Name: Stimulation du nerf caverneux et enregistrement de la pression intracaverneuse chez un Rat (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-04-23T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 43 s
Description: Découvrez une technique chirurgicale simplifiée pour la stimulation du nerf caverneux et l'enregistrement de la pression intracaverneuse chez le rat. Cette méthode rapide et fiable permet d'étudier la dysfonction érectile et de tester de nouvelles thérapies.

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Les auteurs n’ont aucun remerciements.

Animaux était logés dans l’établissement de soins de l’Université du Danemark du Sud animaux selon les lignes directrices. Toutes les expériences animales ont été effectuées conformément au guide National Institutes of Health pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Il s’agit d’une procédure de chirurgie aiguë, sans survie.
1. préparation du tube, électrode et Instruments pour l’intervention chirurgicale
<ol><li>Utiliser les instruments microchirurgicaux suivants : ciseaux chirurgicaux, ciseaux micro coudée, un forceps de tissu, une paire de Dumont #7 et #5 courbes forceps micro, un micro porte-aiguille et rétracteurs. Remarque : Comme il s’agit d’une procédure aiguë, les instruments ne pas se faire stériliser. Après utilisation, nettoyez et essuyez les extrémités avec l’éthanol à 70 %.</li>
	<li>Tremper le tube dans l’éthanol à 70 % et puis rincez-la avec stérile 0,9 % NaCl avec 100 héparine U/mL avant utilisation. Laisser les tubes remplis pour éviter d’introduire des bulles d’air dans le système.</li>
	<li>Couper un morceau de longueur de 20 à 30 cm de tube-50 en polyéthylène (PE) pour faire une sonde pour la mesure de l’ICP. Assurez-vous que le tuyau est aussi court que possible pour réduire la pression de mouillage.</li>
	<li>Plier un stérile 24G aiguille à côté jusqu'à ce que l’aiguille se casse au milieu. Connecter la pièce avec le biseau sur l’extrémité distale du tube PE pour insertion dans les crus du pénis. Insérer l’autre moitié sur le hub pour la connexion vers le transducteur de pression. Remplir le système avec du sérum physiologique hépariné (100 U/mL).</li>
	<li>Pour rendre l’électrode enrobée de téflon bipolaire, coupé deux 125 µm argent fils d’égale longueur. Utilisez un morceau de ruban pour attacher les fils au bord de la table et vissez-les ensemble. Par la suite, fixer l’électrode à une plaque noire.</li>
	<li>Faire une petite incision dans le téflon et utiliser forceps micro #5 pour dépouiller une longueur de 4 à 5 mm d’enduit de Teflon les diminutions des électrodes. Couper les pointes avec un scalpel pour atteindre la même longueur et créer des crochets en pliant les extrémités autour du bord émoussé d’une lame de bistouri.</li>
	<li>Ruban adhésif de l’électrode avec la fin qui s’étend légèrement sur le bord de la plaque noire avec les crochets vers le haut. Mélanger la colle de silicone sur une plaque de plastique pour 10 s et enrouler une colle bulle autour de l’électrode 1-2 mm du crochet.</li>
	<li>Laisser sécher pendant environ 5 min avant utilisation (Figure 1). Dénuder le téflon d’une section plus longue sur l’autre extrémité, pour permettre le raccordement au stimulateur. Remarque : Avec re-faire les crochets sur l’extrémité distale, l’électrode peut être réutilisé plusieurs fois.</li>
</ol>2. préparation de l’Animal
<ol><li>Après anesthésier l’animal, se raser la moitié inférieure de l’abdomen, le cou et le périnée. Frotter l’animal avec de l’alcool 70 %, suivie de povidone-iode trois fois. Placez le rat sur un bloc chirurgical chauffé dans une position en décubitus dorsal. Appliquer la pommade ophtalmique de vétérinaire et basculer l’anesthésie à un cône de nez avec 2,5 % isoflurane et 0,8 L/min d’oxygène comme transporteur. Remarque : Réglez le niveau d’isoflurane et l’oxygène d’atteindre un niveau acceptable de l’anesthésie.</li>
</ol>3. une préparation
<ol><li>Effectuer l’ensemble de la procédure chirurgicale sous un microscope opératoire : un grossissement allant de 3,15 X à 20 X est suffisant. Utilisez des gants et de maintenir un environnement propre dans l’ensemble de la chirurgie. Placez le rat sur un drap.</li>
</ol>4. Ischiocavernosus musculaire Dissection pour la mesure des ICP
