot;FLUSH&quot;. Fermer le tampon seringue en réglant les potentiomètres à la position horizontale. Allumez le vide et tremper les boucles 2 affleurants en H 2 O pendant 10 s, puis tremper dans MeOH pendant 10 s. boucles sèches par aspiration d&#39;air pour ~ 15 s, ou jusqu&#39;à ce que sec. </li></ol></li><li> Échantillons de chargement <ol><li> Changer l&#39;échantillon position du bouton à &quot;LOAD&quot;. Placer la solution A dans 1 ml seringue. Brancher une seringue dans l&#39;un des orifices de charge de l&#39;échantillon. Répétez l&#39;opération pour la solution B, et placer dans un face port de chargement de l&#39;échantillon. </li></ol></li><li> La collecte de points de temps <ol><li> Sur le menu principal, tapez 1 pour la course trempe-débit. Entrez le temps (s) de réaction et appuyez sur &quot;ENTRER&quot;. Le numéro de boucle de réaction à utiliser sera affiché. Passer en boucle de réaction nécessaire. procédure de lavage Répétez l&#39;étape 2.2.4. </li><li> Tournez les boutons échantillons à &quot;LOAD&quot;. réaction de charge se mélange dans des boucles d&#39;échantillons jusqu&#39;à ce que juste à l&#39;extérieur du compartiment de mélange central. Tournez tous les boutons à &quot;FIRE &quot;. Assurez-vous que tous les boutons sont dans la bonne position. </li><li> Placer le tube de 1,5 ml sur l&#39;extrémité de la boucle de sortie. Appuyez sur &quot;GO&quot; pour lancer la réaction. procédure de lavage Répétez l&#39;étape 2.2.4. Recharger seringues tampons A et B jusqu&#39;à ce qu&#39;ils atteignent le pilote. </li><li> Répétez les étapes 2.2.6.2-2.2.6.3 pour chaque point de temps désiré. Exception: Ne chargez pas la solution contenant le réactif de départ (ie, MgCl 2 dans ce cas) lorsque la trempe de la commande à zéro point de temps. </li><li> Lorsque vous avez terminé la collecte des échantillons, entrez &quot;ESC&quot; pour revenir au menu principal. Appuyez sur &quot;7&quot; pour revenir de seringue tampon à sa position d&#39;origine. </li></ol></li><li> Instrument de nettoyage <ol><li> Retirer les seringues du mélange réactionnel. Tournez le chargement des échantillons bouton à la position &quot;LOAD&quot;. Sous vide, lavez chaque boucle d&#39;échantillon avec 0,2 mL NaOH 10 N, puis 10 ml 0,3 NH 3 PO 4 et 10 ml de MeOH. </li><li> Tournez les boutons de la seringue pour la position &quot;LOAD&quot;. Appuyez sur tous les 3 syrpoinçons inge pour récupérer réaction et trempe des tampons. Laver seringues au moins deux fois avec 5 ml H 2 O. </li><li> Remplir les seringues à nouveau avec 5 ml H 2 O et tourner les boutons en position &quot;FIRE&quot;. Changer les positions de bouton et tourner le vide pour éliminer H 2 O. Flush comme à l&#39; étape 2.2.4. Eteignez instrument. REMARQUE: Les produits sont analysés comme décrit dans les étapes 1.7-1.12. En outre, l&#39;ADN polymerase T7 et d&#39;autres protéines de replication peuvent être ajoutés dans le mélange réactionnel pour analyser leur effet sur la synthèse ou l&#39;extension d&#39;amorce. </li></ol></li></ol> 3. Single-CA Primer Synthèse Reaction NOTE: simple rotation des essais primaire synthèse / extension sont effectuées de manière similaire à des réactions multiples chiffre d&#39; affaires, avec quelques différences majeures: ces essais suivent la conversion de radiomarqué ATP dans l&#39; amorce ou d&#39; extension des produits, mais la concentration de substrats et de protéines sont considerablée supérieur. En outre, afin d&#39;atteindre la milliseconde pour permettre une analyse de la réaction de synthèse de l&#39;amorce, on doit utiliser une machine à écoulement rapide trempe. <ol><li> Préparation des mélanges réactionnels. <ol><li> Préparer 400 pi de solution A, contenant un tampon 1x, 3 uM hexamère GP4, 6 uM ADNss modèle, 0,6 mM de dNTP, 1 mM CTP, et 2 nM [γ- 32 P] ATP. Préparer 400 pi de solution B, contenant 1 x tampon et 20 mM de MgCl 2. </li></ol></li><li> Le fonctionnement d&#39;écoulement rapide trempe <ol><li> Effectuer des réactions comme décrit dans l&#39;étape 2.2. Si on le désire, ajouter une ADN polymerase T7 ou une protéine de liaison à l&#39;ADN simple brin T7 à une concentration de 15 uM et 20 uM, respectivement. Dans ce cas, les produits d&#39;extension à l&#39;accumulation d&#39;un régime de temps qui permet le prélèvement manuel de la réaction. </li></ol></li></ol> Analyse 4. Données <ol><li> courbes de progression du produit Fit à MOINS AVANCES