Name: Utilisation dune ligne centrale pour les fluides veineuses, les drogues et ladministration des nutriments dans un modèle de souris de maladies graves (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-02T14:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: Découvrez un modèle de souris cathétérisée centralement pour étudier les maladies critiques prolongées. Cette méthode combine la ligature et ponction caecale avec une ligne veineuse centrale pour l'administration de fluides et nutriments.

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GVdB, via l’Université de Louvain (KU Leuven), reçoit un soutien à long terme à la recherche structurelle du programme Mathusalem financé par le gouvernement flamand (METH08/07) et détient une bourse avancée du Conseil européen de la recherche AdvG-2012-321670 du programme Idées du septième programme-cadre de l’Union européenne. SET a reçu une bourse d’assistant de recherche de la Fondation pour la recherche en Flandre (FWO).

Le protocole a été approuvé par l&#39;Université de Louvain Conseil d&#39;éthique Revue de recherche animale. 1. Préparation de la ligne veineuses <ol><li> Préparer la pointe du cathéter veineux en immergeant rapidement la tubulure partie centrale de 60 cm de microrenathane (MRE) à chaud (&gt; 220 ° C) l&#39;huile de sésame. étirer la suite, la partie médiane du tube pour produire un faible diamètre (diamètre extérieur (OD) &lt;0,5 mm) en déplaçant doucement les extrémités du tube à une distance les uns des autres. </li><li> Utiliser une lame de scalpel pour couper le tube en deux parties de 30 cm chacune (voir la figure 1, tableau 1). </li><li> Raccorder le tuyau MRE à une tubulure PE10 polyethylene en utilisant le connecteur de polyéthylène PE50 et raccorder ce tube de PE10 à la partie inférieure de la rotule. Relier la partie supérieure de la tête d&#39; injection à un tube PE10, et le connecter à une aiguille à embout Luer avec un tube de connecteur PE50 selon la figure 1. </li><li> Appliquer une forte rapide Acting colle adhésive à toutes les connexions et tester le cathéter d&#39;étanchéité par rinçage à l&#39;air. Gaz stériliser le cathéter avant l&#39;utilisation. </li></ol><img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig1.jpg" /> Figure 1: Construction de la ligne veineuses. Lignes veineuses sont préparées en étirant le tube MRE à un petit diamètre et de la connexion par l&#39; intermédiaire d&#39;un tube de polyethylene à un dispositif de pivotement de rongeur. Voir le tableau 1 pour obtenir des instructions sur la longueur des différentes parties. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55553/55553fig1large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Légende </td><td> Longueur </td><td> Le volume </td></tr><tr><td> 1) talon de l&#39;aiguille Luer 22g </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2) PE50 - polyethylene 0,023&quot; x 0,038&quot; </td><td> 5 cm </td><td> 13 pi </td></tr><tr><td> 3) PE10 - polyethylene 0,011&quot; x 0,024” </td><td> 50 cm </td><td> 30 pi </td></tr><tr><td> 4) Rongeur pivotant 20 G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5) PE-10 </td><td> 15 cm </td><td> 9 pi </td></tr><tr><td> 6) PE-50 (connecteur) </td><td> 5 cm </td><td> 13 pi </td></tr><tr><td> 7) MRE025 Tip tendue microrenathane .025&quot; x 0,012&quot; </td><td> 30 cm </td><td> 27 pi </td></tr><tr><td> Somme totale </td><td> 105 cm </td><td> 92 ul </td></tr></tbody></table> Tableau 1: Construction de la ligne veineuses. Ce tableau fournit une légende de la figure 1. 2. L&#39;anesthésie et la manipulation pré-opératoire <ol><li> Utilisation homme de souris C57BL / 6J de 24 semaines (27-32 g). NOTE: Nous utilisons des souris âgées de 24 semaines (adultes matures) que cet âge correspond mieux à l&#39;âge moyen des patients de soins intensifs. Nous utilisons seulement des souris mâles pour éviter l&#39;influence cyclique des oestrogènes. La technique peut également être utilisé sur les animaux plus jeunes (testé chez des souris de 16 semaines) et les femmes, si l&#39;on préfère. </li><li> Stériliser tous les instruments chirurgicaux avant utilisation. Rincer le cathéter veineux fait maison avec une solution saline stérile pour éliminer les bulles d&#39;air et pour tester la perméabilité et les fuites éventuelles. </li><li> Couper un fil métallique (diamètre 0,8 mm) de longueur 80 cm, doubler en pliant et en faire une boucle. Plomb 3 perles sur le fil doublé à la boucle. Fixer le cathéter sur le fil métallique de guidage de la pointe du cathéter à travers les 3 perles. NOTE: Le fil de fixation métallique est nécessaire pour une rotation de la rotule à laquelle le cathéter est connecté. A ce titre, la souris peut se déplacer librement, sans bloquer la ligne veineuse. </li><li> Anesthésier la mouse par une injection intraperitoneale (IP) d&#39;un mélange de 0,03 ml de kétamine (100 mg / kg) et 0,02 ml de xylazine (13 mg / kg). Assurez-vous que l&#39;anesthésie est adéquate en vérifiant l&#39;absence de réflexes. Tirez doucement sur la langue de la souris à l&#39;extérieur avec une pince pour éviter la suffocation en avalant de la langue. NOTE: Si au bout de 10 minutes, la souris tente toujours de retirer ses membres donnent kétamine supplémentaires en bolus 0,01 ml. </li><li> Raser la zone chirurgicale, y compris l&#39;abdomen, la face ventrale du cou (triangle entre le menton, le sternum et la clavicule), et entre les omoplates à la base de la tête). </li><li> Placez la souris en position couchée sur un coussin chauffant préchauffée, désinfecter la peau avec 70% d&#39;éthanol et d&#39;appliquer une petite quantité de lubrifiant ophtalmique pour protéger les yeux contre le dessèchement. Infiltrer les sites chirurgicaux (abdomen, du cou-avant et arrière) avec 0,2 mL de ropivacaïne (0,67 mg / kg). </li><li> Alors que la souris est toujours en position couchée, faire une petite incision à la base de la face dorsalede la tête avec un scalpel ou de ciseaux. Exposer les muscles cervicaux postérieurs, et attacher le muscle à la boucle du fil de fixation avec 3,0 nylon par la tête d&#39;un fil de nylon 3,0 sous le muscle. </li><li> Placez la souris sur son côté droit. Faire une petite incision verticale dans la peau du cou ventrale avec un scalpel ou des ciseaux. Sous guidage visuel, un tunnel sous-cutané de l&#39;aiguille de calibre 18 à travers cette incision ventrale vers l&#39;incision sur le dos fait précédemment et enfiler le cathéter à travers l&#39;aiguille à extérioriser sur le côté ventral. </li><li> Placez la souris sur le dos. Passer un fil de nylon 3,0 derrière les incisives supérieures de la souris et du ruban adhésif vers le bas pour le coussin chauffant. Fixer la tête dans un masque facial pour fournir de l&#39;oxygène (2 L / min). Fixer la souris dans une position étirée en collant sur la queue et les deux membres antérieurs. NOTE: Si la kétamine xylazine l&#39;anesthésie ne suffit pas, isoflurane inhalées (0.5 - 1.5%) peut être livré au cours de la chirurgie. