Name: Combinant les dosages quantitatifs-la prise alimentaire et activation par la force des neurones pour étudier l’appétit chez la drosophile (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-04-24T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 24 s
Description: Découvrez un dosage quantitatif de l'ingestion alimentaire chez Drosophila melanogaster adultes utilisant une nourriture colorée. Cette méthode permet d'évaluer les effets des manipulations génétiques sur la motivation alimentaire.

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Ce travail a été soutenu en partie par la National base Research Programme of China (2012CB825504), Fondation de sciences naturelles nationales de la Chine (91232720 et 9163210042), Chinese Academy of Sciences (CAS) (GJHZ201302 et QYZDY-SSW-SMC015), Bill et Melinda Gates Programme de Fondation (OPP1119434) et 100-Talents d’autorités de certification à Zhu Y..

1. préparation de la chambre d’alimentation
Remarque : La chambre d’alimentation pour marquage colorant alimentaire test se compose de deux parties : le conteneur extérieur (comme un couvercle) et l’intérieur conteneur (comme source de nourriture).
<ol><li>Modifier le conteneur à l’extérieur d’un flacon de verre pour la culture des Drosophila (d’un diamètre intérieur de 31,8 mm) et une hauteur de 80 mm (Figure 1 a, 1C). Couverture du fond du récipient avec une couche d’agarose à 1 % (5 mL) pour garder la configuration alimentation correctement humidifiée et servir un substrat mou pour les mouches de marcher sur (Figure 1 b). Le conteneur a ce qui offre un cadre contrôlé mais naturaliste emportant avec stress minimal ou de perturbation pour les mouches.<ol>
<li>Préparer le récipient extérieur. Suspendre les 0,5 g d’agarose dans 50 mL d’eau bidistillée, chaleur avec agitation fréquente et faites bouillir pour dissoudre complètement sur un agitateur magnétique avec une plaque de chaleur.</li>
		<li>Quand le 1 % d’agarose refroidit à environ 60 ° C, 5 mL d’agarose à 1 % de transfert d’un vide à l’extérieur du récipient (Figure 1 b) et laisser le conteneur restent ouverts jusqu'à ce que refroidi à la température ambiante pour donner une touche de gel d’agarose.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparer les aliments marqués au colorant. Composition de l’aliment dye-labeled varie en fonction des fins expérimentales différentes. Voici un exemple de préparation de la nourriture dye-labeled contenant uniquement de saccharose.<ol>
<li>Ajouter 0,5 g de gel d’agarose à 50 mL d’eau bidistillée, chaleur avec agitation fréquente et faire bouillir pour dissoudre complètement sur un agitateur magnétique avec une plaque de chaleur.</li>
		<li>Lorsque l’agarose à 1 % ci-dessus refroidi à environ 60 ° C, ajouter 1,71 g de saccharose à l’agarose à obtenir de saccharose de 100 mM.</li>
		<li>Ajouter 0,25 g de colorant bleu (érioglaucine disodique) à la solution de gel d’agarose pour obtenir 0,5 % (p/v) marqués au colorant alimentaire.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparer l’intérieur conteneur. Placez le vide à l’intérieur de conteneurs sur une surface plane et horizontale, puis ajoutez 750 µL de bleu marqués au colorant alimentaire au conteneur alimentaire individuelle, laissez-le se solidifient pendant au moins 5 min. Remarque : L’intérieur conteneur est un petit plat en plastique avec un diamètre interne de 13,6 mm et une hauteur de 7,5 mm (Figure 1 a, 1C). Il est rempli de marqués au colorant alimentaire et est alors positionnée au centre du coussinet d’agarose du conteneur à l’extérieur.</li>
	<li>Transférer un remplis à l’intérieur du récipient dans un récipient extérieur préparé et placez-la au centre du coussinet d’agarose. Laisser les chambres alimentation restent ouverts à température ambiante pendant 40 min jusqu'à ce que la paroi du récipient extérieur est sans condensation. Remarque : La cloison sèche est nécessaire pour empêcher les mouches d’être collée sur le mur en communiquant avec les gouttes d’eau.</li>
	<li>Préparer les chambres alimentation avec des aliments sans colorant (même composition mais sans teignent) pour la soustraction du fond.</li>
</ol>2. préparation des mouches
Remarque : Femelle adulte vole 5 à 10 jours après l’éclosion sont normalement utilisés pour les essais d’alimentation. Il est recommandé de préparer les mouches de génotypes différents, y compris les contrôles génétiques et de tester en parallèle. 20 mouches (d’une chambre d’alimentation) génèrent un point de données.
