Name: Laboratoire d’élevage de mouches Stable et autres diptères Muscoid (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-08-03T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min
Description: Découvrez une méthode simple d'élevage de Stomoxys calcitrans pour l'entomologie du bétail. Cette technique utilise des matériaux locaux et un milieu de quatre ingrédients pour faciliter la recherche sur le développement des larves.

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Nous tenons à remercier Anthony Weinhold et les nombreux étudiants qui ont travaillé avec nous pendant des années pour le support technique ainsi que des suggestions pour améliorer notre insecte procédures d’élevage.

1. oeuf Collection (Figure 1)
<ol><li>Préparer une tasse mentionnÃ, placez un bout de tissu en ~ 500 mL bécher rempli d’eau tiède (environ 40 ° C). Chevaucher les côtés de la coupe et fixez avec un élastique. Plier l’extrémité libre de la toile de retour sur le dessus de la coupe.</li>
	<li>Place coupe mentionnÃ en cage de mouches de 8 à 10 jours de vieux pour la femelle gravide ~ 2 h stable vole sera pondent leurs oeufs sur la toile.</li>
	<li>Retirer mentionnÃ tasse de cage et rinçage oeufs hors de la toile mentionnÃ dans une petite casserole avec pissette de lavage.</li>
</ol>2. préparer la moule d’élevage larvaire
<ol><li>
Préparer le support (quantités pour 1 pan d’élevage)
	<ol>
<li>Combiner le son de blé (500 g), de copeaux de bois (200 g) et de farine de poisson (115 g) dans la casserole en plastique plat 10 L et bien mélanger.</li>
		<li>Ajouter le bicarbonate d’ammonium (50 g) à l’eau (~ 25 ° C, 1 600 mL) et mélanger jusqu'à dissolution.</li>
		<li>Ajouter la solution de l’eau aux ingrédients secs et remuer pour n’assurer aucune matière unwetted. Niveau moyen à pan, mais ne pas compresser.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Ajouter les oeufs de mouche stables
	<ol>
<li>Faire un sillon peu profond au milieu de la longueur de la casserole.</li>
		<li>Déposer 1 mL d’oeufs de mouche stables (~ 8 000 oeufs) dans le sillon avec la pipette de l’oeuf (Figure 2). NOTE : Pipette oeuf fait en coupant une pipette graduée en plastique au point désiré, insérant 100 mesh écran et pipette collant ensemble.</li>
		<li>Couvrir les oeufs d’une mince couche de médium pour empêcher la dessiccation.</li>
		<li>Couvrir la casserole avec taie d’oreiller, fermer avec un élastique et une étiquette. Posez les poêlons individuels en salle larvaire (23 ± 2 ° C, 30 à 50 % d’humidité relative et 12:12 [DL] h photopériode). Remarque : Le développement larvaire prend 10 à 14 jours suivant la date de la ponte.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. traitement nymphe, les larves se déplacent jusqu’au bord du milieu 7 à 9 jours après la ponte et Pupariate par jours 13 ou 14
<ol><li>Scoop puparia, principalement située sur les bords de la casserole sous la croûte qui se forme sur la surface du milieu, dehors et placé dans une casserole propre.</li>
	<li>Remplissez la cuve, avec puparia, entre ½ et ¾ pleine d’eau. Briser les agrégats de puparia et moyennes. Les composants bran et protéines de blé du milieu évier tout en puparia > 1 jour vieux flotteur19.</li>
	<li>Enlever les matières flottantes, puparia et certaines composantes moyennes avec une passoire et laver à travers une série de tamis (#5, #7, #12, #20) pour éliminer le milieu reste. Le tamis #12 recueille le puparia et le #20 garde des déchets solides de pénétrer dans le drain. Lavage puparia entre tamis avec un pulvérisateur de l’évier.</li>
	<li>Rincez puparia, dans le tamis #12, dans une casserole propre. Remplir le bac à ½ plein d’eau. Versez puparia flottant dans une passoire et laisser les excès d’eau s’écouler.</li>
	<li>Transfert égouttés puparia à écran de séchage avec ventilateur et laisser à sec (Figure 3).</li>
</ol>4. plateau nymphe, une méthode Alternative pour la collecte Puparia est une étagère Pupal18
NOTE : Le plateau est issu d’un morceau de coupe en plastique de l’extrémité d’un pan de plat 10 L (10,2 cm de hauteur x 10,2 cm de large x 31,9 cm de long).
<ol><li>Préparer le milieu comme décrit en 2.1. Support conique dans le moule de ~2.5 cm profond sur un bout de ~7.5 cm profond sur l’autre.</li>
	<li>
Poser le plateau sur le milieu dans la partie peu profonde de la moule d’élevage et ruban pour éviter les larves de ramper à côté de l’étagère (Figure 4).
	<ol>
<li>Saturer l’éponge (~14.5 x 9,0 x 4,5 cm3, cellulose régénérée) et l’envelopper dans un chiffon gorgés d’eau (30,5 x 42 cm2, coton) et la place sur le plateau environ un demi pouce du milieu.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Ajouter les oeufs comme indiqué au point 2.2 et procédez comme ci-dessus.
	<ol>
<li>Vérifier quotidiennement les casseroles pour vous assurer que l’éponge reste humide.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Rinçage puparia du plateau, éponge et chiffon dans un plat propre casserole et versez dans une passoire 14 jours après la ponte.</li>
</ol>5. contrôle de la qualité
<ol><li>Peser tous le puparia produite dans casserole (poids total).</li>
	<li>Isoler puparia 100, peser et placé dans une boîte de Pétri de 9 cm.</li>
	<li>Nombre et sexe adultes ~ 5 – 8 jours plus tard afin de déterminer le taux d’émergence et sex-ratio. Stocker Pétri avec des adultes a émergé dans un congélateur pour le comptage à une date ultérieure si nécessaire. Les mouches sont sexés par la forme de leurs yeux et de la largeur de la plaque fronto-orbital20 ou sous faible grossissement, les organes génitaux.</li>
	<li>Poids total record, poids de 100 puparia et le nombre de levées mâles et femelles adultes.</li>
</ol>6. préparation de sang
<ol><li>Recueillir le sang de bovin fraîche d’un abattoir local dans des seaux de 19 L contenant 70 g de citrate de sodium dihydraté tribasique dans 500 mL d’eau. Remuez vigoureusement pendant 5 à 10 min de sang et retournés au laboratoire.</li>
	<li>Souche sang à travers une passoire pour éliminer des caillots et partitionné en conteneurs de 2 L, étiquette avec la date de la collection et le magasin dans un congélateur (-20 ° C).</li>
	<li>Conteneur de retirer du congélateur et le placer dans le réfrigérateur 2 jours avant nécessaire. Sang peut être utilisé pour environ 2 semaines une fois décongelés et stockés au congélateur jusqu'à 1 an.</li>
</ol>7. adult Maintenance
<ol><li>Préparer les cages, fond de cage de ligne avec du papier de boucher pour faciliter le nettoyage.</li>
	<li>Placer 50 g des pupes de mouches à secs stables (~ 3 500) dans chaque cage. Eclose adultes quelques heures à quelques jours après la transformation pupale.</li>
	<li>Place un sang frais imbibés serviette féminine sur le dessus de chaque cage pour se nourrir. Commence à se nourrir dans les 24h d’eclosion adulte et répéter tous les jours jusqu'à un jour avant la ponte (9 à 10 jours après la levée).</li>
	<li>Après la ponte (section 1), placez la cage dans le congélateur pendant 4 à 8 h et puis nettoyer en retirant le papier, le rinçage des excréments sur les côtés et le plancher avec de l’eau chaude et frotter toutes les surfaces avec un détergent à lessive et eau de Javel. Rincer les cages à l’eau chaude et laisser pour sécher.</li>
</ol>