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 3. Le placement d&#39;un Indwelling chronique Catheter <ol><li> Placez la souris sous le microscope de dissection. Dans l&#39;incision faite précédemment dans le cou ventral, doucement titiller le tissu adipeux et glandes loin avec des pinces jusqu&#39;à ce que la veine jugulaire peut être visualisée. </li><li> disséquer Bluntly pour libérer la veine jugulaire du tissu conjonctif sous-cutané et au-dessus et autour du récipient en plaçant la pointe de la pince entre la veine et le tissu conjonctif et l&#39;ouverture de la pince de façon répétée parallèlement à la veine. A ce titre, les dommages à la veine sera évitée. </li><li> Isoler la veine jugulaire en plaçant le forceps émoussé sous la veine. Parasites trois morceaux de 3,0 fil de soie sous la veine, la position d&#39;un seul tenant à proximité de la bifurcation de la veine jugulaire (ligature crânienne) et une pièce à proximité du muscle sterno (caudal de ligature). Serrer la ligature crânienne et caudale de la ligature pour étirer la veine et empêcher un saignement excessif tout en plaçant le cathéter. Tsoit une ligature lâche avec le filetage du milieu pour assurer la fixation facile du cathéter plus tard. </li><li> En utilisant des micro ciseaux, faire une incision le long de la veine entre les ligatures crânienne et caudale et assez grand pour passer le cathéter. Prenez le cathéter avec une pince, et insérer le cathéter 11 mm dans la veine. Le fixer le cathéter en ligaturant milieu Ligature et confirmer le placement correct en rinçant doucement avec une solution saline stérile. </li><li> Fixer le cathéter en attachant fermement au large de la ligature du milieu et caudale autour du récipient et le cathéter. Tie extrémités de ligature caudal et milieu ensemble pour fixer solidement le cathéter. Assurez-vous que les nœuds ne bouchent pas la veine, en rinçant le cathéter après chaque noeud fait. Enfin, attacher le caudale et ligatures crâniens. Fermer l&#39;incision avec 5,0 points de suture en soie. </li></ol> 4. caecum ligation et Crevaison <ol><li> Faire une incision médiane de 1 cm à travers la peau de la moitié inférieure de l&#39;abdomen avec un scalpel ou de ciseaux;veiller à ne pas pénétrer dans la cavité peritoneale. </li><li> Identifier la linea alba de la musculature abdominale et faire une incision intermusculaire pour entrer dans la cavité péritonéale. Localisez le caecum, et utiliser une pince anatomique émoussé pour isoler le caecum et extérioriser. </li><li> Ligaturer le caecum à 50% de sa longueur avec 3,0 points de suture en soie. Assurez-vous de ne pas ligaturer la vanne Bauhin de telle sorte que la continuité intestinale est maintenue. </li><li> Perforer le caecum avec une aiguille de calibre 18 par une seule traversant et par ponction à mi-chemin entre la ligature et la pointe du caecum. Après avoir retiré l&#39;aiguille, extruder une petite quantité de matières fécales à partir du trou pour assurer la perméabilité. </li><li> Repositionner l&#39;intestin dans la cavité abdominale, et fermer le péritoine et la peau avec 5,0 points de suture en soie. NOTE: En moyenne, un nouveau stagiaire nécessite 10 à 15 animaux pour pouvoir placer facilement le cathéter veineux et effectuer CLP dans les 45 min. Après la période de formation, une anesthésie / chirurgie related mortalité de 10% peut être attendue. </li></ol> 5. Le traitement post-chirurgical et Réanimation fluide <ol><li> Placez la souris en position couchée et fixer le cathéter sur le fil de fixation avec du ruban adhésif. Déplacez la souris vers une cage individuelle. Utiliser un support à serrage réglable pour maintenir le dispositif de pivotement 25 cm au-dessus de la souris et la bande fermement la partie libre du fil de fixation métallique sur le point de rotation de la pièce pivotante. </li><li> Attacher une seringue contenant le mélange de colloïdes équilibrés et cristalloïdes (1: 4) à la ligne veineuse pour commencer la réanimation fluide. </li><li> Placez la cage dans une température contrôlée (27 ° C) armoire animale avec 12 h de lumière et de cycles sombres et commencer la réanimation de fluide par voie intraveineuse (10 ml / kg / h) par l&#39;intermédiaire d&#39;une pompe de perfusion précise à seringue. Fournir l&#39;enrichissement de la cage, comme matériau de nidification et d&#39;un bloc de bois. </li></ol> 6. Soins intensifs <ol><li> A 6 h post-opératoire, la douleur injecter en sous-cutané medication et des antibiotiques (0,3 ml de buprénorphine (0,15 mg / kg) et 0,2 mL imipénème (16.67mg / kg)). NOTE: Conformément à la pratique standard médecine des animaux de laboratoire, la première dose de médicaments contre la douleur est donnée avant l&#39;incision chirurgicale initiale et selon les directives des politiques vétérinaires de l&#39;institution. injections sous-cutanées doivent être soigneusement injectées dans l&#39;espace sous-cutané. </li><li> Après 20 - 24 h de réanimation liquidienne, remplacer les cristalloïdes / colloïdes par nutrition parentérale totale (6,67 ml / kg / h). REMARQUE: la nutrition parentérale totale administrée (5,8 kcal / 24 h) couvre environ 40% des besoins caloriques quotidiens de souris, similaires au début de l&#39;apport calorique des patients dans l&#39;unité de soins intensifs. </li><li> Sous-cutanée administrer des médicaments de la douleur et des antibiotiques (0,6 ml de buprénorphine (0,3 mg / kg) et 0,2 mL imipénème (16,67 mg / kg) toutes les 12 h pendant toute la période de maladie grave. </li><li> Vérifiez les animaux au moins tous les 3 h pendant la journée. Évaluer la souffrance en donnant une douleurscore basé sur l&#39;échelle de la souris moue validée 11. Pour les animaux Intensifier le suivi avec un score de douleur. </li></ol> 7. Fin de l&#39;expérience NOTE: Approbation et recommandations sur le niveau de gravité du modèle et des lignes directrices et des politiques pour les paramètres humains devraient être demandées à la Commission d&#39;examen éthique des institutions locales de recherche animale. NOTE: Dans le cas d&#39;une voie veineuse non fonctionnel tel que le cathéter bloqué, du cathéter délocalisation, des problèmes avec la pompe de la seringue, l&#39;animal est exclu de l&#39;étude et euthanasiés. <ol><li> A la fin de la période expérimentale, anesthésier profondément la souris en utilisant un mélange de 0,03 ml de kétamine (100 mg / kg) et 0,02 ml (13 mg / kg) xylazine. Euthanasier la souris par prélèvement de sang par ponction cardiaque. Magasin échantillons instantanés de tissus congelés d&#39;intérêt à -80 ° C. </li></ol>

