Name: Évaluation vasculaires hyperperméabilité inducteurs enzymatiques de la peau avec le test de Miles (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-19T13:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 43 s
Description: Découvrez le test de Miles pour mesurer la perméabilité vasculaire cutanée chez la souris avec le bleu d'Évans. Cette méthode simple permet d'évaluer les agents inducteurs et d'explorer les voies de signalisation impliquées.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Nous remercions Laura Denti, Valentina Senatore et le personnel de l’unité de ressources biologiques à l’Institut d’ophtalmologie de l’UCL pour aide avec l’élevage de souris et Camille Charoy pour le support technique. Ce travail a été soutenu par une subvention du Conseil de recherches médicales (MR/N011511/1) C. Ruhrberg et une bourse d’étude British Heart Foundation PhD à J.T. Brash (FS/13/59/30649).

Tous les travaux d’animaux a été réalisée suite UK Home Office et des lignes directrices de bien-être des animaux et corps d’examen éthique (AWERB).
1. préparation souris
Remarque : Réaliser des expériences sur des souris adultes d’au moins 8 semaines d’âge, jusqu'à à l’âge de 6 mois. Afin de démontrer la reproductibilité technique et un calendrier cohérent pour chaque étape de cette procédure entre différents animaux, utiliser au minimum 2 et maximum de 6 souris pour chaque session expérimentale. Pour évaluer l’effet d’une mutation sur une substance induisant la perméabilité chez des souris génétiquement modifiées, idéalement, utiliser 2 souris mutantes et 2 contrôles de même portée par des expériences.
<ol><li>24 h avant l’hyperperméabilité vasculaire stimulante, anesthésier la souris à l’aide d’une inhalation appropriée anesthésique tels qu’isoflurane. Utiliser 3 % isoflurane pour l’induction de l’anesthésie, jusqu'à ce que le réflexe de redressement est perdu et la souris ne répond pas aux stimuli externes. Utiliser l’isoflurane 1,5 % pour l’entretien de l’anesthésie (veiller à ce que la souris a des taux respiratoires constants). Sous anesthésie, soigneusement raser les deux flancs de chaque souris avec un rasoir électrique, éviter les blessures de la peau. Remarque : L’anesthésie est utilisée pour éviter de causer un stress à l’animal et à minimiser le mouvement durant le rasage, ce qui peut entraîner des lésions cutanées.</li>
	<li>Retourner la souris rasée à sa cage maison. Pour les souris mâles, placez chaque mâle dans une cage individuelle après récupération anesthésie pour prévenir les combats et, par conséquent, endommager la peau. Chez les souris femelles, renvoyez-les dans un groupe à leur cage maison. Remarque : Si un comportement de combat est observé chez les souris mâles dans la cage, avant l’intervention, les séparer dans des cages individuelles pendant 3 jours avant l’expérience pour permettre d’éventuels dommages à la peau de guérir.</li>
	<li>Contrôler les souris jusqu'à ce qu’ils reprendre conscience (généralement en quelques secondes) et se déplacent autour de la cage (généralement moins de 1 min).</li>
</ol>2. intraveineux Evans Blue Dye
<ol><li>Dans un flux laminaire, préparer des solutions stériles distinctes du maléate de pyrilamine inhibiteur l’histamine (4 µg/µL de solution saline à 0,9 %) et du colorant bleu d’Evans (1 % p/v dans la solution saline à 0,9 %). Stériliser en passant les solutions au travers d’un filtre 22 µm.</li>
	<li>Utiliser une seringue stérile 1 mL avec une aiguille de 30 G à injecter par voie intrapéritonéale chaque souris avec 10 µL pyrilamine maléate solution/gramme de poids corporel (Figure 1 a). Pour effectuer la peau du cou injection, tout d’abord, le souris et puis basculez-la de sorte que la tête est dirigée vers le sol et de l’abdomen est dirigée vers le haut. Injecter dans les quadrants inférieurs de l’abdomen de la ligne médiane pour éviter de heurter la vessie. Remarque : Le poids des souris entre 8 semaines et 6 mois d’âge habituellement varie entre 15 et 30 g. maléate Pyrilamine inhibent la libération d’histamine endogène, ce qui favoriserait par ailleurs une fuite vasculaire indépendamment de l’agent à tester.</li>
	<li>Placez votre souris dans une chambre de chaleur de 37 ° C pendant 10 min promouvoir une vasodilatation. Sinon, utiliser une lampe de chaleur approprié axée sur la queue pour promouvoir une vasodilatation, si l’utilisation d’une lampe chauffante est autorisée par les directives éthiques locales.</li>
	<li>Déplacer une souris à la fois à une drisse de souris et frotter la queue avec l’éthanol à 70 % pour nettoyer la zone d’injection et de promouvoir davantage la vasodilatation.</li>