<ol><li>Utiliser un bistouri, ciseaux droites et Dumont #7 curved forceps micro pour faire un 1 cm verticale peau incision latérale de 5 mm à la ligne médiane au niveau de la base du pénis et de son prolongement vers le bas (Figure 2 a). Utilisez un coton-tige et séparer soigneusement les latéraux de carénage au scrotum (Figure 2 b). Après dissection du fascia, fixez des rétracteurs et palper avec un coton-à pointe-du swap pour trouver la tubérosité ischiatiques (Figure 2).</li>
	<li>Disséquer par le biais du côté médial du tissu adipeux de ce point jusqu'à ce que le muscle ischiocavernosus est visualisé (Figure 3 a). Une paire de forceps micro incurvée Dumont #7 et séparez longitudinalement le muscle. L’albuginée apparaîtra comme une structure blanche brillante (Figure 3 b). À l’aide de forceps micro et micro ciseaux, exposer l’albuginée adéquatement pour voir son cours (Figure 3).</li>
	<li>Après calibration des paramètres systèmes, insérer le tube à travers la peau sur le périnée, en vous assurant qu’elle est parallèle aux crus du pénis (Figure 4). Laissez la ligne en place et garder l’incision humide avec du sérum physiologique.</li>
</ol>5. le CN Dissection pour la Stimulation
<ol><li>Faire un cm 2 est inférieure, l’incision abdominale médiane à travers la peau à l’aide, tout d’abord, un scalpel, puis une paire de ciseaux droites et pince micro. Créer une incision correspondante par l’intermédiaire de l’aponévrose le long de la linea alba et le tissu musculaire sous-jacent pour exposer la vessie et la prostate.</li>
	<li>Rétracteurs permet d’obtenir la bonne exposition. Utiliser des écouvillons coton-astuce pour séparer la prostate dans les adipocytes pour obtenir une visualisation claire du ganglion pelvien majeur (MPG) et le CN, en cours d’exécution sur l’aspect dorso-latérale de la prostate (Figure 5).</li>
	<li>Après visualisation de la MPG et le CN, soigneusement inciser l’aponévrose recouvrant le nerf 2-5 mm distal de la MPG avec des ciseaux micro coudée (Figure 6 a). Avec l’utilisation de forceps micro #5, répandre le tissu de chaque côté du nerf et dessous de libérer une partie longue de 4 mm (Figure 6 b) et faites glisser une suture de 9-0 sous le nerf (Figure 6C).</li>
	<li>Élever le nerf légèrement à l’aide de la suture (Figure 7 a) afin de faciliter le placement des crochets de l’électrode bipolaire autour du nerf (Figure 7 b). Laisser un mélange adjoint la colle deux composants silicium avec la pointe d’une insuline d’aiguille pour 5 sec s. le nerf et appliquer la colle sur la zone autour des crochets et le nerf (Figure 7 c, d). Garder le nerf élevée en tirant légèrement sur l’électrode pendant environ 1 minute laisser la colle sécher.</li>
	<li>Supprimer les rétracteurs, sauf pour les rétracteurs à droite afin d’éviter toute traction ou torsion de l’électrode. Mouiller les organes exposés avec saline et laïc gaze trempée dans une solution saline sur l’incision.</li>
</ol>6. caverneux corps canulation pour la mesure des ICP
<ol><li>Restauration de visualisation de l’albuginée avec rétracteurs. Veillez à ne pas attacher les rétracteurs du muscle ischiocavernosus comme elle faussera les crus.</li>
	<li>Fixer l’aiguille et rincer la tubulure avec du sérum physiologique hépariné avant de l’introduire dans l’albuginée. Maintenez l’albuginée s’étendue, à l’aide de forceps micro incurvée Dumont #7 dans une main (non dominant), l’albuginée et le reste du muscle sus-jacente distale au point d’insertion. Tenez l’aiguille avec une pince micro directement dans l’autre main dominante et veillez à introduire en parallèle avec le cours du corps caverneux (Figure 8).</li>
	<li>Pousser l’aiguille 5-8 mm dans le corps caverneux. Rincer la tubulure et appuyez sur les crus pour tester la ligne (Figure 9). S’assurer qu’il n’y a aucune fuite. Fixer le tuyau à la table avec du ruban adhésif pour éviter l’arrachement accidentel sur la ligne. Supprimer les rétracteurs.</li>
</ol>7. stimulation de la nomenclature combinée
<ol><li>Avec le programme d’enregistrement (par exemple, Spike 2) en cours d’exécution, enregistrer en continu les deux la pression artérielle moyenne et intracaverneuse.</li>
	<li>Réglez les paramètres suivants sur un stimulateur (p. ex., Instruments d’herbe SD9, voir Table des matières) pour la stimulation de la CN : actuel à 1,5 mA, fréquence 16 Hz, tension 3 V et largeur d’impulsion à 5 Mme distribuer 50 s de stimulation avec un minimum de 1 min de repos entre les stimulations. Remarque : Les premières stimulations résultent habituellement en réponse diminuée (Figure 10).</li>
</ol>