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<li>Langford DJ1, B. A., Chanda, M. L., Clarke, S. E., Drummond, T. E., Echols, S., Glick, S., Ingrao, J., Klassen-Ross, T., Lacroix-Fralish, M. L., Matsumiya, L., Sorge, R. E., Sotocinal, S. G., Tabaka, J. M., Wong, D., van den Maagdenberg, A. M., Ferrari, M. D., Craig, K. D., Mogil, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coding+of+facial+expressions+of+pain+in+the+laboratory+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse.</a> Nat Methods. 7, (2010).</li>
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<li>Heuer, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cecal+ligation+and+puncture+with+total+parenteral+nutrition%3A+a+clinically+relevant+model+of+the+metabolic%2C+hormonal%2C+and+inflammatory+dysfunction+associated+with+critical+illness%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Cecal ligation and puncture with total parenteral nutrition: a clinically relevant model of the metabolic, hormonal, and inflammatory dysfunction associated with critical illness.</a> J Surg Res. 121 (2), 178-186 (2004).</li>
<li>Conti, M., Merlani, P., Ricou, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prognosis+and+quality+of+life+of+elderly+patients+after+intensive+care%5BTitle%5D)+AND+%22Swiss+Med+Wkly%22%5BJournal%5D)">Prognosis and quality of life of elderly patients after intensive care.</a> Swiss Med Wkly. 142, (2012).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Nous avons développé un modèle de souris plus cliniquement pertinente de maladie grave, en combinant la méthode de ligature et ponction du caecum pour induire une septicémie avec l&#39;utilisation d&#39;une ligne veineuse centrale pour les fluides, les médicaments et l&#39;administration des nutriments. Ce dispositif expérimental est reproductible, permet d&#39;étudier la phase prolongée de maladie grave et entraîne un taux de mortalité stable, mimant par la présente la situation clinique humaine 1.</s...