<ol><li>Cook, D. F., Dadour, I. R., Keals, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stable+fly%2C+house+fly+%28Diptera%3A+Muscidae%29%2C+and+other+nuisance+fly+development+in+poultry+litter+associated+with+horticultural+crop+production%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Econ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Stable fly, house fly (Diptera: Muscidae), and other nuisance fly development in poultry litter associated with horticultural crop production.</a> J. Econ. Entomol. 92 (6), 1352-1357 (1999).</li>
<li>Dominghetti, T. F., de Barros, A. T., Soares, C. O., Cançado, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stomoxys+calcitrans+%28Diptera%3A+Muscidae%29+outbreaks%3A+current+situation+and+future+outlook+with+emphasis+on+Brazil%5BTitle%5D)+AND+%22Rev.+Bras.+Parasitol.+Vet%22%5BJournal%5D)">Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil.</a> Rev. Bras. Parasitol. Vet. 24 (4), 387-395 (2015).</li>
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<li>Bailey, D. L., Whitfield, T. L., LaBrecque, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+biology+and+techniques+for+mass+producing+the+stable+fly%2C+Stomoxys+calcitrans+%28L.%29+%28Diptera%3A+Muscidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Med.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Laboratory biology and techniques for mass producing the stable fly, Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae).</a> J. Med. Entomol. 12 (2), 189-193 (1975).</li>
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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Les mouches stables se trouve dans une large variété de substrats dans la nature et peuvent être élevés dans de nombreux types de médias dans le laboratoire. Nous avons utilisé des copeaux de bois et de la vermiculite comme agents gonflants. La vermiculite a bien fonctionné, mais fait séparation puparia d’élevage moyennement difficile et était cher (~$0.60/pan). Peut-être à cause de la rigueur supplémentaire de séparation puparia du milieu, eclosion était également plus faible avec la vermiculite, 57 % contre 75 % pour l...