<ol><li>Tenir compte de la densité de la population pour l’élevage des mouches adultes. En règle générale, de contrôler la densité de la population en faisant varier le nombre de mouches parentales selon les souches et les dimensions des flacons de culture. Par exemple, transférer 15 hommes et 30 femmes du Canton-S dans un flacon d’hémoculture (d’un diamètre de 31,8 mm) et une hauteur de 80 mm et laisser les femelles pour pondre des œufs pendant une journée puis retirez que l’adulte vole.</li>
	<li>Préparer les mouches pour l’activation thermogenetic.<ol>
<li>Utiliser le système de Gal4/UAS38 pour exprimer dTRPA133 dans différents neurones par croisement que SAMU-dTrpA1 vole avec des lignées GAL4 pilote (Figure 2 b).</li>
		<li>Garder les mouches adultes sur norme alimentaire à 22 ° C, humidité relative de 60 % et un cycle lumière-obscurité de 12 h/12 h.</li>
		<li>Deux jours avant le repas de dosage, trier et collecter des mouches sur un socle de mouche de2 CO sous un microscope stéréo dans un flacon d’aliments frais et garder une densité de 20 mouches par flacon.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparer les mouches pour l’activation de l’optogenetic.<ol>
<li>Utiliser le système de Gal4/UAS38 pour exprimer CsChrimson36 dans différents neurones par passage SAMU-CsChrimson mouches, avec différentes lignes de pilote GAL4.</li>
		<li>Recueillir nouvellement éclos (à moins de 24h) mouches et transférez-les dans un flacon avec de la nourriture standard contenant 400 µM all-trans-rétinal.</li>
		<li>Pour empêcher l’activation prématurée, envelopper les flacons d’élevage avec du papier aluminium et mettez-les ensuite dans une boîte sombre pour protéger des mouches de photostimulation indésirable. Garder les mouches à 25 ° C, 60 % d’humidité dans l’obscurité pendant 4 à 6 jours.</li>
		<li>Deux jours avant le test de l’alimentation, femelle tri vole le CO2 mouche pavé sous un microscope stéréo. Recueillir 20 mouches flacon un aliment et gardez-les dans l’obscurité avant le test de l’alimentation.</li>
		<li>Effectuer toutes les opérations sous faible lumière aussi rapidement que possible afin d’éviter les effets causés par la lumière ambiante. Utiliser une lampe à LED placée loin de la zone de travail, l’intensité à la zone de travail est 5 µW/cm2. Remarque : Utilisation de faim Canton-S vole comme témoin positif pour l’analyse de l’alimentation. Priver ces mouches d’aliments et maintenir sur agarose à 1 % pendant 24 h avant le test de l’alimentation. Les niveaux de consommation alimentaire de ces mouches aident à évaluer les fluctuations quotidiennes.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. thermogenetic activation
<ol><li>Effectuer toutes les expériences d’alimentation à la fois de la journée, autour de Zeitgeber temps 4-631,32, afin de minimiser les variations dues aux rythmes circadiens.</li>
	<li>Préparer un incubateur (ou une petite pièce avec un chauffage à température contrôlée) comme environnement de chauffage.</li>
	<li>Avant les expériences comportementales, équilibrer les chambres alimentation préparés à la température expérimentale (30 ° C) pendant 2 h pour s’assurer que la température est uniforme relative à la chambre d’alimentation.</li>
	<li>Pour démarrer le processus d’alimentation, soigneusement transfert 20 mouches de leur flacon d’origine dans une chambre d’alimentation préchauffée en tapotant doucement. Poursuivre le processus de l’alimentation à 30 ° C pendant 60 min ( Figure 3 a) . Remarque : Agitations fréquentes, telles que l’ouverture et la fermeture de la porte de l’incubateur, affecter le comportement alimentaire, donc doivent être minimisées.</li>
	<li>Cesser de nourrir après 60 min en gelant les chambres alimentation à-80 ° C (ou -20 ° C) pendant 30 min. Remarque : Congélation permet d’arrêter les tétées dans toutes les chambres en même temps. Congélation à-80 ° C, les mouches sert à deux fins, pour euthanasier les mouches et pour stockage jusqu'à homogénéisation jusqu'à une semaine.</li>
	<li>Pour le groupe de contrôle de température, transférer 20 mouches dans une température ambiante alimentation chambre avec couleur colorant alimentaire pour démarrer le processus d’alimentation à 22 ° C pendant 60 min.</li>
	<li>Cesser l’alimentation du groupe de contrôle de température en gelant les chambres à-80 ° C (ou -20 ° C) pendant 30 min.</li>
</ol>4. activation de Optogenetic
<ol><li>Effectuer toutes les expériences d’alimentation à la fois de la journée, autour de Zeitgeber temps 4-631,32, afin de minimiser les variations dues aux rythmes circadiens.</li>