maladie grave est un état pathologique dans lequel la fonction d&#39;un ou plusieurs systèmes d&#39;organes est entravée dans la mesure où le patient va mourir, à moins que le soutien médical intensif est administré. Alors que la cause initiale d&#39;admission à l&#39;unité de soins intensifs (USI) peut varier, allant d&#39;un traumatisme, une intervention chirurgicale compliquée, brûlures, exacerbations de la maladie à la septicémie, tous les patients gravement malades souffrent de dommages cellulaires causés par hypoperfusion, l&#39;hypoxie et l&#39;inflammation excessive entre autres , ce qui conduit à l&#39;échec d&#39;organes. La plupart des patients survivent à leur insulte aiguë, mais une fraction importante des patients ne sont pas immédiatement récupérer et ont besoin de soins intensifs prolongée. Ils sont à risque élevé de décès dus à la non-résolution de défaillance de plusieurs organes. En outre, la phase prolongée de maladie grave est poinçonnée par une profonde faiblesse musculaire et endocrinien et le changement métabolique, dont la pathogénie est actuellement incomplètement comprise. plusieurs rmodèles Odent sont utilisés dans le cadre de la recherche de soins intensifs. Les deux modèles les plus utilisés sont l&#39;administration exogène de lipopolysaccharide (LPS) et la ligature et ponction du caecum (CLP). Les deux modèles sont développés pour imiter la phase aiguë de la septicémie, définie comme un dysfonctionnement des organes mortelle causée par une réponse hôte dysregulated à l&#39; infection, et l&#39; une des principales raisons pour l&#39; admission à l&#39;unité de soins intensifs dans le monde entier 1, 2. Le modèle LPS présente plusieurs inconvénients car il ne touche transitoirement la libération de cytokines et l&#39;état hémodynamique de l&#39;animal 3. Contrairement aux humains, les rongeurs sont particulièrement résistants à l&#39; endotoxine et l&#39;utilisation des « fortes doses » de endotoxine est nécessaire pour produire une hypotension et de mortalité, par les présentes préoccupations de la collecte validité de cette méthode 4, 5. L&#39;autre modèle, la ligature caecale et ponction modèle (CLP)dispose d&#39;une ligature d&#39;une partie du caecum suivie d&#39;une ponction à l&#39;aiguille traversant et traversant. Cette procédure provoque une infection abdominale polymicrobienne des lésions tissulaires, suivie d&#39;une translocation des bactéries dans le compartiment sanguin. Cela déclenchera une réponse inflammatoire systémique et le développement de la septicémie. Le modèle CLP a été largement reconnu comme un modèle animal de maladie aiguë grave qui reproduit les caractéristiques principales de la septicémie: hyperinflammation, la vasodilatation, l&#39; hypotension et augmentation du débit cardiaque 6, 7. Toutefois, ce modèle ne permet pas l&#39;étude de la non-résolution de défaillance multiviscérale, atrophie musculaire, et des changements endocriniens et métaboliques, qui sont typiques pour la phase prolongée de maladie grave. En outre, récemment la validité des modèles de souris pour les maladies graves ont été remis en cause, puisque les résultats des modèles de souris ne peuvent pas toujours être traduits au milieu humain 8, 9, 10. Une explication possible pourrait être que les soins de soutien fourni aux malades en phase critique des patients humains diffère sensiblement de la prise en charge qui est fournie à des souris gravement malades. Par conséquent, pour ressembler milieux humains plus étroitement et de permettre une enquête de la phase prolongée de maladie grave, nous avons développé un modèle de souris qui imite les soins intensifs aiguë donnée à l&#39;homme, comme une vaste administration de liquide par voie intraveineuse et un traitement antibiotique, et qui permet pour administrer des soins de soutien afin de survivre à la phase prolongée de maladies graves, telles que le soutien nutritionnel. A cet effet, nous avons adapté le modèle de souris de la septicémie CLP-induite, étant la norme d&#39;or pour la septicémie, et placé une ligne veineuse centrale qui permet l&#39;administration des fluides, la nutrition et les médicaments.