Les mouches stables, Stomoxys calcitrans (L.), sont des mouches hématophages dont les piqûres douloureuses perturbent le comportement de pâturage du bétail, causent des douleurs et souffrances aux animaux de compagnie et perturbent les activités récréatives humaines dans le monde entier. Immatures mouches stables se développent dans la fermentation de matière végétale, souvent contaminé par des déchets animaux. Cultures et modification des pratiques agronomiques ont produit des graves éclosions de mouches stables dans des résidus de cultures, légumes en Australie1, canne à sucre au Brésil2et ananas au Costa Rica,3. Bien que seulement 14 mouches stables par animal sont considérés comme le seuil économique4, observations de plus de 2 000 mouches par animal ont été faites au cours de récentes éclosions5. Ces niveaux d’infestation réduire la productivité hôte à près de zéro et peut causer la mortalité6. À la suite de flambées associées sur le plan agronomique, mouches stables reçoivent le regain d’intérêt et demande des colonies de laboratoire a augmenté de façon spectaculaire.
En ce qui concerne tous les holometamorphic insectes, mouches stables obtenir tous les éléments nutritifs nécessaires à sa croissance durant le stade immature ou larvaire. Par conséquent, un élément important d’un système d’élevage est l’alimentation larvaire ou le substrat. Les larves de mouches stables ont été observés dans un large éventail de substrats dans la zone7 et ils dépendent de la communauté microbienne du substrat8,9. Substrats naturels de larves sont principalement composées de décomposition ou de fermentation matériel végétatif souvent contaminés par des déchets azotés.
Pour l’élevage de laboratoire, des substrats de larves mouches stables sont généralement composées d’un matériau végétal et une source d’azote supplémentaire. Nombreux matériaux ont été utilisés pour un regime de larve mouche stable. La première alimentation larvaire a imité substrats naturels et inclus la fermentation paille d’avoine et de10,du fumier de cheval ou vache11. Sources de glucides incluent blé bran12,13,14, luzerne repas12,13,14 , et une formulation commerciale développée par Chemical Specialties Manufacturers Association (CSMA, 33 % du son de blé, farine de luzerne de 27 %, 40 % de levure granulés)13,14,15,16. Sources d’azote comprennent de suspension de levure12, de farine de poisson et de bicarbonate d’ammonium17. Gonflement des matériaux inertes figurent souvent dans les régimes dont avoine coques12, bagasse13, vermiculite16, copeaux de bois13,18 et granulés coques d’arachides14.
Des principaux objectifs de l’élevage de laboratoire sont de produire un produit qui est aussi physiologiquement similaire à « type sauvage » que possible, afin que des expériences en laboratoire produira des résultats reflétant celles des populations naturelles. Cela nécessite que l’élevage et la sélection être minimisé pour maintenir génétique, diversité et ressources nutritionnelles être comparables à ceux dans le domaine. Les objectifs secondaires sont à minimiser le travail et les dépenses. Une composante majeure de la réduction des dépenses est l’utilisation de composants d’alimentation disponibles localement. La mouche stable SYSTEME présenté d’élevage a été développée afin d’atteindre ces objectifs.