<ol><li>Eckhard, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aEckhard%2C+C+%22Untersuchungen+%C3%BCber+die+Erektion+des+Hundes+In%3A+Beitr%C3%A4ge+zur+Anatomie+und+Physiologie%22">Untersuchungen über die Erektion des Hundes In: Beiträge zur Anatomie und Physiologie</a>. , Vol. Band III Giessen: Ferber 123-166 (1863).</li>
<li>Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+as+a+model+for+the+study+of+penile+erection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The rat as a model for the study of penile erection.</a> J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).</li>
<li>Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+characterization+of+a+bio-assay+of+erectile+function+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model.</a> J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).</li>
<li>Martinez-Pineiro, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+model+for+the+study+of+penile+erection%3A+pharmacologic+and+electrical-stimulation+parameters%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Urol%22%5BJournal%5D)">Rat model for the study of penile erection: pharmacologic and electrical-stimulation parameters.</a> Eur Urol. 25 (1), 62-70 (1994).</li>
<li>Hayashi, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+FK1706+on+erectile+function+following+bilateral+cavernous+nerve+crush+injury+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The effect of FK1706 on erectile function following bilateral cavernous nerve crush injury in a rat model.</a> J Urol. 176 (2), 824-829 (2006).</li>
<li>Burnett, A. L., Becker, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunophilin+ligands+promote+penile+neurogenesis+and+erection+recovery+after+cavernous+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Immunophilin ligands promote penile neurogenesis and erection recovery after cavernous nerve injury.</a> J Urol. 171 (1), 495-500 (2004).</li>
<li>Yamashita, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+injury-related+erectile+dysfunction+following+nerve-sparing+radical+prostatectomy%3A+a+novel+experimental+dissection+model%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Urol%22%5BJournal%5D)">Nerve injury-related erectile dysfunction following nerve-sparing radical prostatectomy: a novel experimental dissection model.</a> Int J Urol. 16 (11), 905-911 (2009).</li>
<li>Burnett, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GGF2+is+neuroprotective+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury-induced+erectile+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">GGF2 is neuroprotective in a rat model of cavernous nerve injury-induced erectile dysfunction.</a> J Sex Med. 12 (4), 897-905 (2015).</li>
<li>Lin, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoparticle+Improved+Stem+Cell+Therapy+for+Erectile+Dysfunction+in+a+Rat+Model+of+Cavernous+Nerve+Injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Nanoparticle Improved Stem Cell Therapy for Erectile Dysfunction in a Rat Model of Cavernous Nerve Injury.</a> J Urol. 195 (3), 788-795 (2016).</li>
<li>Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K., Choudhary, R., Bodakhe, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+erectile+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Animal models of erectile dysfunction.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).</li>
<li>Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+as+an+animal+model+for+male+erectile+function+evaluation+in+sexual+medicine+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research.</a> J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).</li>
<li>Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Common+pitfalls+in+some+of+the+experimental+studies+in+erectile+function+and+dysfunction%3A+a+consensus+article%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article.</a> J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).</li>
<li>Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigative+models+in+erectile+dysfunction%3A+a+state-of-the-art+review+of+current+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models.</a> J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).</li>
<li>Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+sequelae+of+cavernous+nerve+injury+in+the+rat%3A+is+there+model+dependency%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency.</a> J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).</li>
<li>Albersen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Injections+of+adipose+tissue-derived+stem+cells+and+stem+cell+lysate+improve+recovery+of+erectile+function+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury.</a> J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

