Une méthode pour la Transplantation d’îlots à l’épiploon dans la souris

On introduit une méthode pour l’épiploïques transplantation d’îlots dans une souris. Les îlots sont mélangés avec hydrogel et le mélange est placé dans la pochette omentaux de souris diabétique. Ensuite, la glycémie est contrôlée et l’analyse immuno-histochimique est réalisée.

Cette méthode peut aider à répondre aux questions clés dans le domaine de la transplantation d’îlots tels que la transplantation d’îlots à l’omentum. Les implications de cette technique s’étendent vers la thérapie du diabète de type I parce que l’omentum est réapparaître comme site de valeur potentielle pour la transplantation d’îlots. Le principal avantage de cette technique est que les îlots isolés sont mélangés avec de l’hydrogel et le mélange est placé dans la poche d’omentum de souris diabétique.

Commencez par préparer un champ aseptique dans la zone chirurgicale avec du matériel stérile comme des rideaux et des jetables. Placer les instruments chirurgicaux stérilisés dans le champ aseptique. Choisissez les îlots donneurs au microscope stéréo à l’aide d’une pointe de pipette de 200 microlitres.

Pour chaque animal, recueillir 450 à 500 îlots et transférer dans un tube supérieur stérile de 1,5 millilitre avec 100 microlitres de CMRL 10 66 moyenne. Placer le tube sur la glace jusqu’à ce qu’il soit prêt à être transplanté. Une fois les îlots récoltés, décongeler l’hydrogel de la matrice membranaire du sous-sol sur la glace.

Pesez et identifiez toutes les souris diabétiques bénéficiaires. Après avoir anesthésié la première souris selon un protocole approuvé par l’établissement, testez la profondeur de l’anesthésie en administrant une pincée d’ateil. S’il n’y a pas de réflexe de sevrage, le niveau d’anesthésie est correct pour la chirurgie.

Administrer l’onguent vétérinaire aux yeux pour éviter la sécheresse pendant l’anesthésie. Écouvillonner l’abdomen avec 70% d’éthanol. Puis raser les cheveux du site de la chirurgie.

Couvrir l’animal d’un drapé stérile et désinfecter la zone avec un gommage à l’iode. Après avoir utilisé des ciseaux ophtalmiques pour créer une incision de 4 à 5 centimètres le long de la ligne médiane de l’abdomen, déplacez les intestins vers le côté gauche et couvrez de gaze saline trempée pour prévenir la déshydratation pendant la procédure chirurgicale. Ensuite, utilisez des cotons-tiges pour exposer complètement l’estomac et localiser l’omentum sous l’estomac.

À ce stade, l’hydrogel doit être complètement décongelé. Faites tourner le tube contenant les îlots à 200 fois g pendant 30 secondes. Après la rotation, retirer le surnatant.

Ensuite, aspirez 50 microlitres de l’hydrogel l’ajouter au tube contenant les îlots et mélanger doucement en évitant la formation de bulles. Ensuite, utilisez deux paires de forceps pour ramasser les bords de l’omentum et le soulever doucement pour former une rainure entre la paroi gastrique et les intestins. À ce stade de la chirurgie, une deuxième personne est nécessaire pour aspirer le mélange d’hydrogel d’îlot résuspendé avec une pointe de pipette de 200 microlitres et le livrer dans la rainure.

Assurez-vous que le mélange est bien positionné dans la rainure en soulevant ou en abaissant doucement les bords de l’omentum. Terminer le positionnement du mélange dans les trois minutes avant que l’hydrogel ne se solidifie. Après les ensembles d’hydrogel, pliez l’omentum pour couvrir la greffe.

L’omentum adhérera à la paroi gastrique environnante à mesure que l’hydrogel se solidifiera. Lorsque l’hydrogel est complètement solidifié, utiliser des cotons-tiges pour repositionner les intestins dans la cavité abdominale en prenant soin de ne pas toucher le site de la transplantation. Distribuez ensuite 200 microlitres d’un antibiotique approprié dans la cavité abdominale pour prévenir l’infection.

Ensuite, utilisez 4 O suture pour fermer l’abdomen. Généralement, les individus nouveaux à cette méthode auront du mal parce que les sites de l’omentum chez la souris est petit et fatigant à évaluer. Placez la souris dans une cage de récupération réchauffée jusqu’à ce qu’elle retrouve complètement la récumbence externe.

Le lendemain et tous les jours par la suite pendant une semaine, injecter des antibiotiques comme prophylaxie post-chirurgicale. De plus, mesurez le taux de glucose sanguin non à jeun à partir d’un échantillon de sang de veine de queue à l’aide d’un lecteur de glycémie une fois par jour après la greffe. Lors de la transplantation à l’omentum, la greffe d’îlot peut avoir une fonction retardée et ne pas atteindre un niveau de glucose sanguin tout à fait normal pendant deux à trois semaines.

Le tissu greffé a été récupéré de la souris euthanasiée 14 jours après transplantation. Ici, la greffe est visible comme un groupe de noyaux après la coloration DAPI. La fonctionnalité du tissu greffé est révélée par la coloration d’immunofluorescence avec des anticorps anti-insuline.

La coloration H&E montre les tissus greffés entourés par les adipocytes de l’omentum. Une fois maîtrisée, cette technique peut être effectuée en une heure si elle est effectuée correctement. Tout en essayant cette procédure, il est important de se rappeler trop l’omentum de souris est fragile.

Suite à cette procédure, d’autres méthodes comme utilisé dans différentes écoles secondaires, mb performance dans tout ce qui répondra à des questions particulières comme la propagation de l’îlot dans la vascuolisation et la performance. Après ce développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans leur et transplantation d’explorer le traitement du diabète de type I dans plus d’un extrait. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de transplanter les îlots à l’omentum dans la souris.