	<li>Transvaser avec soin 20 mouches d’un flacon dans une chambre d’alimentation en tapotant doucement et puis mettre la chambre sur le côté sur l’installation d’éclairage (Figure 4 a, 4 b).<ol>
<li>Pour une manipulation optogenetic, utilisez un tableau de LEDs orange (607 nm) comme source de stimulation lumineuse et fixer une plaque de plexiglas horizontale au-dessus des LED pour soutenir l’alimentation chambers au cours de l’illumination. Garder la configuration dans un incubateur à 25 ° C avec une humidité de 60 % (Figure 4 a, 4 b).</li>
		<li>Stimuler les mouches de contrôle génétique en parallèle avec le Taotie > CsChrimson vole, mais dans différentes chambres d’alimentation.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Poursuivre le processus d’alimentation pendant 60 min avec éclairage arrière par la lumière orange.<ol>
<li>Déterminer les intensités d’éclairage optimal pour optogenetics expérimentalement36. Pour la Taotie > CsChrimson mouches, une intensité de 2,2 mW/mm2 induit la paralysie (cessation de locomotion) et la perte du contrôle postural, par conséquent, utiliser une intensité intermédiaire de 0,1 mW/mm2 pour stimuler la Taotie > CsChrimson vole pendant le test de l’alimentation.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Cesser l’alimentation par congélation alimentation chambres à-80 ° C (ou -20 ° C) pendant 30 min.</li>
</ol>5. visual estimation de la consommation d’aliments
Remarque : L’approche de notation visual fournit une estimation semi-quantitative de consommations alimentaires. Bien que ce n’est pas aussi objectif que la méthode optique, cette méthode permet en passant par un grand nombre de souches mouches en temps opportun, ce qui convient pour la première ronde d’un dépistage génétique pour affiner rapidement la liste des candidats à d’autres essais.
<ol><li>Après le processus d’alimentation, une anesthésie et marquer les mouches sur un CO2 mouche pavé sous un microscope stéréo. Donne pointage individuel à chaque volée basée sur le volume et l’intensité de la couleur colorant alimentaire dans son abdomen (Figure 2 a). NOTE : Critères d’estimation visuelle : le système de pointage a 4 niveaux d’ingestion de nourriture correspondant aux différents volumes et les intensités des aliments colorés dans l’abdomen.<ol>
<li>Score de mouches sans détectable couleur colorant alimentaire un score de 0 ; ceux avec un colorant bleu (à peine détectable) faible ou avec couleur colorant alimentaire occupant moins d’un tiers du volume de l’abdomen donne un score de 1.</li>
		<li>Score vole avec intense couleur colorant alimentaire, occupant la moitié de l’abdomen d’un score de 2.</li>
		<li>Ceux avec intense teints contenu occupant plus de la moitié de l’abdomen marquer un score de 3 (Figure 2 a).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Calculer la proportion des mouches avec des scores différents dans chacune des conditions expérimentales (Figure 2 b).</li>
</ol>6. colorimétrique quantification de la consommation d’aliments
<ol><li>Après cessation de l’alimentation, versez toutes les 20 mouches d’une alimentation de chambre sur un morceau de papier de pesage, puis transférez-les dans un tube de 1,5 mL à l’aide d’une brosse douce. Remarque : Ne prenez pas toutes les chambres de stockage de-80 ° C dans le même temps pour éviter les mouches collent à la paroi de la chambre à cause de la condensation d’eau sur la zone froide.</li>
	<li>Ajouter 500 µL de PBST dans le tube et homogénéiser les mouches à l’aide d’un moulin à 60Hz pour 5 s.<ol>
<li>Confirmer l’homogénéisation suffisante par observation lorsqu’il n’y a aucun fragment détectable de parties du corps.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Faites tourner les tubes avec des homogénats pendant 30 min à 13 000 tr/min pour dégager les débris.</li>
	<li>Après centrifugation, transférer 100 µL de surnageant dans un puits d’une plaque de 96 puits.</li>
	<li>Après que tous les échantillons sont chargés, mettre la plaque dans un lecteur de plaque pour mesurer l’absorbance des échantillons à 630 nm.</li>
	<li>Pour enlever l’absorbance de fond, de soustraire l’absorbance des surnageants de mouches se nourrissent alimentaire sans colorant de l’absorbance de surnageant de mouches bleues nourris avec des aliments. Remarque : Cette étape est facultative, selon la composition de l’aliment utilisé. Quand un aliment mouche (sans colorant) génère l’absorbance à 630 nm, il est nécessaire d’effectuer cette étape pour éliminer le fond.</li>
</ol>