L’objectif principal de cette étude était de décrire une technique chirurgicale simplifiée de canulation de crus du pénis pour l’enregistrement de l’ICP et l’isolement du CN pour l’électrostimulation. Nous avons introduit des modifications à la dissection du corps caverneux pour simplifier la chirurgie et permet des enregistrements reproductibles de l’augmentation du pic avec stimulation de CN. Une incision verticale peau de 1 cm, latérales à la base du pénis, à l’aide de la tubérosité ischiatiques palpable comme guide, ...

In vivo l’étude de la fonction érectile chez les animaux de laboratoire a commencé en 1863 avec le pionnier expérimental Eckhard1. Électrostimulation des nerfs pelviens a été utilisée pour induire l’ICP accrue chez les chiens. Tout au long du 20ème siècle, des protocoles expérimentaux similaires ont été utilisées dans plus grands animaux tels que chiens, des singes, des chats et des lapins. Évaluation de la fonction érectile chez un rat a été développée par Quinlan et coll. 19892. La méthode a depuis été modifiée et mis à jour par plusieurs autres groupes34. Aujourd'hui, le rat est le plus couramment modèle animal pour étudier la pathologie de la dysfonction érectile et l’évaluation de nouvelles options de traitement. Les principales étapes de la procédure comprennent, enregistrement de la pression artérielle systémique utilisant une ligne dans l’artère carotide, canulation des crus du pénis à mesure ICP et la stimulation de la NC pour induire une augmentation de l’ICP. Bien que plusieurs chercheurs ont affiné le modèle, sa reproductibilité demeure un problème, et des résultats variables ont été rapportés par différents laboratoires. Plusieurs écueils subsistent.
Précédents articles5,6,7,8,9,10 décrivent l’utilisation de l’exposition complète du pénis avec degloving du pénis pour canulation des corps caverneux. Ce n’est pas une approche optimale comme la manipulation et perturbateur dissection provoque des lésions aux structures, qui sont essentiels à la fonction érectile. La dissection de la nomenclature combinée a été bien décrite10,11, mais la stimulation du nerf n’est pas optimale en raison de multiples facteurs qui pourraient affecter les résultats expérimentaux. La technique de stimulation CN comprend le nerf du tissu environnant de levage en tirant sur l’électrode bipolaire crochet, qui se positionne autour du nerf, le nerf avant chaque stimulation de séchage. Cela peut conduire à divers degrés de lésions nerveuses et des fuites de courant électrique, aboutissant à une réponse diminuée ou fausse augmentation du pic par la stimulation des voies secondaires par exemple, les muscles du plancher pelvien, la vessie et gastro-intestinaux tract12. Tous ces facteurs limitent la reproductibilité.
Au cours de notre étude, nous avons observé que la profondeur et le type d’anesthésie ont un effet profond sur le pic. Les anesthésiques utilisés sont le pentobarbital de sodium, kétamine/xylazine ou le midazolam/kétamine injection ou inhalation isoflurane/oxygène.
Nous décrivons ici une méthode chirurgicale simplifiée et fournir des données à l’appui de la normalisation du protocole expérimental.