non linéairemodèles carrés en utilisant des logiciels disponibles dans le commerce capables de moindres carrés unique et / ou intégration numérique. Les détails de l&#39;opération varient avec le logiciel utilisé, mais au-dessous sont des formes généralisées d&#39;équations utilisées pour le montage des données. </li><li> Déterminer le taux de formation du produit de plusieurs réactions de synthèse d&#39;amorce rotation par ajustement des courbes de progression d&#39;une équation linéaire. S&#39;il y a une courbure importante, l&#39; utilisation de la méthode de la vitesse initiale 13, 14 en ajustant les données à une fonction mono-exponentielle: y = A (e - k t), où y est la concentration du produit, A est l&#39;amplitude de la réaction, k est la constante de vitesse observée, t est le temps, en secondes. La pente de la ligne tangente au temps = 0 est le taux initial. NOTE: Les réactions Fit pré-stables synthèse état d&#39;amorce à une équation linéaire ou à l&#39;équation d&#39;état pré-stable éclater y = A (e - k bupremière t) + taux ss t, où A est l&#39;amplitude de la réaction, k rafale est la constante de vitesse observée pour l&#39;éclatement de pré-état stationnaire, ss taux est l&#39;état stationnaire ss taux = k cat [Enzyme]), t est le temps , en secondes. Fit une seule rotation des réactions de synthèse de l&#39; amorce progressent courbes à une seule fonction exponentielle y = A (e - k t). Dans le cas de GP4, ajuster les données par intégration numérique 15, à un modèle avec trois NTP étapes de condensation, où chaque intermédiaire est en équilibre avec l&#39;enzyme, en utilisant un logiciel disponible dans le commerce. </li></ol>

<ol><li>Kornberg, A., Baker, T. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKornberg%2C+A+%22DNA+replication%22">DNA replication</a>. , 2nd, W.H. Freeman. (1992).</li>
<li>Hamdan, S. M., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motors%2C+switches%2C+and+contacts+in+the+replisome%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Biochem%22%5BJournal%5D)">Motors, switches, and contacts in the replisome.</a> Annu Rev Biochem. 78, 205-243 (2009).</li>
<li>Mendelman, L. V., Notarnicola, S. M., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Roles+of+bacteriophage+T7+gene+4+proteins+in+providing+primase+and+helicase+functions+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Roles of bacteriophage T7 gene 4 proteins in providing primase and helicase functions in vivo.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 89 (22), 10638-10642 (1992).</li>
<li>Qimron, U., Lee, S. J., Hamdan, S. M., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primer+initiation+and+extension+by+T7+DNA+primase%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">Primer initiation and extension by T7 DNA primase.</a> EMBO J. 25 (10), 2199-2208 (2006).</li>
<li>Kato, M., Ito, T., Wagner, G., Richardson, C. C., Ellenberger, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modular+architecture+of+the+bacteriophage+T7+primase+couples+RNA+primer+synthesis+to+DNA+synthesis%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell%22%5BJournal%5D)">Modular architecture of the bacteriophage T7 primase couples RNA primer synthesis to DNA synthesis.</a> Mol Cell. 11 (5), 1349-1360 (2003).</li>
<li>Kusakabe, T., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+4+DNA+primase+of+bacteriophage+T7+mediates+the+annealing+and+extension+of+ribo-oligonucleotides+at+primase+recognition+sites%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Gene 4 DNA primase of bacteriophage T7 mediates the annealing and extension of ribo-oligonucleotides at primase recognition sites.</a> J Biol Chem. 272 (19), 12446-12453 (1997).</li>
<li>Lee, S. J., Zhu, B., Hamdan, S. M., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanism+of+sequence-specific+template+binding+by+the+DNA+primase+of+bacteriophage+T7%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">Mechanism of sequence-specific template binding by the DNA primase of bacteriophage T7.</a> Nucleic Acids Res. 38 (13), 4372-4383 (2010).</li>
<li>Hernandez, A. J., Lee, S. J., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primer+release+is+the+rate-limiting+event+in+lagging-strand+synthesis+mediated+by+the+T7+replisome%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Primer release is the rate-limiting event in lagging-strand synthesis mediated by the T7 replisome.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (21), 5916-5921 (2016).</li>
