Name: Un modèle de circulation extracorporelle de récupération sans Transfusion ou Agents inotropes chez le rat (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-23T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 54 s
Description: Découvrez un modèle de circulation extracorporelle de récupération chez le rat sans transfusion ni agents inotropes. Cette méthode permet d'étudier les complications organiques à long terme et d'améliorer la recherche cardiovasculaire.

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Appréciation est étendue à Dr T. Taki et Dr M. Funamoto pour leur soutien technique.

Avant l’expérience, tous les rats il faudrait une semaine pour s’acclimater. Toutes les interventions chirurgicales sur des animaux devraient être effectués conformément au Guide pour les soins et Use of Laboratory Animals (www.nap.edu/catalog/5140.html) ou autres directives éthiques appropriées. Protocoles devraient être approuvés par le Comité de protection des animaux à l’institution appropriée avant de procéder. Toutes les procédures suivantes doivent être effectuées dans des conditions aseptiques.
1. préparer la DGPC Circuit
Note : Porter des équipements de protection individuelle, y compris les gants, lunettes et un manteau propre ou robe jetable.
<ol><li>Mise en place du circuit de la DGPC<ol>
<li>Connecter les tubes en polychlorure de vinyle avec un réservoir veineux, préconçus pour circuit de la DGPC et un oxygénateur de membrane néonatale modifiés tel qu’illustré à la Figure 1. S’assurer que tous les raccords sont bien serrés et ne fuient pas l’eau.</li>
		<li>Définissez un circuit CPB au rouleau pompe périphérique selon les protocoles du fabricant.</li>
		<li>Garder la pompe rouleau sur une table réglable en hauteur et ajuster la hauteur de la table à 10 cm en dessous du Bureau expérimental.</li>
	</ol>
</li>
	<li>D’amorçage du circuit de la DGPC<ol>
<li>Mix 12 mL de solution d’amidon hydroxyéthyl avec 0,1 mL d’héparine et 0,5 mL de solution de bicarbonate de sodium de 7 % pour l’amorçage circuit CPB.</li>
		<li>Réamorcer le circuit avec 11 mL de la solution d’amorçage, avec le rouleau de pompe tournant doucement. Mettre une aiguille de calibre 18 ventilation dans le réservoir d’air de ventilation.</li>
		<li>Frappé à plusieurs reprises l’oxygénateur à membrane à deair, avec basculement de l’oxygénateur. Air doit être obscurcie complètement pour éviter l’embolie gazeuse et manque d’oxygénation. Au cours de l’amorçage du circuit, faire chauffer le circuit par une lampe de chauffage électrique situé sur le réservoir.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. la procédure devant la DGPC
Remarque : Le champ chirurgical et les appareils doivent être désinfectés par l’alcool à 70 % ou un composé d’ammonium quaternaire avant utilisation.
<ol><li>Anesthésie et réglage de l’animal<ol>
<li>Anesthésier un rat avec inhalation de 3,0 % isoflurane mixte aérien dans un vaporisateur. Définissez le rat sur un support de travail et intuber une calibre 16 canule dans la trachée. Suivre vos directives de soins aux animaux locaux concernant le dosage de l’analgésie et la fréquence (par exemple buprénorphine 0,005 mg/kg s.c.) Remarque : Les Rats doivent être à une anesthésie profonde et perdre les réflexes. La respiration doit être rythmique mais ne pas être arrêtée.</li>
		<li>Transférer le rat à une table d’opération équipée d’un coussin de chauffage électrique. Commencez la ventilation mécanique avec 8 mL/kg de volume de marée, une fréquence respiratoire de 70 cycles/min et 30 % de la fraction inspirée d’oxygène contrôlée par le capteur d’oxygène.</li>
		<li>Maintenir l’anesthésie à l’isoflurane 1,5 à 2,0 % et avec une administration supplémentaire de kétamine/xylazine au début de l’OPC.</li>
		<li>Surveiller la température rectale à l’aide de la sonde rectale. Maintenir une température de 37 ° C corps normothermique en ajustant la température du coussin chauffant et en plaçant le circuit sur la lampe infrarouge.</li>
		<li>Définissez le rat en décubitus dorsal et étirer des quatre membres en fixant avec des aiguilles. Surveiller la fréquence cardiaque en affectant à l’aiguille d’électrodes ECG l’épaule bilatérale et l’abdomen gauche. Placez une gaze humide ou pommade ophtalmique aux yeux à prévenir le dessèchement.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Canulation<ol>
<li>Après la désinfection de la surface du corps entier par sprayingby pulvérisation de l’éthanol à 70 % ou une autre solution antiseptique, se raser les cheveux par un rasoir sur la région inguinale bilatérale et de la région cervicale à droite. Les anesthésiques locaux (tels que la lidocaïne) doit être utilisés avant de faire l’incision cutanée. Remarque : comme alternative, un chirurgien de l’incision peut être utilisée au lieu de tout le corps de pulvérisation d’éthanol à 70 % pour éviter une baisse de température corporelle.</li>