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Les auteurs déclarent sans intérêts financiers concurrents.

Ce rapport met l’accent sur le processus technique de tests alimentation colorant-étiquetage de la consommation alimentaire dans le contexte de thermogenetic et optogenetic activation pour manipuler des neurones contrôlant l’alimentation. Ce protocole simple et fiable vous aidera à élucider la fonction des neurones de candidat dans l’alimentation de contrôle, pour mesurer les préférences alimentaires des mouches et d’identifier de nouveaux joueurs dans l’alimentation des circuits de contrôle via écrans génétique axée sur...

Quantifier la quantité de nourriture ingérée est importante pour évaluer les aspects multiples de l’alimentation des contrôles par le cerveau pour répondre aux besoins internes (tels que les États de la faim) et facteurs externes (tels que la qualité des aliments et la palatabilité)1, 2 , 3 , 4 , 5 , 6 , 7 , 8 , 9. ces dernières années, les efforts de déchiffrage les substrats neurones de contrôle d’alimentation chez la drosophile mener à l’élaboration de multiples essais pour quantifier la quantité de nourriture ingérée directement ou de servir d’indicateur de l’alimentation de motivation 10 , 11 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16.
Le FEeder capillaire (CAFE) dosage12,13 a été développé pour mesurer la quantité de consommation d’aliments liquides dans un verre microcapillaire. Le dosage du café est très sensible et reproductible17 et simplifie la mesure de la consommation alimentaire, notamment pour quantifier l' alimentation à long terme18. Toutefois, ce test nécessite les mouches de grimper jusqu'à l’extrémité de la microcapillaire et nourrir la tête en bas, qui n’est pas approprié pour toutes les souches. En outre, parce que les mouches à tester à l’aide du test CAFE doivent être élevés sur la nourriture liquide, l’effet de ces conditions sur l’état du métabolisme ou la malnutrition potentielle d’élevage reste encore à déterminer.
Le Proboscis Extension réponse (PER) dosage11,14 compte la fréquence des réponses extension trompe vers douce touche de gouttes de nourriture. PAR test s’est révélé comme un excellent moyen d’évaluer l’alimentation motivation des mouche individuelle et des ânes l’influence de la palatabilité et le contenu des aliments18,19. Cependant, il n’est pas une quantification directe du montant de l’apport.
Récemment, une méthode semi-automatique, le manuel d’alimentation15de dosage (maltais), a été mis au point. En maltais, une seule mouche immobilisée est alimentée manuellement avec un microcapillaire contenant de la nourriture. Étant donné que les réponses d’extension de trompe et la consommation d’aliments peuvent être surveillés en même temps, MAFE est pertinente pour évaluer les valeurs nutritives et les effets des manipulations pharmacologiques. Cependant, immobiliser une mouche aurait un impact négatif sur sa performance comportementale, y compris l’alimentation.
En outre, fly Proboscis et détecteur d’activité (FlyPAD)10 a été développé pour mesurer automatiquement le comportement alimentaire. En utilisant les méthodes de machine vision, FlyPAD enregistre des interactions physiques entre une mouche et les aliments à quantifier la fréquence et la durée des extensions trompe comme un indicateur de l’alimentation de motivation. FlyPAD fournit une approche de haut-débit pour surveiller les comportements alimentaires d’une mouche de mouvement libre, même si la sensibilité et la robustesse de ce système reste à être confirmée par plusieurs études12.