<table><tbody><tr><td>Diamalt</td><td>Premier Malt Products, Inc., Saddle Brook, NJ</td><td>2540</td><td></td></tr><tr><td>CSMA Média anti-mouches</td><td>Purina Animal Nutrition, Arden Hills, MN</td><td>5S6Z</td><td></td></tr><tr><td>Thin Maxi Pad</td><td>The Tranzonic Co., Cleveland, OH, USA</td><td>5001M</td><td></td></tr><tr><td>Calf Manna</td><td>MannaPro, Chesterfield, MO, États-Unis</td><td>Manna Pro</td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonate d’ammonium</td><td>Spectrum Chemical Manufacturing Corp, Gardena, CA</td><td>A1125</td><td></td></tr><tr><td>Son de blé, Coarse</td><td>Siemer Milling Company, Teutopolis, IL</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Copeaux de bois</td><td>Tractor Supply Company, Brentwood, TN</td><td>502770699</td><td></td></tr><tr><td>Farine de poisson</td><td>Consumer Supply Distributing, North Sioux City, SD</td><td>F1550</td><td></td></tr><tr><td>Cages pour adultes</td><td>All Aluminum Window Company, Lincoln, Ne</td><td>Custom</td><td>45 & fois ; 45 & fois ; 45 cm, 18 & fois ; 16 grillage en aluminium, accès jersey</td></tr><tr><td>9 & times ; 28 cm tissu de coton noir</td><td>Robert Kaufman Fabrics, Los Angeles, CA</td><td>K040-114</td><td>Egging tissu 10</td></tr><tr><td>L bacs à vaisselle en plastique</td><td>Rubbermaid, Saratoga Springs, NY</td><td>FG2951ARWHT</td><td></td></tr><tr><td>Stockinette, coton, rouleau de 12 pouces x 25 verges</td><td>Tex-Care Medical Company, Burlington, NC</td><td>91311-225</td><td></td></tr></tbody></table>

laboratoire d’élevage de mouches stable et autres diptères muscoid

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Les mouches stables, Stomoxys calcitrans, sont des ravageurs importants des animaux, les humains, animaux de compagnie et la faune dans le monde entier. Durant les dernières 20 années +, changements dans les pratiques agronomiques a entraîné de graves flambées de mouches stables dans plusieurs pays. Ces flambées perturbé la production animale et humaine loisirs aboutissant à des demandes de la population pour accroître les efforts de recherche et de la gestion de cet organisme nuisible. Une procédure simple et peu coûteuse pour l’élevage des mouches stables pour des études en laboratoire est présentée. La procédure utilise des fournitures, des équipements et des composants de l’alimentation disponible localement. La procédure peut être adaptée pour l’élevage des autres mouches muscoid dont mouche faciale (Musca autumnalis), mouche des cornes (Haematobia irritans) et mouche domestique (Musca domestica). La procédure produit puparia mouche stable, avec une moyenne de 12,5 mg et environ 35 % des œufs à la survie des adultes. Environ 3000 mouches sont produites dans chaque casserole.

Les larves pupariate 10 – 14 jours et les adultes émergent de 14 à 16 jours après la ponte. Générationnel, oeuf d’oeuf, est ~ 24 jours. Données d’élevage pour mai 2013 à janvier 2017 avec trois différents agents gonflants et deux colonies sont présentées à la Figure 5. Cottonwood a donné le meilleur rendement, 3867 ±1442 (<img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57341/57341eq1.jpg"> ± écart-type) pesant 12,5 mg 1,6 avec 74 ±19 % éclosion de nymphes pour la...

Une procédure pour l’élevage des mouches stables (Stomoxys calcitrans) est présentée. La procédure utilise des matériaux disponibles localement pour les composants de l’alimentation, de matériel et de fournitures.

Laboratoire d’élevage de mouches Stable et autres diptères Muscoid

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés en entomologie du bétail, telles que ce dont les mouches d’étable ont besoin pour se développer. Le principal avantage de cette technique est qu’elle est simple. Le support est composé de seulement quatre ingrédients.La propagation de Stomoxys calcitrans commence par la collecte d’œufs sur un stock de mouches. Il s’agit de préparer une tasse d’œufs. Trempez la pointe d’un chiffon dans un pot de 250 millilitres rempli d’eau à 40 degrés Celsius.Enroulez ensuite le chiffon autour de l’extérieur du pot et fixez le chiffon avec un élastique. Repliez l’extrémité libre du chiffon sur le dessus du pot pour limiter l’accès à l’eau. Placez maintenant cette tasse dans une cage de mouches âgées de huit à 10 jours.Après deux heures, les femelles gravides pondront suffisamment d’œufs pour la génération suivante. En règle générale, 2 500 mouches produisent de huit à 40 000 œufs en deux heures. Ensuite, à l’aide d’eau, rincez les œufs du chiffon d’œuf dans une petite casserole vide.Théoriquement, les œufs peuvent survivre dans l’eau pendant huit à 12 heures. Cependant, il est préférable de limiter le temps à cinq heures ou moins. Pour élever