		<li>Inciser la peau (environ 5 mm) dans les régions inguinales bilatérales et de la région cervicale droite de ciseaux et sans ambages de disséquer les tissus afin d’exposer l’artère fémorale droite principale. Séparer l’artère soigneusement de la veine et le nerf est proche. Ligaturer à la fin de l’artère fémorale commune par soie 4-0 et l’exposition de tension.</li>
		<li>Coupe de la paroi artérielle (environ 1 mm) de l’artère fémorale droite commune par micro ciseaux dans une direction perpendiculaire à l’artère et canule soigneusement dans un cathéter intraveineux de calibre 24 depuis l’incision jusqu'à une profondeur de 1 cm pour la surveillance des artères systémiques pression et en analysant la pression partielle de gaz de sang artériel.</li>
		<li>Administrer l’héparine sodique (500 UI/kg) du cathéter.</li>
		<li>Suivez les étapes 2.2.2 et 2.2.3 de la canule dans un cathéter intraveineux de calibre 24 dans l’artère fémorale commune gauche comme une ligne de perfusion artérielle du circuit de la DGPC.</li>
		<li>Insérer un cathéter de multi-orifice calibre 17 dans la veine jugulaire interne droite et le faire avancer dans l’oreillette droite et la veine cave inférieure (VCI). Ne poussez pas le cathéter à peu près comme le navire peut facilement se casser. Raccorder le cathéter sur le circuit CPB pour drainage veineux.</li>
		<li>Couvrir chaque région canulée avec une gaze humide pour éviter la contamination.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. la procédure au cours de la DGPC
<ol><li>Transporter 100 % oxygène gazeux à l’oxygénateur à 0,8 L/min au cours de la DGPC et diminution de la fréquence respiratoire à 30 cycles/min. La pression partielle artérielle en oxygène est requise entre 200 et 400 mmHg.</li>
	<li>Au début de la DGPC, augmenter le réglage de la température du coussin chauffant à la maximale, 42 ° C, pour atténuer la baisse immédiate de la température corporelle après le début de la DGPC. Réglez la température à 37 ° C lorsque la température du corps revienne à 36 ° C.</li>
	<li>Avec précaution, démarrer le flux de la DGPC et garder un oeil sur le volume du sang dans le réservoir. Un réservoir vide risque d’embolie gazeuse. Si le volume du sang dans le réservoir diminue, réduisez le débit de la pompe en ajustant la hauteur de la table, ou changer la position de la sonde de drainage. Ne pas re-positionner le cathéter de drainage veineux, ce qui pourrait facilement provoquer des perforations de l’oreillette droite et/ou d’arythmie.</li>
	<li>Augmenter et maintenir le débit de la pompe à 100 mL/kg/min, alors que la pression artérielle moyenne est maintenue à 70 mmHg. Lorsque la tension appropriée est maintenue, un petit volume d’au moins 1 mL dans le réservoir est acceptable. S’il y a moins de 1 mL de sang dans le réservoir, il peut provoquer une embolie gazeuse dans les organes.</li>
	<li>Si la tension artérielle est instable, ajouter 2 à 3 mL de la solution d’amorçage du circuit (elle peut provoquer une anémie après la DGPC).</li>
</ol>4. procédure après CPB
<ol><li>Serrer le tube de drainage veineux et le retirer du circuit. Faire infuser le sang restant dans le circuit progressivement à l’artère pour maintenir la tension artérielle.</li>
	<li>Augmentation de la fréquence respiratoire à 70 cycles/min.</li>
	<li>Retirer le cathéter de drainage veineux et le cathéter artériel gauche, puis ligaturer le navire dans le site proximal et distal.</li>
	<li>Supprimer la ligne artérielle de l’artère fémorale droite 60 min après la fin de la DGPC.</li>
	<li>Nettoyer chaque plaie avec du sérum physiologique et refermer la plaie avec des sutures.</li>
	<li>Fin de l’anesthésie et l’Extuber le tube par voie intratrachéale après avoir vérifié la respiration spontanée de l’animal.</li>
	<li>Administrer des fluides isotoniques stériles réchauffés et utiliser un tapis de chaleur et de la lampe chauffante électrique pour réchauffer les animaux. Vérifier les conditions de l’animal fréquemment jusqu'à ce que de l’anesthésie. Fournir une assistance respiratoire si nécessaire. Remarque : Une fois que l’animal commence à se déplacer, la source de chaleur devrait être soustraits partie de la cage pour permettre à l’animal de choisir le côté chaud ou froid.</li>
	<li>Garder l’animal en dehors de la compagnie des autres animaux jusqu'à ce que la respiration retrouve pleinement. Ne pas retourner l’animal à la compagnie jusqu'à la guérison complète.</li>
	<li>Vérifier la consommation d’aliments et de l’eau après la récupération de l’anesthésie et fournir un soutien nutritionnel approprié. Administrer les analgésiques et recherchez les signes d’inconfort ou de douleur.</li>
</ol>