Stratégies de marquage sont fréquemment utilisés pour estimer l’ingestion alimentaire chez les mouches. Il est fréquent d’étiqueter les aliments avec des traceurs chimiques et, après s’être nourries, mesurer la quantité de traceur ingéré pour calculer la quantité de nourriture absorbée. Permettre à traceurs radioactifs16,17,20,21,22,23,24,25 pour la détection à travers la cuticule sans homogénéisation des mouches. Cette méthode fournit remarquablement faible variabilité et une sensibilité élevée18et il serait possible d’étude à long terme de la prise alimentaire. Cependant, la disponibilité des radio-isotopes utilisables et différents taux d’absorption et d’excrétion devraient prendre en considération lorsque vous travaillez avec ce test.
Étiquetage et le traçage de la prise alimentaire avec les colorants alimentaires non toxiques est un plus sûr et plus simple variante2,3,26,27,28. Les mouches sont homogénéisés après s’être nourries avec des aliments contenant des colorants solubles et non résorbables, et le colorant ingéré plus tard doser à l’aide d’un spectrophotomètre3,24,28,29 . La stratégie d’étiquetage est facile à exécuter et fournit le rendement élevé, mais avec une mise en garde. Le volume de l’apport alimentaire estimé à partir de la teinture ingérée est plus petit que le volume réel parce que l’excrétion commence dès 15 min après le démarrage de mouches alimentation17. En outre, le test évalue ingestion alimentaire généralement dans un délai de 60 minutes, qui est conçu uniquement pour l’enquête de court terme alimentation comportement24,28. En outre, plusieurs facteurs internes et externes, tels que le génotype17, genre17, accouplés état17, élevage de densité30, rythme circadien31,32et nourriture de qualité3 , 8 , 16, influence la prise alimentaire. Par conséquent, la durée d’alimentation devrez peut-être être ajustée en fonction des conditions expérimentales spécifiques. En plus de faciliter la quantification de l’apport alimentaire, colorants alimentaires sont également utilisés pour évaluer la nourriture choix2,19,27et de visualiser le ménisque dans un microcapillaire CAFE test12.
Ici, nous introduisons une manipulation protocole combiné de l’activité neuronale avec colorant-étiquetage approche. Cette stratégie a été prouvée utile dans notre étude neurogénétique sur l’alimentation de contrôle dans la drosophile adulte24. La méthode de notation visuelle permet une estimation rapide de la consommation d’aliments ; ainsi, il est utile pour le dépistage par un grand nombre de souches en temps opportun. Les candidats de l’écran sont ensuite analysées en détail à l’aide d’une méthode colorimétrique pour fournir des objectifs et une quantification précise dans une autre étude.
Outre les tests alimentaires, nous décrivons également les thermogenetic27,33,34,35 optogenetic36 méthodes et d’activation par la force des neurones cibles chez la drosophile. Pour activer les neurones par thermogenetic opération est simple et pratique avec Drosophila Transient Receptor potentiels Ankyrin 1 (dTRPA1), qui est un canal cationique température - et voltage-dépendants qui augmente l’excitabilité neuronale lorsque la température ambiante la température s’élève au-dessus de 23 ° C33,37; Cependant, animaux à des températures élevées peut produire des effets indésirables sur le comportement. Une autre approche efficace pour activer les neurones chez la drosophile utilise optogenetics avec CsChrimson36, qui est une variante décalée vers le rouge de channelrhodopsin qui augmente l’excitabilité des neurones lorsqu’ils sont exposés à la lumière. Optogenetics offre la meilleure résolution temporelle et la moindre perturbation des comportements que thermogenetics. Combinant des mesures quantitatives de la prise alimentaire avec la manipulation de l’activité neuronale représente une approche efficace pour étudier les mécanismes neurones de l’alimentation.
Nous décrivons en détail la préparation de la chambre d’alimentation et les mouches à tester. À l’aide de mouches Taotie-Gal4 comme un modèle24, nous décrivons activation des neurones par thermogenetics et optogenetics. Deux essais de quantification de la consommation d’aliments avec marqués au colorant alimentaire sont également décrites dans le protocole.