<li>Tabor, S., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+single+residue+in+DNA+polymerases+of+the+Escherichia+coli+DNA+polymerase+I+family+is+critical+for+distinguishing+between+deoxy-+and+dideoxyribonucleotides%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">A single residue in DNA polymerases of the Escherichia coli DNA polymerase I family is critical for distinguishing between deoxy- and dideoxyribonucleotides.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 92 (14), 6339-6343 (1995).</li>
<li>Kim, Y. T., Tabor, S., Bortner, C., Griffith, J. D., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Purification+and+characterization+of+the+bacteriophage+T7+gene+2.5+protein.+A+single-stranded+DNA-binding+protein%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Purification and characterization of the bacteriophage T7 gene 2.5 protein. A single-stranded DNA-binding protein.</a> J Biol Chem. 267 (21), 15022-15031 (1992).</li>
<li>Frick, D. N., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+primases%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Biochem%22%5BJournal%5D)">DNA primases.</a> Annu Rev Biochem. 70, 39-80 (2001).</li>
<li>Lee, S. J., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Essential+lysine+residues+in+the+RNA+polymerase+domain+of+the+gene+4+primase-helicase+of+bacteriophage+T7%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Essential lysine residues in the RNA polymerase domain of the gene 4 primase-helicase of bacteriophage T7.</a> J Biol Chem. 276 (52), 49419-49426 (2001).</li>
<li>Cao, W., De La Cruz, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+full+time+course+analysis+of+nonlinear+enzyme+cycling+kinetics%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Quantitative full time course analysis of nonlinear enzyme cycling kinetics.</a> Sci Rep. 3, 2658(2013).</li>
<li>Wang, M. H., Zhao, K. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+for+determining+kinetic+constants+of+complexing+inactivation+at+identical+enzyme+and+inhibitor+concentrations%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">A simple method for determining kinetic constants of complexing inactivation at identical enzyme and inhibitor concentrations.</a> FEBS Lett. 412 (3), 425-428 (1997).</li>
<li>Johnson, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fitting+enzyme+kinetic+data+with+KinTek+Global+Kinetic+Explorer%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Fitting enzyme kinetic data with KinTek Global Kinetic Explorer.</a> Methods Enzymol. 467, 601-626 (2009).</li>
<li>Johnson, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+century+of+enzyme+kinetic+analysis%2C+1913%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">A century of enzyme kinetic analysis, 1913.</a> FEBS Lett. 587 (17), 2753-2766 (2013).</li>
<li>Biswas, T., Resto-Roldan, E., Sawyer, S. K., Artsimovitch, I., Tsodikov, O. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+non-radioactive+primase-pyrophosphatase+activity+assay+and+its+application+to+the+discovery+of+inhibitors+of+Mycobacterium+tuberculosis+primase+DnaG%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">A novel non-radioactive primase-pyrophosphatase activity assay and its application to the discovery of inhibitors of Mycobacterium tuberculosis primase DnaG.</a> Nucleic Acids Res. 41 (4), e56(2013).</li>
<li>Sanyal, G., Doig, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+DNA+replication+enzymes+as+targets+for+antibacterial+drug+discovery%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Opin+Drug+Discov%22%5BJournal%5D)">Bacterial DNA replication enzymes as targets for antibacterial drug discovery.</a> Expert Opin Drug Discov. 7 (4), 327-339 (2012).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le facteur le plus important dans la réalisation de ces expériences est la disponibilité d&#39;enzyme purifiée très active. Au cours de notre travail avec GP4, par exemple, nous avons constaté que le stockage de l&#39;enzyme purifiée dans un tampon (20 mM de phosphate de potassium, pH 7,4, EDTA 0,1 mM, DTT 1 mM) contenant 50% de glycerol à -20 ° C conduit à une diminution l&#39;activité spécifique de la préparation pendant quelques mois. Par conséquent, nous maintenant flash freeze petites aliquotes de GP4 purifié dans ...