<table><tbody><tr><td>Buprénorphine</td><td>Ecuphar</td><td></td><td>Vetergesic 0,3 mg/mL</td></tr><tr><td>C57BL/6&nbsp ;</td><td>Janvier labs</td><td>C57BL/6JRj</td><td></td></tr><tr><td>colloïdes</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td>Volulyte 6 %</td></tr><tr><td>crystalloids</td><td>Baxter</td><td></td><td>Plasmalyte a viaflo</td></tr><tr><td>Ethilon 3.0</td><td>Ethicon</td><td>F3211</td><td></td></tr><tr><td>Imipenem</td><td>MSD</td><td></td><td>Tienam 500&nbsp ; mg poudre pour liquide d’injection</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Eurovet</td><td></td><td>Iso-vet</td></tr><tr><td>Kétamine</td><td>Eurovet</td><td></td><td>Nimatek 100 mg/mL</td></tr><tr><td>LocTite Super glue3 tous plastiques&nbsp ;</td><td>Rectavit</td><td>119818</td><td></td></tr><tr><td>Mersilk 3.0</td><td>Ethicon</td><td>L192</td><td></td></tr><tr><td>Mersilk 5.0</td><td>Ethicon</td><td>F682</td><td></td></tr><tr><td>Microrenathane .025 » O.D. x .012 » I.D.</td><td>Bioseb</td><td>MRE-025</td><td></td></tr><tr><td>olimel N7E</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PE10 - Polyéthylène .011 » x .024"&nbsp ;</td><td>Instech Solomon</td><td>BTPE-10</td><td></td></tr><tr><td>PE-50 tube .023 » x.038"</td><td>Instech Solomon</td><td>BTPE-50</td><td></td></tr><tr><td>Émerillon pour rongeurs 20 G</td><td>Bioseb</td><td>RS-20G&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Ropivaca&iuml ; ne</td><td>Astrazenica</td><td></td><td>Naropin 2&nbsp ; mg/mL</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>VMD</td> Chlorhydrate de <td></td><td>xylazine 2 %</td></tr></tbody></table>

utilisation d&#39;une ligne centrale pour les fluides veineuses, les drogues et l&#39;administration des nutriments dans un modèle de souris de maladies graves

Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

Ce protocole décrit un modèle de souris cathétérisés au centre d&#39;une maladie grave prolongée. Nous combinons la ligature du caecum et la méthode de ponction pour induire une septicémie avec l&#39;utilisation d&#39;une ligne veineuse centrale pour les fluides, les médicaments et l&#39;administration des nutriments pour imiter le milieu clinique humain. Les patients gravement malades ont besoin de soutien médical intensif pour survivre. Alors que la majorité des patients guérissent en quelques jours, environ un quart des patients ont besoin de soins intensifs prolongée et sont à risque élevé de mourir d&#39;une non-résolution de défaillance de plusieurs organes. En outre, la phase prolongée de maladie grave est poinçonnée par une profonde faiblesse musculaire, et des changements endocriniens et métaboliques, dont la pathogénie est actuellement incomplètement comprise. Le modèle animal le plus largement utilisé dans la recherche de soins intensifs est le modèle de ligature et ponction du caecum pour induire une septicémie. Ceci est un modèle très reproductible, avec des changements inflammatoires et hémodynamiques aiguës similaires à septembre humainsis, qui est conçu pour étudier la phase aiguë de la maladie grave. Cependant, ce modèle est poinçonnée par une haute létalité, qui est différente de la situation clinique humaine, et n&#39;est pas mis au point pour étudier la phase prolongée de maladie grave. Par conséquent, nous avons adapté la technique en plaçant un cathéter veineux central dans la veine jugulaire qui nous permet d&#39;administrer des soins de soutien pertinents sur le plan clinique, pour imiter mieux la situation clinique humaine de maladie grave. Ce modèle de la souris nécessite une vaste intervention chirurgicale et de soins intensifs quotidienne des animaux, mais il en résulte un modèle pertinent de la phase aiguë et prolongée d&#39;une maladie grave.

Souris C57BL / 6 ont été faites dans un état critique, comme décrit ci-dessus. Nous avons effectué deux expériences pour évaluer la survie post-CLP jusqu&#39;à deux moments: la survie jusqu&#39;au jour 5 (n = 15) et la survie jusqu&#39;au jour 7 (n = 22) post-CLP. Les courbes de survie des deux expériences ne sont pas significativement différentes (par rapport jusqu&#39;au jour 5), ce qui indique la reproductibilité de l&#39;installation expérimentale. Les animaux non survivants ont été ...

Ce protocole décrit un modèle murin à cathétérisme central de maladie critique prolongée. Nous combinons la méthode de ligature cæcale et de ponction pour induire la septicémie avec l’utilisation d’une ligne veineuse centrale pour l’administration de liquides, de médicaments et de nutriments afin d’imiter le cadre clinique humain.

Utilisation d&#39;une ligne centrale pour les fluides veineuses, les drogues et l&#39;administration des nutriments dans un modèle de souris de maladies graves

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce ...