<table><tbody><tr><td>UAS-CsChrimson</td><td>Bloomintoon</td><td>55135</td><td></td></tr><tr><td>UAS-dTrpA1</td><td>Bloomintoon</td><td>26263</td><td></td></tr><tr><td>TDC1-GAL4&nbsp ;</td><td>Bloomintoon</td><td>9312</td><td></td></tr><tr><td>TDC2-GAL4</td><td>Bloomintoon</td><td>9313</td><td></td></tr><tr><td>sNPF-GAL4</td><td></td><td></td><td>Fourni par Z. Zhao</td></tr><tr><td>NPF-GAL4</td><td></td><td></td><td>Fourni par Y. Rao</td></tr><tr><td>TH-GAL4</td><td></td><td></td><td>Fourni par Y. Rao</td></tr><tr><td>5-HT-GAL4</td><td></td><td></td><td>Fourni par Y. Rao</td></tr><tr><td>AKH-GAL4</td><td></td><td></td><td>Fourni par Y. Rao</td></tr><tr><td>dip2-GAL4</td><td></td><td></td><td>Fourni par Y. Rao</td></tr><tr><td>Taotie-GAL4</td><td></td><td></td><td>Fourni par J. Carlson</td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Biowest</td><td>G-10</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Sigma</td><td>S7903</td><td></td></tr><tr><td>Sel disodique d’érioglaucine</td><td>Sigma</td><td>861146</td><td></td></tr><tr><td>tout-trans-rétinal&nbsp ;</td><td>Sigma&nbsp ;</td><td>R2500</td><td>stocké dans l’obscurité</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Amresco</td><td>9002-93-01</td><td></td></tr><tr><td>Nourriture pour</td><td></td><td>mouches 1 L la nourriture contient : 77,7 g de semoule de maïs, 32,19 g de levure, 5 g d’agar, 0,726 g de CaCl2, 31,62 g de saccharose, 63,2 g de glucose, 2 g de sorbate de potassium, pH&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; 1x tampon PBS&nbsp ;</td><td></td><td>1 L 1X PBS contient : 8 g de Nacl, 0,2 g de Kcl, 1,44 g de Na2HPO4, 0,24 g de KH2PO4, pH 7,4</td><td></td></tr><tr><td>Tampon</td><td></td> PBST <td>1X PBS avec 1 % de Triton X-100</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; Broyage</td><td>Shang Hai Jing Xin</td><td>Tissuelyser-24</td><td></td></tr><tr><td>Incubateur</td><td>Ning Bo Jiang Nan</td><td>HWS-80</td><td></td></tr><tr><td>Agitateur magnétique avec plaque chauffante</td><td>Chang Zhou Bo Yuan</td><td>CJJ 78-1</td><td></td></tr><tr><td>Spectromètre</td><td>Thorlabs</td><td>CCS200/M</td><td></td></tr><tr><td>Spectrophotomètre à microplaques</td><td>Thermo Scientific&nbsp ;</td><td>Multiskan GO Type : 1510, REF 51119200</td><td></td></tr><tr><td>Stéréomicroscope à fluorescence&nbsp ;</td><td>Leica</td><td>&nbsp ; M205FA</td><td></td></tr><tr><td>Stéréomicroscope</td><td>Leica&nbsp ;</td><td>S6E</td><td></td></tr><tr><td>Récipient extérieur</td><td>Jiang Su Hai Men</td><td>flacon en verre d’un diamètre de 31,8 mm et d’une hauteur de 80 mm (dimension intérieure)</td><td></td></tr><tr><td>Récipient intérieur&nbsp ;</td><td>Usine de machines Beijing Yi Ran</td><td>plat en plastique d’un diamètre de 13,6 mm et d’une hauteur de 7,5 mm (dimension intérieure)</td><td></td></tr><tr><td>1,5 mL tubes Eppendorf</td><td>Hai Men Ning Mong</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; Plaque à 96 puits</td><td>Corning Incorporated</td><td>&nbsp ; Costar 3599</td><td></td></tr><tr><td>LED</td><td>Xin Xing Yuan Guangdian</td><td>607 nm, 3W&nbsp ;</td><td>https://item.taobao.com/item.htm?id=20158878058</td></tr></tbody></table>

combinant les dosages quantitatifs-la prise alimentaire et activation par la force des neurones pour étudier l’appétit chez la drosophile