La réplication de l&#39;ADN est une caractéristique conservée de toute la vie cellulaire. Si l&#39;identité et le nombre de composants de réplication varient largement, les mécanismes généraux sont partagés entre l&#39; évolution 1. Ici, nous décrivons, des expériences cinétiques discontinues à base de gel, en utilisant des substrats radioactifs, visant à comprendre la cinétique de la synthèse d&#39;ADN calorifugeage brin in vitro par des composants du replisome T7. La machinerie de réplication du bactériophage T7 est très simple, ne comporte que quatre protéines (l&#39;ADN polymérase, GP5 et son facteur de processivité, E. coli , la thiorédoxine, le GP4 de primase-hélicase bifonctionnels, et la protéine de liaison à l&#39; ADN simple brin, GP2. 5) 2. Cette caractéristique en fait un système modèle attractif pour étudier les mécanismes biochimiques conservés impliqués dans la réplication de l&#39;ADN. L&#39;accent est mis sur la formation d&#39;amorces ribonucléotide par T7 DNA primase, un critical étape dans l&#39;initiation de la synthèse d&#39;ADN. En outre, on peut également étudier l&#39;utilisation de ces amorces par l&#39;ADN polymerase T7 ou d&#39;autres protéines de réplication en les incluant dans le mélange réactionnel. T7-primase de l&#39;hélicase, GP4, catalyse la formation d&#39;amorces pour la synthèse d&#39;ADN au niveau des séquences d&#39;ADN spécifiques appelés sites de reconnaissance primase, ou PRS (5&#39;-CG-3 &#39;). La cytosine dans la SRP est cryptique, il est essentiel pour la reconnaissance du site, mais il n&#39;a pas été copié dans le produit 3. La première étape dans la synthèse de l&#39; amorce par GP4 implique la formation du dinucléotide pppAC, qui est ensuite étendue à un trimère, et éventuellement des amorces tétranucléotidiques fonctionnels pppACCC, pppACCA ou pppACAC en fonction de la séquence dans le gabarit 4. Ces amorces peuvent ensuite être utilisées par l&#39; ADN polymerase T7 pour initier la synthèse de l&#39; ADN, qui est également un procédé assisté par GP4-5, 6. A cet égard, la primasedomaine stabilise les tetraribonucleotides extrêmement courts avec le modèle, ce qui empêche leur dissociation, engage l&#39; ADN polymérase d&#39;une manière favorable à la fixation de la amorce / matrice dans la polymérase du site actif 7. Ces étapes (synthèse de l&#39;ARN primaire, transfert intercellulaire primaire à la polymérase, et extension) sont répétées dans plusieurs cycles de reproduire le brin tardif et doivent être coordonnées avec la réplication du brin leader. Les dosages décrits ici sont très sensibles et peuvent être effectuées dans un laps de temps raisonnable. Cependant, ils sont relativement bas-débit et un grand soin doit être exercé dans l&#39;utilisation et l&#39;élimination des matières radioactives. En fonction de la vitesse à laquelle le produit de réaction, on pourrait employer un instrument rapide trempe pour atteindre des échantillons à des échelles de temps qui se prêtent à l&#39;analyse significative des cours de temps de réaction soit dans la constante ou l&#39;état pré-stable. Récemment, nous avons utilisé essais décrits ici pour fournir evidence de l&#39;importance de l&#39;amorce la libération du domaine primase de GP4 dans l&#39;initiation des fragments d&#39;Okazaki. De plus, nous avons trouvé la preuve d&#39;un rôle régulateur pour les protéines, de gp2.5 liant le T7 ADN simple brin, dans la promotion de la formation de l&#39; amorce et l&#39; utilisation efficaces 8.