L'objectif général de cette méthode centralement catégorisée chez la souris consistant en la ligature et la perforation du caecum, ou LPD, est de créer un modèle reproductible de maladie grave prolongée associée à des mesures de soins intensifs afin de reproduire le contexte clinique humain. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la médecine intensive, notamment concernant la pathogenèse des troubles endocriniens et métaboliques durant les états critiques aigus et prolongés.Le principal avantage de cette technique est qu'elle combine la méthode CLP bien standardisée avec l'utilisation d'une ligne veineuse centrale pour l'administration de fluides, de médicaments et de nutriments. La démonstration de la procédure sera réalisée par Thomas Dufour, technicien de notre laboratoire. Pour préparer l'extrémité de la ligne veineuse, immergez rapidement la section médiane d'un morceau de tube micro-renathane de 60 centimètres dans de l'huile de sésame à 220 degrés celsius ou plus chaude.Tirez doucement sur les extrémités du tube pour étirer sa partie centrale, afin d'obtenir un diamètre central étroit, puis utilisez une lame de scalpel pour couper le tube en deux morceaux égaux de 30 centimètres. Ensuite, reliez le tube à un connecteur en polyéthylène PE 50, à un rotule et à une aiguille courte à embout Luer, afin de monter le cathéter comme indiqué, et appliquez un adhésif rapide et résistant sur toutes les jonctions. Une fois la colle polymérisée, rincez le cathéter à l'air pour vérifier les fuites. Ensuite, coupez un morceau de fil métallique de 80 centimètres sur un fil d'un diamètre de 0,8 millimètre, puis repliez le fil sur lui-même pour former une boucle.Placez trois perles sur le fil double de la boucle, puis guidez l'extrémité du cathéter stérilisé à travers les trois perles afin d'attacher le cathéter au fil. Anesthésiez une souris mâle c57 black six de 27 à 32 grammes et de 24 semaines d'âge, puis confirmez la sédation par l'absence de réponse à une pincée des orteils. Utilisez une pince pour tirer doucement la langue hors de la bouche, afin d'éviter qu'elle ne soit avalée.Ensuite, rasez la zone chirurgicale, puis placez la souris en position prona sur un tapis chauffant préalablement réchauffé. Désinfectez la peau exposée avec de l'éthanol à 70 % et appliquez une petite quantité de lubrifiant ophtalmique. Infiltez les sites chirurgicaux avec un analgésique et pratiquez une petite incision à la base de la face dorsale de la tête.Exposer les muscles cervicaux postérieurs et passer un fil de nylon 3,0 sous les muscles afin d'attacher la boucle du fil de fixation aux muscles. Ensuite, avec la souris en position latérale droite, pratiquer une petite incision verticale dans la peau du cou ventral. Faire passer une aiguille de calibre 18 sous-cutanément par cette incision ventrale en direction de l'incision dorsale, puis introduire le cathéter dans l'aiguille pour le faire ressortir au niveau du côté ventral.Avec la souris sur le dos, passer un fil de nylon 3-0 derrière les dents incisives supérieures et fixer le nylon sur le tapis chauffant. Ensuite, immobiliser la queue et les membres antérieurs en position étirée. Maintenant, régler le microscope stéréo et utiliser une pince pour écarter délicatement le tissu adipeux et les glandes au niveau de l'incision ventrale jusqu'à ce que la veine jugulaire soit visible.Placer la pointe de la pince entre la veine et le tissu conjonctif, puis ouvrir répétitivement la pince parallèlement à la veine afin de disséquer celle-ci par effilement, la libérant ainsi du tissu conjonctif et sous-cutané environnant. Une fois la veine isolée, glisser la pince effilée sous la veine jugulaire et passer deux morceaux de fil de soie 3-0 sous la veine. Placer un des morceaux près de la bifurcation de la veine jugulaire pour la ligature crâniale, et l'autre morceau à proximité du muscle sterno-cléido-mastoïdien pour la ligature caudale.Serrer les ligatures crâniale et caudale afin d'étirer la veine et d'éviter un saignement excessif lors de la mise en place du cathéter. Utiliser un troisième fil pour créer une ligature lâche, puis, à l'aide de ciseaux microchirurgicaux, pratiquer une incision le long de la veine entre les ligatures crâniale et caudale, suffisamment grande pour permettre le passage du cathéter. À l'aide de pinces, insérer le cathéter à une profondeur de 11 millimètres dans la veine et le fixer légèrement avec la ligature médiane.Nettoyer doucement le cathéter avec du sérum physiologique stérile afin de confirmer son bon positionnement. Ensuite, serrer fermement la ligature caudale et celle du milieu. Faire un nœud entre les extrémités de la ligature caudale et de celle du milieu pour fixer le cathéter.Confirmer que la veine n'est pas obstruée par les nœuds en rinçant le cathéter après chaque ligature. Enfin, réaliser également la ligature crâniale. Puis, fermer l'incision à l'aide de points de suture en soie de calibre cinq zéro.Pour la ligature et la ponction du caecum, réalisez une incision médiane d'un centimètre à travers la peau de la moitié inférieure de l'abdomen, en prenant soin de ne pas pénétrer la cavité péritonéale. Après avoir identifié la ligne blanche des muscles abdominaux, pratiquez une incision intermusculaire afin de pénétrer dans la cavité péritonéale.À l’aide de pinces anatomiques effilées, isoler et extérioriser le caecum. Liger le caecum à 50 % de sa longueur avec trois fils de soie 0, en prenant soin de ne pas comprimer la valve iléocæcale, afin de préserver la continuité intestinale. Ensuite, percer le caecum à l’aide d’une aiguille de calibre 18 par une seule perforation transmurale au milieu entre la ligature et l’extrémité du caecum, en faisant sortir une petite quantité de matières fécales par l’orifice, afin d’assurer la perméabilité après retrait de l’aiguille.Repositionner l'intestin dans la cavité abdominale et fermer le péritoine et la peau avec des sutures en soie de calibre zéro. Avec la souris en position supine, fixer le cathéter au fil d'attache à l'aide de ruban adhésif. Ensuite, placer la souris dans une cage individuelle avec du matériel de nidification et un bloc de bois.À l’aide d’un support muni d’une pince réglable, placer le dispositif rotatif dans la pince et fixer solidement la partie libre du fil métallique de fixation au point de rotation du rotatif. Ensuite, placer la cage dans un cabinet animalier dont la température est régulée à 27 degrés Celsius, avec un cycle lumineux de 12 heures de clarté et 12 heures d’obscurité. Brancher la seringue contenant le mélange approprié de colloïdes équilibrés et de cristalloïdes à la ligne veineuse et utiliser une pompe d’infusion précise actionnée par seringue pour débuter la réanimation liquide à 0,3 millimètre par heure.Après six heures, injecter un analgésique et des antibiotiques. L'analyse des courbes de survie d'une expérience de ligature et de ponction du cæcum de cinq jours et d'une autre de sept jours révèle que les taux de survie n'étaient pas significativement différents entre les deux études jusqu'au cinquième jour, soulignant la reproductibilité du protocole expérimental. La ligature de 50 % du cæcum combinée à des antibiotiques, à une réhydratation par fluides et à une nutrition parentérale totale administrée par un cathéter veineux dans la veine jugulaire entraîne un taux de mortalité de 13 % après un jour d'état critique.24 % de mortalité après trois jours de maladie critique, et de 27 à 31 % de mortalité après cinq jours de maladie critique et 36 % de mortalité après sept jours de maladie critique. Les souris para-alimentées en bonne santé, soumises à une restriction calorique équivalente à l'apport nutritionnel des souris gravement malades, n'ont toutefois présenté aucune mortalité dans l'un ou l'autre des expériences. Après 10 à 15 animaux nécessaires pour maîtriser la technique, le cathéter peut être mis en place et la perforation-ligation du caecum (CLP) peut être réalisée en 45 minutes, si les procédures sont correctement exécutées.Lors de la réalisation de cette procédure, veillez à insérer le cathéter dans la veine avec précaution. Si le cathéter est introduit trop profondément dans le cœur, cela peut provoquer des arythmies cardiaques. S'il n'est pas inséré suffisamment loin, il peut être facilement retiré.Confirmez toujours que le cathéter est placé à l'intérieur de la lumière du vaisseau. Si le cathéter est placé entre les couches de la paroi du vaisseau, les fluides s'échapperont dans les tissus environnants. Ce modèle peut nécessiter une intervention chirurgicale importante et des soins intensifs quotidiens de l'animal.Mais cela donne lieu à un modèle stable et reproductible qui permet l'étude de nombreux aspects des maladies critiques aiguës et prolongées.