<table><tbody><tr><td>Pince Adson</td><td>Fine Science</td><td>Tool 11006-12</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 Forceps</td><td>Fine Science Tool</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Forceps</td><td>Fine Science</td><td>Tool 11273-20</td><td></td></tr><tr><td>ToughCut Mayo Scissor</td><td>Fine Science</td><td>Tool 14110-15</td><td></td></tr><tr><td>Miniature Vannas Spring ciseaux</td><td>Fine Science Tool</td><td>15006-09</td><td></td></tr><tr><td>Outil de science fine</td> <td>Hemostat ultra fine</td><td>13020-12</td><td></td></tr><tr>Outil de <td>science fine</td><td>Crile Hemostat</td><td>13004-14</td><td></td></tr><tr><td>Kwik-Sil Adhesive</td><td>World Precision Instruments</td><td>KWIK-SIL</td><td></td></tr><tr><td>Fil d’argent revêtu de téflon 0,125 mm</td><td>World Precision Instruments</td><td>AGT0510</td><td></td></tr><tr><td>Enrouleurs de fil élastique</td><td>Sur</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>mesureLame de scalpel</td><td>Fine Science Tool</td><td>10023-00</td><td></td></tr><tr><td>Tube PE-50</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0753</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille 23 G</td><td>Kruuse</td><td>121272</td><td></td></tr><tr><td>SD-9 Stimulateur d’impulsion carré</td><td>Somatco</td><td>1077/183</td><td></td></tr><tr><td>Transducteur et câble de pression artérielle</td><td>World Precision Instruments</td><td>BLPR2</td><td></td></tr><tr><td>Raucotupf Applicateurs à embout en coton</td><td>Lohmann-Raucher</td><td>11966</td><td></td></tr><tr><td>Pro-ophta Bâtonnets oculaires</td><td>Lohmann-Raucher</td><td>16515</td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0,9 % 100 mL</td><td>Pharmacie</td><td></td><td></td>locale</tr><tr><td>Héparine</td><td>Pharmacie</td><td></td><td></td>locale</tr><tr><td>25 mL Seringue</td><td>Hôpital</td><td></td><td></td>universitaire d’Odense</tr><tr><td>Pommade pour les yeux vétérinaire - Viscotears</td><td>Pharmacie locale</td><td></td><td></td></tr><tr><td>fils d’argent&nbsp ;</td><td>Science Products GmbH, Heidelberg, Allemagne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Colle de silicium&nbsp ;</td><td>Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, Floride, États-Unis</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

stimulation du nerf caverneux et enregistrement de la pression intracaverneuse chez un rat

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

La stimulation du nerf caverneux (CN) et mesure de la pression intracaverneuse (ICP) ont été largement utilisés pour tester et évaluer les thérapies pour traiter la dysfonction érectile. Cependant, les méthodes utilisées varient entre laboratoires et écueils subsistent. L’objectif de cette étude était de décrire une technique chirurgicale qui fournirait un modèle fiable et reproductible. En exposant le muscle ischiocavernosus à son point d’insertion sur la tubérosité ischiatiques, les crus du pénis pourraient être canulés avec dissection minimale et de blesser les structures impliquées dans la fonction érectile. Une stimulation répétée de la NC, sans la nécessité pour le levage et le séchage, a été réalisée en utilisant un 125 µm bipolaire électrode d’argent et la colle silicone biocompatible pour isoler le complexe de l’électrode-nerf. Cette méthode empêche neurapraxie en réduisant les étirements et le séchage du nerf et fournit une isolation complète du nerf, niant une fuite électrique et empêcher la stimulation des voies alternatives.

L’utilisation de ce protocole avec les paramètres de stimulation recommandée, sous anesthésie par inhalation avec l’isoflurane 2,0 % oxygène 0,8 L/min, doivent produire des résultats comme le montre la Figure 11 et Figure12, où il y a plusieurs dos à dos les stimulations entre 75 et 80 mm Hg. Figure 13 montre la même réponse stable sur une stimulation de 20 min avec la réponse stable à 73 à 77 mm...

Cette étude décrit une procédure chirurgicale simplifiée et la technique permettant d’effectuer la stimulation du nerf caverneux avec l’isolement de l’électrode nerveuses complexes à l’aide de colle silicone et mesure de la pression intracaverneuse.