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

La consommation d’aliments est sous le contrôle étroit du cerveau, qui intègre l’état physiologique, la saveur et le contenu nutritionnel des aliments et des commandes de questions pour démarrer ou arrêter l’alimentation. Décrypter les mécanismes sous-jacents à la prise de décision en temps opportun et modérée l’alimentation comporte des implications majeures dans notre compréhension des troubles physiologiques et psychologiques liés au contrôle de l’alimentation. Méthodes quantitatives, simples et robustes sont nécessaires pour mesurer l’ingestion d’aliments des animaux après la manipulation expérimentale, tels que force augmentant les activités de certains neurones de la cible. Ici, nous avons introduit des tests alimentaires étiquetage-teintée pour faciliter l’étude neurogénétique de contrôle d’alimentation chez la drosophile adulte. Nous examinons les tests alimentaires et ensuite décrire nos méthodes étape par étape de l’installation d’analyse qui combine thermogenetic et optogenetic manipulation des neurones contrôlant l’alimentation motivation avec test d’admission marqués au colorant alimentaire. Nous discuterons les avantages et les limites de nos méthodes, par rapport aux autres tests alimentaires, pour aider les lecteurs à choisir un test approprié.

Écran thermogenetic.
Appétit anormalement élevé provoque la prise alimentaire élevée, indépendamment des besoins physiologiques. Nous avons utilisé ce régime à un haut débit de conception comportementale écran pour obtenir des handles génétiques des neurones liés à la faim et rassasiés des États (Figure 1). L’écran a donné Taotie-Gal424. Lorsque les neurones Taot...

Dosages quantitatifs-la prise alimentaire avec de la nourriture teint fournissent un robuste et haut débit moyens d’évaluer la motivation alimentation. Combinant le dosage de la consommation de nourriture avec thermogenetic et optogenetic écrans est une approche puissante pour enquêter sur les circuits neurones sous-tendant l’appétit chez les adultes Drosophila melanogaster.

Combinant les dosages quantitatifs-la prise alimentaire et activation par la force des neurones pour étudier l’appétit chez la drosophile

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, ...

L’objectif global de cette procédure est de mesurer quantitativement l’apport alimentaire de la drosophile adulte, ce qui permet d’évaluer les effets des manipulations génétiques telles que les activations thermogénétiques et optogénétiques des neurones. Ces mesures peuvent aider à répondre à des questions clés dans le domaine de l’alimentation, telles que la neuromécanique de la faim, de la satiété et de l’appétit. Le principal avantage de cette technique est qu’elle quantifie simultanément l’ingestion alimentaire de plusieurs groupes de mouches, ce qui la rend particulièrement utile pour identifier les mouches qui se nourrissent anormalement dans les écrans génétiques.Pour commencer, rassemblez des fournitures pour préparer le récipient extérieur. Mettez en suspension 0,5 gramme d’agarose et 50 millilitres d’eau distillée deux fois. Chauffer avec une agitation fréquente et faire bouillir pour se dissoudre complètement sur un agitateur magnétique avec une plaque chauffante.Lorsque l’agarose à 1 % refroidit à environ 60 degrés Celsius, transférez cinq millilitres dans un récipient extérieur vide et gardez le récipient ouvert jusqu’à ce que l’agarose ait refroidi à température ambia

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Enregistrement simultané des signaux calciques de neurones identifiés et le comportement alimentaire des Drosophila melanogaster</em

Larves de drosophile sont capables de s'associer avec des stimuli odeur récompense gustative. Nous décrivons ici un paradigme simple de comportement qui permet l'analyse de l'apprentissage olfactif associatif appétitive.