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</ol>

Tous les auteurs n’ont rien à divulguer au sujet de support commercial.

Dans ce modèle de la DGPC de rat, les niveaux d’expression de sérum et de poumon de cytokines inflammatoires et BHGM-1, un facteur de transcription clés régissant les réactions inflammatoires, a considérablement augmentent après la DGPC. Des études cliniques antérieures ont montré que la sécrétion de sérum de BHGM-1 niveau est élevée chez les patients subissant une chirurgie cardiovasculaire11, et le niveau de BHGM-1 pic sérique au cours de la DGPC a été associé à syndrome de réponse inflammatoire...

En 1953, le Dr John H. Gibbon Jr. a effectué avec succès la première chirurgie cardiaque à l’aide de CPB1, et il devint par la suite une modalité essentielle dans la chirurgie cardio-vasculaire. Les techniques et les instruments ont été considérablement améliorés, organes multiples complications liées au doryphore encore compromettent le résultat de la chirurgie cardiovasculaire et peuvent influer sur la morbidité et la mortalité postopératoire2. Lésions organiques liées à la DGPC sont causée par l’activation du système immunitaire et de la synthèse des cytokines pro-inflammatoires, activation de compliment et production de radicaux libres d’oxygène2. Sa physiopathologie, cependant, n'a pas été complètement élucidé.
Modèles animaux récapitulant l’utilisation clinique de la DGPC permettent la clarification des processus physiopathologiques pendant et après la DGPC ; Cela peut faciliter les études précliniques en élaborant des stratégies pour éviter ces complications. Depuis Popovic et al. pour la première fois un modèle de rat CPB en 19673, rat CPB modèles ont été améliorés et ont pris peu à peu la place des modèles de grand-animal en raison d’une plus grande rentabilité, processus expérimentales commodes et une pléthore de méthodes en analyse génétique et taux de protéines. En outre, les rats consanguins peuvent être génétiquement identiques, réduire les préjugés biologiques possibles.
Fabre et al. tout d’abord mis en place un modèle de récupération qui a permis l’étude de long terme plusieurs séquelles d’orgue du CPB4. Les avantages de ce modèle de simple survie sont la flexibilité (CPB débit et durée), condition vitale stable et la reproductibilité de l’inflammation systémique. Modèles CPB rat sont devenus essentiels pour l’étude des stratégies thérapeutiques visant à prévenir les blessures de plusieurs organes au cours de la DGPC5, et différents modèles pour simuler les situations cliniques au cours de la DGPC ont récemment été mis au point. De Lange et al. mis au point un modèle d’un arrêt cardiaque, qui peut être utilisé pour caractériser les réactions enzymatiques, génétiques et histologiques associées à des lésions myocardiques7. Peters et al. arrangé d’infarctus du myocarde et reperfusion contrôlée utilisant un modèle CPB miniaturisé pour analyser le dysfonctionnement cardiaque par le biais de l’ischémie et reperfusion injury8. Jungwirth et al. tout d’abord mis en place un modèle d’un arrêt circulatoire profonde hypothermie (DHCA), qui peut élucider la lésion d’ischémie et reperfusion globale par DHCA et supports potentiel neuroprotecteur stratégies6. Des études utilisant DHCA étudier l’influence de l’hypothermie, reperfusion ou déclenché par une hémolyse signalisation événements9. Hypothermie profonde peut affecter l’activation et l’inactivation des enzymes diverses et les voies et les mécanismes restent inconnu10. En revanche, un arrêt cardiaque modèles ou modèles d’ischémie cardiaque doivent être utilisés pour enquêter sur les blessures de coeur ischémie et reperfusion. Ces divers modèles de CPB rat hautement récapitulent CPB humaine peuvent révéler les processus pathologiques liés au doryphore et aider à réduire les complications liées à la DGPC.
Ce protocole montre un modèle simple de la DGPC sans transfusion ou agents inotropes chez un rat. Ce modèle permet l’étude de longue durée plusieurs séquelles d’orgue de la DGPC.