Stimulation du nerf caverneux et enregistrement de la pression intracaverneuse chez un Rat

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

Les objectifs généraux de cette méthode sont de décrire une technique chirurgicale simplifiée de canulation de crus péniens pour l’enregistrement de la pression intracaverneuse et la dissection et l’isolement du nerf caverneux pour l’électrostimulation. Ce protocole expérimental peut être utilisé pour étudier la physiopathologie de la dysfonction érectile et tester de nouvelles thérapies. Le principal avantage de cette technique est qu’elle est reproductible, rapide et fiable.Il a abordé et éliminé les principaux pièges décrits dans ce tutoriel. Bien que cette méthode puisse donner un aperçu de la dysfonction érectile, l’isolation du complexe d’électrodes nerveuses avec de la colle de silicone biocompatible est applicable à l’électrostimulation de tout nerf périphérique, permettant des tests physiologiques d’autres organes. Pour commencer cette procédure, après avoir anesthésié l’animal, rasez la moitié inférieure de son abdomen et de son périnée.Frottez l’animal avec de l’alcool à 70 % et de la povidone iodée trois fois en alternance. Après cela, placez le rat sur un coussin chirurgical chauffé en position couchée. Appliquez une pommade sur les yeux et maintenez le rat anesthésié via un cône nasal avec 2,5 % d’isoflurane.Ensuite, effectuez l’ensemble de l’intervention chirurgicale sous un microscope opératoire sur un champ opératoire. Par la suite, faites une incision cutanée d’un centimètre sur cinq millilitres latéralement à la ligne médiane en commençant au niveau de la base du pénis et en s’étendant vers le bas. Utilisez un coton-tige pour séparer soigneusement le fascia latéral au scrotum.Après avoir disséqué le fascia, utilisez une paire d’écarteurs pour tirer les bords de la peau et le testicule vers l’arrière et localiser la tubérosité ischiatique à l’aide d’une palpation à l’aide d’un coton-tige. Disséquez le tissu adipeux médialement jusqu’à ce que le muscle ischiocaverneux soit visible. Utilisez une paire de pinces pour séparer le muscle longitudinalement et exposer la tunique albuginée.La tunique albuginée apparaîtra sous la forme d’une structure blanche brillante. Après avoir calibré les paramètres du système, insérez le tube à travers la peau du périnée, en vous assurant qu’il est parallèle aux crus du pénis. Ensuite, laissez la ligne en place et gardez l’incision humide avec une solution saline.Dans cette procédure, faites une incision abdominale médiane inférieure de deux centimètres à travers la peau. Créez une incision correspondante à travers le fascia le long de la ligne blanche pour exposer la vessie et la prostate. Utilisez les écarteurs pour obtenir une bonne exposition.Ensuite, utilisez des cotons-tiges pour séparer la prostate du tissu adipeux. Ajustez les écarteurs et terminez la dissection jusqu’à ce que l’on obtienne une visualisation claire du MPG et du CN circulant sur la face latérale dorsale de la prostate. Après avoir localisé le MPG et le CN, incisez soigneusement le fascia recouvrant le nerf de deux à cinq millimètres distal du MPG.Ensuite, étalez le tissu de chaque côté du nerf et en dessous pour libérer une portion de quatre millimètres de long, puis glissez une suture sous le nerf. Élevez légèrement le nerf à l’aide de la suture pour faciliter le placement des crochets de l’électrode bipolaire autour du nerf. Laissez un assistant mélanger la colle silicone à deux composants avec la pointe d’une aiguille à insuline pendant cinq secondes.Séchez le nerf et appliquez la colle sur la zone autour des crochets et du nerf. Gardez le nerf élevé en tirant légèrement sur l’électrode pendant environ une minute pour permettre à la colle de sécher. Ensuite, retirez les enrouleurs, à