Appétitive apprentissage olfactif associatif en<em&gt; Drosophila</em&gt; Les larves

Cette vidéo décrit le test de préférence gustative, une méthode comportementale utilisée pour mesurer l'attraction ou l'évitement envers les solutions colorées qui ont un goût différent en évaluant la coloration abdominale de la mouche après l'ingestion de la substance préférée. Le protocole présenté illustre la procédure utilisée pour mesurer la préférence des mouches pour les solutions de concentrations variables en saccharose.

Dosage de la préférence gustative : une méthode pour mesurer le comportement alimentaire chez la drosophile

Cette vidéo décrit le test CApillary FEeder, ou CAFE, une méthode comportementale qui mesure l’apport alimentaire et la préférence des mouches des fruits non maîtrisées. Le protocole présenté montre comment effectuer le test avec une évaporation minimale des capillaires remplis de liquide utilisés pour administrer la nourriture et suivre sa consommation.

Le dosage CApillary FEeder (CAFE) : une méthode pour suivre la consommation et les préférences alimentaires chez la drosophile

Dans cet article, vidéo, nous décrivons un test automatisé pour mesurer l'effet de la faim ou de satiété sur le comportement dépend olfactif de recherche de nourriture dans le fruit de mouche adulte Drosophila melanogaster.

Une simple mouche Essai de comportement alimentaire dans Drosophila

Nous décrivons un protocole pour induire enrichissante et nonrewarding expériences dans les mouches des fruits (Drosophila melanogaster) en utilisant la consommation volontaire d'éthanol en tant que mesure des changements dans les états de récompense.

Un moyen simple pour mesurer Transformations en récompense le comportement de recherche Utilisation<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Le dosage CApillary FEeder (CAFE) est une méthode simple, économique et très fiable pour étudier les mécanismes sous-jacents à l’apport alimentaire. Utilisé avec l’organisme modèle génétique très polyvalent Drosophila melanogaster, il fournit un moyen puissant d’obtenir de nouvelles connaissances sur les mécanismes de régulation de l’apport alimentaire.

Capillaire Feeder Assay mesures prise alimentaire dans<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Décrit ici est un protocole qui permet la quantification colorimétrique de la quantité de nourriture consommée dans un intervalle de temps défini par les larves de Drosophila melanogaster exposées à des régimes de qualité macronutriment différente. Ces tests sont menés dans le cadre d’un criblage thermogénétique neuronal.

Quantification de l’apport en macronutriments dans un écran neuronal thermogénétique à l’aide de larves de drosophiles

Nous présentons un protocole pour un essai d'alimentation à deux choix pour les mouches. Cet essai d'alimentation est rapide et facile à exécuter et convient non seulement pour la recherche en laboratoire à petite échelle, mais aussi pour les écrans comportementaux à haut débit chez les mouches.

Un test rapide de préférence alimentaire à Drosophila

Le test d’alimentation par microplaques offre une méthode économique et à haut débit pour quantifier la consommation d’aliments liquides chez la drosophile. Un dispositif imprimé en 3D relie une microplaque de 96 puits dans laquelle les mouches sont logées à une microplaque de 1536 puits à partir de laquelle les mouches consomment une solution d’alimentation avec un colorant traceur. La baisse du volume de la solution est mesurée spectrophotométriquement.

Un test d’alimentation à microplaques à haut débit pour la quantification de la consommation chez la drosophile

Une approche d’imagerie calcique permet d’enregistrer les réponses induites par le goût dans le cerveau des mouches éveillées pendant qu’une solution est appliquée sur le labelle. Les réponses gustatives primaires chez Drosophila melanogaster sont utilisées à titre d’exemple, mais ce protocole peut être adapté pour étudier les neurones en aval ou d’autres espèces.

In vivo Imagerie calcique des réponses neuronales induites par le goût chez la drosophile adulte

Découvrez un dosage quantitatif de l'ingestion alimentaire chez Drosophila melanogaster adultes utilisant une nourriture colorée. Cette méthode permet d'évaluer les effets des manipulations génétiques sur la motivation alimentaire.

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Combinant les dosages quantitatifs-la prise alimentaire et activation par la force des neurones pour étudier l’appétit chez la drosophile

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