<table><tbody><tr><td>Ventilateur pour rongeurs 7025</td><td>Ugo Basile</td><td>7025</td><td>Ventilateur</td></tr><tr><td>OxiQuant B</td><td>ENVITEC</td><td>46-00-0023</td><td>Capteur d’oxygène</td></tr><tr><td>CMA 450 Régulateur de température CMA</td><td></td><td>8003759</td><td>Régulateur de température</td></tr><tr><td>CMA 450 Coussin chauffant</td><td>CMA</td><td>8003763</td><td></td></tr><tr><td>CMA 450 Sonde rectale</td><td>CMA</td><td>8003761</td><td></td></tr><tr><td>DIN(8) à Sonde BP jetable</td><td>ADInstruments</td><td>MLAC06</td><td></td></tr><tr><td>Transducteur BP jetable</td><td>ADInstruments</td><td>MLT0670</td><td></td></tr><tr><td>IX-214 Enregistreur de données</td><td>Amplificateur iWorx Systems</td><td>IWX-214</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel LabScribe Logiciel</td><td>iWorx Systems</td><td></td><td>Pompe</td></tr><tr><td>à rouleaux</td><td>Furue Science</td><td>Model Pompe RP-VT</td><td></td></tr><tr><td>Happy Cath</td><td>Medikit</td><td>EB 19G 4HCLs PP</td><td>Angiocathéter multi-orifices de calibre 17</td></tr><tr><td>SURFLO ETFE I.V. Catheter</td><td>Terumo</td><td>SR-OX2419CA</td><td>Angiocathéter de calibre 24</td></tr><tr><td>Oxygénateur</td><td>Mera</td><td>HPO-002</td><td></td></tr><tr><td>Circuit CPB</td><td>Mera</td><td>solution fluide Hespander sur mesure</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Fresenius Kabi</td><td>3319547A4035</td><td>Hydroxyéthylamidon</td></tr></tbody></table>

un modèle de circulation extracorporelle de récupération sans transfusion ou agents inotropes chez le rat

A Recovery Cardiopulmonary Bypass Model Without Transfusion or Inotropic Agents in Rats

Extra-corporelle (CEC) est indispensable en chirurgie cardiovasculaire. Malgré l’amélioration dramatique de la technique de la DGPC et les dispositifs, les complications multi-organes CPB lié à prolongée encore compromettre le résultat de la chirurgie cardiovasculaire et peuvent empirer la mortalité et la morbidité postopératoire. Modèles animaux récapitulant l’utilisation clinique de la DGPC permettent la clarification des processus physiopathologiques qui se produisent au cours de la DGPC et facilitent les études précliniques pour élaborer des stratégies de protection contre ces complications. Modèles de la DGPC de rats sont avantageux en raison de leur rentabilité supérieure, processus expérimentales commodes, des méthodes d’essai abondantes à la génétique ou taux de protéines et uniformité génétique. Ils peuvent être utilisés pour enquêter sur l’activation du système immunitaire et la synthèse des cytokines pro-inflammatoires, compliment d’activation et la production de radicaux libres d’oxygène. Les modèles de rat ont été améliorés et ont pris peu à peu la place des modèles de grand-animal. Nous décrivons ici un modèle simple de la DGPC sans transfusion et/ou agents inotropes chez un rat. Ce modèle permet l’étude de long terme plusieurs séquelles d’orgue de la DGPC.