l’exception des enrouleurs du côté droit pour éviter toute traction ou torsion de l’électrode.Par la suite, mouillez les organes exposés avec une solution saline et appliquez de la gaze imbibée de solution saline sur l’incision. Dans cette procédure, rétablissez la visualisation de la tunique albuginée à l’aide d’écarteurs. Assurez-vous de ne pas attacher les écarteurs au muscle ischiocaverneux, car cela déformerait les crus.Ensuite, fixez l’aiguille à la tubulure PE50 et rincez la tubulure avec une solution saline héparinée avant de l’introduire dans la tunique albuginée. Gardez la tunique albuginée étirée et tenez le muscle sus-jacent distal jusqu’au point d’insertion avec votre main dominante. Ensuite, tenez l’aiguille dans votre main non dominante et insérez-la dans le corps caverneux.Rincez la conduite pour confirmer le bon placement dans les corps caverneux sans fuite. L’insertion de l’aiguille dans le corps caverneux pour l’enregistrement de la pression constitue une étape critique. Lors du déploiement de l’aiguille dans les crus, il est important que les crus soient étirés et que l’aiguille soit déployée parallèlement à sa course.Rincez le tube et appuyez sur les crus pour tester la ligne. Assurez-vous qu’il n’y a pas de fuites. Après cela, fixez le tube à la table avec du ruban adhésif pour éviter de tirer accidentellement sur la ligne.Ensuite, retirez les écarteurs. Réglez les paramètres d’un stimulateur et appliquez la stimulation pendant 50 secondes avec un minimum d’une minute de repos entre les stimulations. Cette figure montre une première réponse diminuée avec une stimulation de 50 millimètres de mercure, qui est suivie d’une deuxième et d’une troisième stimulation de 66 millimètres de mercure.Ensuite, les mesures ultérieures ont été enregistrées au niveau normal à 73 millimètres de mercure. Et voici la stabilité des résultats en utilisant ce protocole avec 10 stimulations consécutives entre 75 et 78 millimètres de mercure. Cette figure montre les doses d’anesthésie efficaces sur la pression intracaverneuse.Une réponse diminuée et plus fluctuante à l’augmentation de l’isoflurane par rapport à la réponse stable à 2 % dans les deux premières et les trois dernières stimulations a été observée. La trace bleue en haut montre la pression artérielle principale constante. Cette figure montre l’effet du type d’anesthésie sur la pression intracaverneuse.Les stimulations initiales effectuées sous anesthésie à l’isoflurane ont montré une augmentation de la pression de 80 millimètres de mercure. Une fois que le fentanyl midazolam a été administré, il y a eu une augmentation de la réponse à 110 millimètres de mercure. Cette figure montre l’effet de l’administration d’oxygène par le cône nasal.L’arrêt de l’administration d’oxygène par le cône nasal a entraîné une réduction significative de l’augmentation de la pression caverneuse avec la stimulation nerveuse caverneuse. Aucun effet sur la pression artérielle principale n’a été noté. Une fois maîtrisée et si elle est effectuée correctement, cette procédure peut être complétée en 30 minutes.Lors de l’exécution des stimulations, il est important de se rappeler que le type et le niveau d’anesthésie et d’oxygénation ont un impact majeur sur la pression intracaverneuse. À la suite de cette procédure, différents agents peuvent être testés pour répondre aux questions liées à la physiopathologie de la dysfonction érectile et à l’introduction de nouveaux traitements. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une compréhension approfondie de la façon d’effectuer la stimulation nerveuse de la canule, y compris l’isolement de l’électrocomplexe nerveux avec de la colle d’étanchéité et l’enregistrement de la pression intracaverneuse après une dissection mini-invasive et une canulation des parties caverneuses.