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Fopius arisanus est un parasitoïde des œufs de larves de mouches des fruits Tephritidae qui est utilisé avec succès dans la lutte biologique contre ces ravageurs importants tropicales. Nous décrivons ici un protocole optimisé pour l'élevage de F. arisanus sur une petite échelle en utilisant des matériaux facilement disponibles.

Un protocole optimisé pour l&#39;élevage Fopius arisanus, Un parasitoïde des mouches des fruits Tephritidae

Nous avons proposé un système qui utilise des capteurs de pseudo-acoustique non invasives peu coûteuses optiques pour détecter automatiquement et avec précision, compter, et classer les insectes en fonction de leur son volant volant.

Insectes volants Détection et classification des capteurs peu coûteux

Ce manuscrit présente un protocole détaillé pour l’élevage, sur une base régulière, d’une population de Drosophila melanogaster à l’aide d’une cage à mouches.

Le maintien d&#39;un<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Population Cage

Une méthode pour l' élevage Drosophila melanogaster dans des conditions axéniques et gnotobiotiques est présenté. Fly embryons sont dechorionated dans l'hypochlorite de sodium, transférés de manière aseptique à l'alimentation stérile, et élevés dans des récipients fermés. Inoculant régime alimentaire et les embryons avec des bactéries conduit à des associations gnotobiotiques, et la présence bactérienne est confirmée par plaquage du corps entier homogénats drosophile.

L&#39;élevage du Fruit Fly<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Sous axéniques et gnotobiotique Conditions

L’objectif général de ces procédures est d’établir, de maintenir et d’actualiser une population captive de Eristalis tenax dans un contexte de recherche.

Élevage et entretien à long terme des syrphes Eristalis tenax pour études

Ce protocole décrit une méthode de microinjection que nous avons normalisé et utilisé depuis plusieurs années à livrer des quantités d’acides nucléiques spécifiques directement à l’hémolymphe des moustiques et des mouches domestiques. Ce protocole se traduit par la mortalité injection minime et permet des mesures de dose en corrélation de la fécondité.

DsRNA reproductible Microinjection et bioessais sur la ponte chez les moustiques et les mouches domestiques

Nous décrivons la méthodologie et l’importance de l’essai biologique d’application topique pour mesurer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques et les mouches des fruits. Le test présenté est à haut débit, utilise la masse d’insectes - permettant ainsi de calculer une dose létale relativisée en masse au lieu de la concentration - et a probablement une variabilité plus faible que d’autres méthodes similaires.

Essai biologique d’application topique pour quantifier la toxicité des insecticides pour les moustiques et les mouches des fruits

Cet article décrit l’entretien en laboratoire (y compris l’accouplement et l’alimentation) de la mouche diptère inférieur Bradysia (Sciara) coprophila.

Maintenance en laboratoire de la mouche des diptères inférieurs Bradysia (Sciara) coprophila : un organisme modèle nouveau/ancien émergent

Cet article décrit des protocoles détaillés pour l'entretien d'une colonie de laboratoire de Carausius morosus, incluant des procédures clés d'élevage, de manipulation des œufs, de soins aux jeunes éclos, des indicateurs représentatifs de performance, ainsi qu'un aperçu de la durée de vie de l'espèce et de ses caractéristiques biologiques.

Un protocole standardisé pour l'élevage de Carausius morosus (Phasmatodea, Insecta) en conditions de laboratoire

Les communautés microbiennes dans la Nature et de laboratoire - Interview

Découvrez une méthode simple d'élevage de Stomoxys calcitrans pour l'entomologie du bétail. Cette technique utilise des matériaux locaux et un milieu de quatre ingrédients pour faciliter la recherche sur le développement des larves.

Laboratoire d’élevage de mouches Stable et autres diptères Muscoid

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