La figure 1 montre le circuit entier de la DGPC. Les variables physiologiques dans ce modèle sont illustrés à la Figure 2et incluent la température rectale, signifient la pression artérielle et la fréquence cardiaque. La figure 3 montre les analyses de gaz de sang artériel au cours de la DGPC, y compris la pression partielle artérielle en oxygène, pression partielle artérielle de dioxyde de carbone, ...

Nous présentons ici un protocole pour décrire un modèle de récupération simple extracorporelle sans transfusion ou agents inotropes chez un rat. Ce modèle permet l’étude de long terme plusieurs séquelles d’organe de circulation extracorporelle.

Un modèle de circulation extracorporelle de récupération sans Transfusion ou Agents inotropes chez le rat

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ ...

L’objectif global de cette procédure est d’étudier les complications de plusieurs organes liées au pontage cardiopulmonaire dans un modèle de rongeur sans l’utilisation de transfusion ou d’agents inotropes. Cette méthode pour la doryphore chez un petit animal peut aider à améliorer les opérations clés de l’alimentation cellulaire cardiovasculaire. En fin de compte, l’utilisation de cette technique aidera à développer des stratégies de protection contre les complications rencontrées lors des chirurgies de pontage cardiopulmonaire.Tout d’abord, mettez en place le circuit de dérivation cardiorespiratoire, connectez les tubes en polychlorure de vinyle avec le réservoir veineux préconçu pour le circuit CPB et connectez les tubes à un oxygénateur à membrane néonatale modifié. Ensuite, assurez-vous que toutes les connexions sont bien serrées et qu’elles ne fuient pas. Ensuite, sur une table réglable en hauteur, fixez le circuit à une pompe à rouleaux.Ensuite, réglez la hauteur de la table à 10 centimètres sous le plan de l’expérience. Maintenant, amorcez le circuit avec 11 millilitres de solution d’amorçage et démarrez la rotation douce du rouleau de la pompe. Ensuite, insérez une aiguille de ventilation de calibre 18 dans le réservoir et chauffez le circuit à l’aide d’une lampe chauffante positionnée au-dessus du réservoir.Ensuite, inclinez l’oxygénateur à membrane et déclenchez-le plusieurs fois pour désaérer la conduite. Cette étape est essentielle pour prévenir les embolies gazeuses et l’oxygénation insuffisante. Après avoir anesthésié et intubé le rat, transférez-le sur une table d’opération équipée d’un coussin chauffant électrique.Une fréquence respiratoire de 70 cycles par minute et avec 30 % d’oxygène inspiré. Surveillez le niveau d’oxygène à l’aide du capteur d’oxygène. Pour maintenir l’anesthésie, fournir 1,5 à 2 % d’isoflurane et administrer du pentobarbital au début de la BPC.Ensuite, installez une sonde de température rectale et maintenez un corps thermique normal en ajustant la température du coussin chauffant et en chauffant le circuit avec une lampe. Ensuite, surveillez la fréquence cardiaque à l’aide d’un ECG fixé à l’épaule bilatérale et à l’abdomen gauche. Maintenant, placez de la gaze d’humidité sur le visage du rat pour couvrir les yeux.Ensuite, rasez les poils sur la région inguinale bilatérale et la région cervicale droite. Ensuite, désinfectez la peau à l’aide de trois gommages alternés à l’éthanol à 70 % et à la bétadine ou à la chlorhexidine. Le rat est maintenant prêt à être canulé.Commencez l’opération en faisant une incision de cinq millimètres au niveau de la région inguinale bilatérale et de la région cervicale droite à l’aide de ciseaux. Ensuite, disséquez brutalement les tissus pour exposer l’artère fémorale principale droite. Ensuite, séparez soigneusement l’artère de la veine et du nerf.Ensuite, ligaturez l’extrémité de l’artère fémorale commune à l’aide d’une suture en soie 4-0. Ensuite, faites une incision perpendiculaire d’un millimètre dans l’artère fémorale droite et canulez-la soigneusement à l’aide d’un cathéter intraveineux de calibre 24 jusqu’à une profondeur d’un centimètre. Utilisez ce cathéter pour surveiller la pression artérielle systémique et analyser la pression partielle des gaz dans le sang artériel.Ensuite, administrez de l’héparine sodique à l’aide du cathéter. Répétez ce processus pour canuler l’artère fémorale commune gauche et utilisez cette canule comme ligne de perfusion artérielle pour le circuit CPB. Ensuite, insérez un angiocathéter