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Source : Sanchez, C. A., et al. Préparation d’électrodes de stimulation des nerfs périphériques pour une implantation chronique chez le rat. J. Vis. Exp. (2020).Cette vidéo démontre la stimulation du nerf vague chez un rat éveillé. Un rat avec une électrode de brassard nerveux périphérique chronique implantée et entraîné à une tâche de pression à levier est connecté à un générateur de stimulus via un capuchon de tête implanté. Le nerf vague est stimulé immédiatement après chaque pression...

Stimulation du nerf vague par des électrodes de brassard nerveux périphérique implantées de manière chronique chez le rat

Cette vidéo montre la procédure d’enregistrement du potentiel d’action musculaire composé (CMAP) chez le rat en appliquant des stimuli électriques au nerf cubital, en ajustant les électrodes pour un signal optimal et en augmentant la stimulation pour évaluer la fonctionnalité nerveuse. Cette méthode permet d’étudier in vivo les fonctions nerveuses périphériques dans les troubles neurologiques.

Mesure in vivo du potentiel d’action musculaire composé chez un rat

Cette vidéo montre l’isolement et la stimulation du nerf caverneux chez un rat anesthésié pour étudier les changements de pression artérielle dans le corps caverneux.

Réalisation d’une stimulation nerveuse caverneuse chez le rat pour mesurer la pression intracaverneuse

Techniques de l’excitabilité axonale fournissent un outil puissant pour étudier la physiopathologie et les changements biophysiques qui précèdent les événements dégénératives irréversibles. Ce manuscrit illustre l’utilisation de ces techniques sur le nerf cubital de rats anesthésiés.

In Vivo Mesures électrophysiologiques du nerf cubital Rat avec test d’excitabilité axonale

Enregistrement de la pression intracaverneuse (ICP) est une méthode importante pour évaluer la fonction érectile d’animaux de laboratoire. Ici, un protocole détaillé est démontré pour la procédure d’enregistrement du pic par catheterizing pénis crura et puis électrique stimule les nerfs caverneux chez les rats.

Enregistrement de la pression intracaverneuse afin d’évaluer la fonction érectile chez les rongeurs

Nous avons développé une technique qui enregistre simultanément les expression et potentiels de champs locaux en réponse à des stimuli nociceptifs laser de bouger librement des rats. Cette technique aide à établir une relation directe de signaux électrocorticale au niveau macroscopique et mésoscopique qui facilite l’étude de traitement dans le cerveau de l’information nociceptive.

Enregistrements simultanés des potentiels corticaux champ Local et Electrocorticograms en réponse à des Stimuli nociceptifs Laser de bouger librement des Rats

Les approches existantes pour la construction d’électrodes de manchette périphériques implantables chroniques pour une utilisation chez les petits rongeurs nécessitent souvent un équipement spécialisé et/ou un personnel hautement qualifié. Dans ce protocole, nous démontrons une approche simple et peu coûteuse pour fabriquer des électrodes de manchette chroniquement implantables, et démontrons leur efficacité pour la stimulation de nerf vague (VNS) chez les rats.

Préparation d’électrodes de stimulation nerveuse périphérique pour l’implantation chronique chez les rats

Ce protocole décrit l’enregistrement intracellulaire in vivo des motoneurons lombaires de rat avec la stimulation simultanée de courant direct trans-spinal. La méthode nous permet de mesurer les propriétés de la membrane et d’enregistrer le tir rythmique des motoneurons avant, pendant et après la polarisation anodale ou cathodale de la moelle épinière.

Enregistrement intracellulaire in vivo des motoneurones spinaux de rat identifiés par type pendant la stimulation trans-spinale à courant direct

Le présent protocole décrit la technique chirurgicale d’implantation d’un réseau d’électrodes sur le nerf vague abdominal chez le rat, ainsi que les méthodes de test et de stimulation électrophysiologiques chroniques à l’aide du dispositif implanté.

Chirurgie d’implantation pour la stimulation du nerf vague abdominal et études d’enregistrement chez le rat éveillé

Une nouvelle technique pour enregistrer les pressions à l'intérieur du crâne est décrite. Procédé minimalement invasive utilise un système de pression à fibre optique de détection pour mesurer la pression intracrânienne (PIC) chez le rat anesthésié sans provoquer un traumatisme cérébral significative. La technique peut être utilisée dans un large éventail de modèles expérimentaux.

Péridurale Mesure de la pression intracrânienne chez le rat en utilisant un transducteur de pression à fibre optique

Découvrez une technique chirurgicale simplifiée pour la stimulation du nerf caverneux et l'enregistrement de la pression intracaverneuse chez le rat. Cette méthode rapide et fiable permet d'étudier la dysfonction érectile et de tester de nouvelles thérapies.

Stimulation du nerf caverneux et enregistrement de la pression intracaverneuse chez un Rat

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