<table><tbody><tr><td>Tris cristaux préréglés pH 7,5</td><td>SIGMA</td><td>T4128</td><td></td></tr><tr><td>Base Tris</td><td>SIGMA</td><td>93362</td><td></td></tr><tr><td>Acide L-glutamique sel de potassium monohydraté</td><td>SIGMA</td><td>G1501&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de magnésium hexahydraté</td><td>Mallinckrodt Chemicals</td><td>5958-04</td><td></td></tr><tr><td>1,4-Dithiothreitol</td><td>J.T. Baker</td><td>F780-02</td><td></td></tr><tr><td>Dodécylsulfate de sodium</td><td>MP Biomedicals</td><td>811030</td><td></td></tr> <tr><td>(éthylènedinitrilo) Acide tétraacétique, sel disodique, dihydraté</td><td>Mallinckrodt Chemicals</td><td>4931-04</td><td></td></tr><tr><td>[&alpha ;-32P] CTP</td><td>PerkinElmer</td><td>BLU508H</td><td>radioactif, prendre des mesures de protection</td></tr><tr><td>[&gamma ;-32P] ATP</td><td>PerkinElmer</td><td>BLU502A</td><td>radioactif, prendre des mesures de protection</td></tr><tr><td>100 mM dATP, dCTP, dGTP, dTTP&nbsp ;</td><td>Affymetrix</td><td>77100</td><td>quatre dNTP fait partie de l’ensemble</td></tr><tr><td>100 mM ATP et CTP</td><td></td><td>Epicentre RN02825</td><td>partie de l’ensemble NTP</td></tr><tr><td>ssDNA constructions</td> Integrated <td>DNA Technologies</td><td>N/A</td><td>Séquences personnalisées&nbsp ;</td></tr><tr><td>méthanol&nbsp ;</td><td>Macron Fine Chemicals</td><td>3017-08</td><td></td></tr><tr><td>formamide</td><td>Thermo Scientific</td><td>17899</td><td></td></tr><tr><td>bleu bromophénol</td><td>SIGMA</td><td>B8026&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Cylene Xyanol&nbsp ;</td><td>SIGMA</td><td>X4126&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>acrylamide</td><td>SIGMA</td><td>A9099</td><td>Toxique</td></tr><tr><td>N,N&prime ; -méthylènebisacrylamide</td><td>SIGMA</td><td>M7279&nbsp ;</td><td>toxique</td></tr><tr><td>Urée</td><td>Boston Bioproducts</td><td>P-940</td><td></td></tr><tr><td>Acide borique</td><td>Mallinckrodt Chemicals</td><td>2549</td><td></td></tr><tr><td>Instrument de trempe et d’écoulement rapide&nbsp ;</td><td>Kintek Corp.</td><td>RQF-3&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Kintek Explorer</td><td>Kintek Corp.</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Kaleidagraph&nbsp ;</td><td>Logiciel Synergy</td><td>N/A</td><td></td></tr></tbody></table>

cinétique de lagging brin synthèse de l&#39;adn<em&gt; in vitro</em&gt; par les protéines de réplication bactériophage t7

Kinetics of Lagging-strand DNA Synthesis In Vitro by the Bacteriophage T7 Replication Proteins

Ici, nous fournissons des protocoles pour l’examen cinétique de la synthèse de l’ADN à brin retardé in vitro par les protéines de réplication du bactériophage T7. Le réplisome T7 est l’un des systèmes de réplication les plus simples connus, composé de seulement quatre protéines, ce qui est une caractéristique attrayante pour les expériences biochimiques. Un accent particulier est mis sur la synthèse des amorces ribonucléotidiques par la primase hélicase T7, qui est utilisée par l’ADN polymérase pour initier la synthèse de l’ADN. Parce que les mécanismes de réplication de l’ADN sont conservés tout au long de l’évolution, ces protocoles devraient être applicables, ou utiles comme tremplin conceptuel, pour les chercheurs utilisant d’autres systèmes modèles. Les protocoles décrits ici sont très sensibles et un enquêteur expérimenté peut effectuer ces expériences et obtenir des données pour l’analyse en une journée environ. La seule pièce d’équipement spécialisée requise est un instrument d’écoulement à trempe rapide, mais cette pièce d’équipement est relativement courante et disponible auprès de diverses sources commerciales. Les principaux inconvénients de ces essais, cependant, comprennent l’utilisation de la radioactivité et le débit relativement faible.