multi-orifices de calibre 17 dans la veine jugulaire interne droite et avancez-le dans l’oreillette droite et la veine cave inférieure.Soyez doux, car le vaisseau peut être facilement rompu. Ensuite, connectez l’angiocathéter au circuit CPB pour le drainage veineux. Enfin, couvrez chaque région canulée avec de la gaze humide pour éviter toute contamination.L’animal est maintenant prêt pour le CPB. Avant de démarrer le CPB, commencez à fournir 100 % d’oxygène gazeux à l’oxygénateur à 0,8 litre par minute et diminuez la fréquence respiratoire à 30 cycles par minute. Maintenir la pression partielle d’oxygène artériel entre 200 et 400 millimètres de mercure.Ensuite, augmentez la température du coussin chauffant à 42 degrés Celsius pour atténuer la chute immédiate de la température corporelle après l’initiation du CPB. Maintenant, démarrez prudemment le flux de CPB et gardez un œil sur le volume de sang dans le réservoir. Un réservoir vide peut provoquer une embolie gazeuse, alors ajustez le débit de la pompe en ajustant la hauteur de la table.Ne repositionnez pas le cathéter de drainage veineux pour modifier le débit. Le mouvement de ce cathéter peut perforer l’oreillette ou créer une arythmie. Ensuite, augmentez le débit de la pompe jusqu’à 100 millilitres par kilogramme par minute.Maintenant, maintenez la pression artérielle moyenne à 70 millimètres de mercure. Lorsque la pression artérielle est stable, un petit volume d’un millilitre de sang dans le réservoir est acceptable. Moins risque d’embolie gazeuse.Si la pression artérielle ne se stabilise pas, ajoutez deux à trois millilitres de solution d’amorçage au circuit. Lorsque la température corporelle revient à la normale, réduisez la température du coussin chauffant à 37 degrés Celsius. Une fois le CPB terminé, clampez le tube de drainage veineux et retirez-le du circuit.Ensuite, perfrez progressivement le sang restant dans le circuit à l’artère pour maintenir la pression artérielle. Ensuite, augmentez la fréquence respiratoire à 70 cycles par minute. Ensuite, retirez le cathéter de drainage veineux et le cathéter artériel gauche.Ensuite, ligaturez le vaisseau dans le site proximal et distal. Ensuite, retirez la ligne artérielle de l’artère fémorale droite. Ensuite, nettoyez chaque plaie avec une solution saline et fermez-les avec des sutures.Dès que la respiration spontanée commence, terminez l’anesthésie et extuberez le tube intratrachéal. Ensuite, administrez des fluides isotoniques stériles chauffés et utilisez un tapis chauffant et une lampe chauffante électrique pour garder l’animal au chaud jusqu’à ce qu’il se remette de l’anesthésie. Surveillez attentivement l’animal et fournissez-lui une assistance respiratoire au besoin.Les analyses des gaz du sang artériel au cours de la CPB comprennent la pression partielle de l’oxygène artériel, la pression partielle du dioxyde de carbone artériel, l’hématocrite, l’excès de bases, l’expression sérique du potassium et le potentiel de l’hydrogène. Tout au long de l’intervention, la fréquence cardiaque et la pression artérielle moyenne sont restées stables. La température rectale et l’hématocrite ont diminué au début de la BPC en raison de l’hémodilution causée par le volume d’amorçage.La pression partielle d’oxygène artériel a considérablement augmenté pendant la CPB en raison de l’oxygénation membranaire. La coloration à l’hématoxyline et à l’éosine des poumons après une doryphore épichodémique montre un œdème interstitiel, une infiltration de cellules inflammatoires et une hémorragie dans le groupe cochon par rapport au groupe témoin. De plus, la concentration sérique du facteur de nécrose tumorale alpha, de l’interleukine six et de la boîte de groupe 1 à haute mobilité a été augmentée après la BPC.Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de mener une procédure de BPC brutale sans transfusion ni agents entropiques. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en deux heures si elle est exécutée correctement. Lors de cette procédure, il est important de se rappeler de vérifier fréquemment l’hémodynamique du rat.Après sa mise au point, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la chirurgie cardiovasculaire pour explorer les complications inflammatoires et d’autres complications d’organes majeurs dans la BPC.

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