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Ce film montre comment acquérir hémodynamique systémique et hépatiques chez les souris. Le tout suivi comprend l'acquisition des paramètres vitaux, la pression artérielle systémique, la pression veineuse centrale, débit de l'artère hépatique commune, et la pression de la veine porte ainsi que le débit de portail chez la souris.

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Modèle murine de la sténose veineuse centrale utilisant la fistule d'Aortocaval avec une stenose sortante

Ce protocole fournit une procédure étape par étape pour l’exécution de l’administration de plusieurs doses de bolus intraveineux et la surveillance hémodynamique invasive chez la souris. Les chercheurs peuvent utiliser ce protocole pour le dépistage futur de composés thérapeutiques pour l’hypertension artérielle pulmonaire.

Dosage multiple de bolus intraveineux et évaluation hémodynamique invasive dans un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire induite par l’hypoxie chez la souris

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Traitement médicamenteux par cathéter veineux central dans un modèle murin d’anévrisme de l’aorte abdominale induit par l’angiotensine II et surveillance par échographie 3D

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Utilisation dune ligne centrale pour les fluides veineuses, les drogues et ladministration des nutriments dans un modèle de souris de maladies graves (Vidéo) | JoVE Journal

Utilisation d'une ligne centrale pour les fluides veineuses, les drogues et l'administration des nutriments dans un modèle de souris de maladies graves

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