Les résultats présentés dans la figure 1A ont été obtenus comme décrit à l&#39; étape 1 du protocole, à savoir, en échantillonnant manuellement une réaction de synthèse de l&#39; amorce catalysée par GP4 dans des conditions multiples chiffre d&#39; affaires. Ici, une gamme de produits après électrophorèse en gel peut être observée en utilisant le CTP marqué avec 32P à l&#39;α-positionnement dans les réactions de synthèse d&#39; amorce...

Nous décrivons des tests discontinus sensibles à base de gel pour examiner la cinétique de l’initiation des brins retardés à l’aide des protéines de réplication du bactériophage T7.

Cinétique de Lagging brin Synthèse de l&#39;ADN<em&gt; In vitro</em&gt; Par les protéines de réplication bactériophage T7

Here we provide protocols for the kinetic examination of lagging-strand DNA synthesis in vitro by the replication proteins of bacteriophage T7. The T7 ...

L'objectif général de cette procédure est d'examiner la cinétique de la synthèse de l'amorce et du brin retardé de l'ADN. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la réplication de l'ADN, telles que la formation des amorces par la primase de l'ADN, leur transfert vers l'ADN polymérase et leur utilisation par celle-ci. Le principal avantage de cette technique est qu'elle permet d'identifier les étapes clés de la synthèse des fragments d'Okazaki.Étant donné que des matières radioactives sont utilisées dans cette expérience, toutes les réglementations institutionnelles relatives à l'utilisation et à l'élimination sécuritaires des matières radioactives doivent être respectées. Commencez par aliquoter deux microlitres de tampon coloré à base de formamide dans huit tubes en polypropylène de 1,5 millilitre, ce qui correspond au nombre de points temporels à analyser. Ensuite, préparez un mélange de 20 microlitres composé de tampon, d'ATP, de CTP, de CTP marqué sur le groupe phosphate alpha par du P32, d'un brin simple de matrice d'ADN et de la protéine du gène quatre, ou primase-hélicase GP quatre.Incubez le mélange à température ambiante pendant cinq minutes. Après cinq minutes, utilisez une pipette pour prélever deux microlitres du mélange, et mélangez-les avec deux microlitres de tampon coloré à la formamide dans l'un des tubes de 1,5 millilitre préparés précédemment. Il s'agit du témoin sans réaction.Ajoutez deux microlitres de chlorure de magnésium 0,1 molaire au mélange réactionnel et déclenchez immédiatement un minuteur. Toutes les 10 secondes, prélève manuellement des échantillons de deux microlitres du mélange réactionnel, puis mélange-les avec le colorant à base de formamide dans des tubes de 1,5 millilitre. Une fois tous les points temporels collectés, chauffe les échantillons dans un bloc chauffant à 95 degrés Celsius pendant cinq minutes.Chargez des aliquotes des échantillons sur un gel dénaturant pour électrophorèse. Commencez cette procédure en préparant les mélanges réactionnels. Préparez 400 microlitres de solution A contenant du tampon, un hexamère GP4, un modèle d'ADN simple brin, des dNTP, de l'ATP, du CTP et du CTP marqué sur le groupe alpha-phosphate par du P32.Préparez 400 microlitres de solution B, contenant un tampon X et 20 millimolaire de chlorure de magnésium. Ensuite, mettez en place l'appareil de mélange et arrêt rapide. Allumez l'appareil, puis, lorsque le menu principal apparaît, appuyez sur la touche sept du clavier de l'appareil pour ramener le moteur de seringue en position initiale.Ouvrir la position de la seringue de tampon pour charger. Remplir la seringue C avec la solution d'arrêt, puis, à l'aide d'une seringue de 10 millilitres, remplir les réservoirs de tampon A et B de l'appareil avec le tampon. Éliminer les bulles d'air en poussant les pistons entrant et sortant.Modifier les positions du bouton pour tirer. Taper deux pour ajuster la position de la barre du pousse-seringue. Appuyer sur le bouton de réglage vers le bas pour abaisser la seringue jusqu'à ce que le tampon sorte par la boucle de sortie.Appuyez sur échappement pour revenir au menu principal. Pour rincer le tube, raccordez la ligne de sortie à une aspiration. Modifiez les boutons d'échantillonnage pour rincer.Placer les molettes en position horizontale pour fermer la seringue de tampon. Mettre en marche le vide, plonger les deux boucles de rinçage dans l'eau pendant 10 secondes, puis les plonger dans le méthanol pendant 10 secondes. Sécher les boucles en aspirant de l'air pendant environ 15 secondes, ou jusqu'à ce qu'elles soient sèches.Pour charger les échantillons, placer le bouton d'échantillonnage sur « load ». Introduire la solution A dans une seringue d'un millilitre, brancher la seringue sur l'un des ports de chargement d'échantillon, puis, de la même manière, introduire la solution B dans le port de chargement opposé. Commencer la collecte des points temporels en tapant « 1 » dans le menu principal pour une expérience de type quench flow.Saisissez le temps de réaction et appuyez sur Entrée. Le numéro de boucle de réaction à utiliser s'affichera. Passez à la boucle de réaction requise.Après avoir lavé le tube comme indiqué précédemment, tournez les boutons d'échantillonnage pour charger. Introduisez les mélanges réactionnels dans les boucles d'échantillonnage jusqu'à l'extérieur du compartiment de mélange central. Tournez tous les boutons pour déclencher, et vérifiez que tous les boutons sont en position correcte.Placer un tube de 1,5 millilitre à l'extrémité de la boucle de sortie. Appuyer sur démarrer pour lancer la réaction. Après avoir répété la procédure de lavage du tube, recharger les seringues de tampon A et B jusqu'à ce qu'elles atteignent le pilote des seringues de tampon.Répétez les étapes pour effectuer la réaction à chaque point temporel souhaité, à une exception près : ne chargez pas la solution B lors de l'arrêt du témoin au temps zéro. Une fois le prélèvement terminé, appuyez sur échappement pour revenir au menu principal. Appuyez sur sept pour ramener le moteur de la seringue de tampon à sa position initiale.Commencez le nettoyage de l'appareil en retirant les seringues contenant une mélange réactionnel, puis tournez le bouton de chargement de l'échantillon vers la position de chargement. Sous vide, rincez chaque boucle d'échantillonnage avec 10 millilitres d'hydroxyde de sodium, d'acide phosphorique et de méthanol chacun. Appuyez sur les trois pistons des seringues pour récupérer les tampons de réaction et d'arrêt de réaction.Lavez les seringues avec cinq millilitres d'eau au moins deux fois. Remplissez à nouveau les seringues avec cinq millilitres d'eau, tournez les boutons vers la position feu, activez le vide et abaissez le piston à l'aide de la commande clavier pour évacuer l'eau. Lavez le tube comme indiqué précédemment.Enfin, éteindre l'appareil de trempe rapide. Les échantillons sont ensuite analysés comme décrit dans le protocole écrit. Ces résultats ont été obtenus en prélevant manuellement des échantillons d'une réaction de synthèse d'amorce catalysée par GP quatre en conditions de plusieurs cycles catalytiques.Le précurseur marqué CTP présente la mobilité la plus élevée et migre vers le bas du gel, suivi par des espèces plus lentes, correspondant au colorant et aux tétraribonucléotides synthétisés par la GP quatre. Selon la durée de l'incubation et le contexte de la séquence du brin matrice, des produits marqués supplémentaires correspondant à des oligomères plus longs peuvent être observés. Lorsqu'un dispositif de trempe rapide est utilisé pour examiner la réaction catalysée par la GP quatre à des échelles de temps allant de quelques secondes à quelques millisecondes, il apparaît clairement que l'accumulation de l'amorce n'est pas linéaire, mais présente un profil biphasique indiqué par la ligne continue.Ceci suggère que la formation du produit est rapide et que la libération est l'étape limitante à l'état stationnaire. La ligne pointillée représente une courbe d'avancement hypothétique qui résulterait si la formation de l'amorce par la GP quatre ne se produisait pas avec un pic pré-état stationnaire. Une expérience de synthèse d'amorce en simple tour donne des informations sur la formation et la disparition des espèces intermédiaires durant la conversion du substrat en produit.Une courbe temporelle de la formation de tétramères est illustrée par l'image du gel. Le graphique montre la formation d'intermédiaires en fonction du temps. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 90 minutes, si elle est effectuée correctement.N'oubliez pas que le travail avec des réactifs radioactifs peut être extrêmement dangereux et que des précautions telles qu'un blindage adéquat doivent toujours être prises lors de l'exécution de cette procédure.

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