	<li>Utiliser une seringue stérile 1 mL avec une aiguille de 30G à administrer 100 µL bleu Evans par voie intraveineuse par l’intermédiaire de la veine caudale (Figure 1 b). Appliquer immédiatement la pression sur le site de l’injection en tenant la queue entre un doigt et le pouce pour empêcher les saignements. Remarque : La visualisation de la veine caudale peut être améliorée en dirigeant la lumière de la lampe vers la zone d’injection. On trouvera de plus amples détails sur l’exécution d’injections intraveineuses dans la veine de queue de souris dans un protocole publié18.</li>
	<li>Laissez le colorant à circuler pendant 30 min.</li>
</ol>3. stimuler l’hyperperméabilité vasculaire
<ol><li>À l’aide de solutions stériles dans une enceinte à flux laminaire, diluer l’agent induisant la perméabilité d’intérêt à une concentration qui permet la dose finale devant être livrés en un volume de 20 µL. Remarque : Dans l’expérience de l’exemple illustré à la Figure 1-Figure 2, que VEGFA est utilisé pour stimuler une hyperperméabilité vasculaire à une concentration de 2,5 ng/µL de PBS, ce qui donne une dose totale de 50 ng et PBS est utilisé comme un contrôle de véhicule.</li>
	<li>Chargez l’agent induisant la perméabilité de l’intérêt et le contrôle du véhicule dans 2 seringues stériles distinctes de 300 µL avec une aiguille de 31 G. Chargez une solution suffisante à injecter chaque souris avec 20 µL de la solution en trois exemplaires (c.-à-d. préparer 60 µL d’agent et de véhicule par la souris, plus un volume supplémentaire pour tenir compte de volume mort de l’aiguille).</li>
	<li>Anesthésier la première souris à tester à l’isoflurane (3 % pour l’induction de l’anesthésie jusqu'à ce que le réflexe de redressement est perdue et la souris ne répond pas aux stimuli externes et 1,5 % pour l’entretien de l’anesthésie, en vous assurant que la souris a des taux respiratoires constants).</li>
	<li>Injecter par voie intradermique 20 µL de l’agent favorisant la perméabilité dans le flanc de la souris (Figure 1). S’assurer que l’aiguille est à un angle de 15° sur la peau. Recherchez la formation d’une bulle soulevée au sein de la peau, ce qui indique une injection réussie. Répéter l’injection intradermique en 2 points supplémentaires, un moins de 1 cm de distance.</li>
	<li>Tourner la souris pour exposer le flanc 2e et répéter les injections en triple avec la solution de véhicule de contrôle. Enregistrer sur le papier, la position de chaque point d’injection pour faciliter leur identification pour la collecte ultérieure des échantillons de peau. NOTE : Gérer la peau de souris avec précaution à ce stade ; par exemple, ne pas pincer la peau lors de l’exécution des injections intradermiques.</li>
	<li>Retourner la souris injectée à sa cage maison et contrôler la souris jusqu'à ce qu’il récupère de la conscience (généralement en quelques secondes) et se déplace autour de la cage.</li>
	<li>Alors que la première souris récupère, immédiatement Répétez les étapes 3.3 et 3.5 avec la souris en deuxième, et ainsi de suite (jusqu'à 6 souris au maximum par session). Tenir un registre du temps que chaque souris a été injecté pour régler l’heure à laquelle passer à l’étape ultérieure.</li>
</ol>4. la quantification de bleu Evans accumulés dans le derme
<ol><li>Après avoir reçu les injections intradermiques, respectant l’ordre dans lequel les souris ont reçu une injection de réforme chaque souris par dislocation cervicale 20 min. Remarque : La durée de la perméabilité vasculaire peut varier selon l’agent induisant la perméabilité utilisé et, par conséquent, le temps entre l’injection intradermique et l’abattage peut besoin d’optimisation.</li>
	<li>Place chaque abattus souris sur son dos et son axe ses pieds sur une planche de Liège enveloppés avec un tissu propre (Figure 1).</li>
	<li>À l’aide de ciseaux émoussé, pratiquer une incision verticale d’environ 3-4 cm du bas du ventre jusqu'à la poitrine de la souris morte. Avec pince et scalpel, taquiner à la peau les deux flancs de révéler à la face interne du derme et des sites d’accumulation de bleu Evans (Figure 1E). Cerner la peau lâche et enlever la graisse provenant de régions autour du site de fuite avec un scalpel. Si nécessaire, prenez une photo représentative pour démontrer l’ampleur de la fuite de bleu Evans dans la peau.</li>
	<li>Régions de peau d’accise comprenant la fuite colorant bleu Evans pour chaque site à l’aide de pinces et un scalpel, injecté avec l’agent inducteur perméabilité ou le véhicule. Remarque : prendre soin de même taille des régions de la peau pour s’assurer que, à la 4.7 étape subséquente, une portion semblable du formamide volume va être adsorbée par chaque échantillon de la peau, permettant à la teinture extraite à diluer dans un volume semblable de formamide restant de l’accise . La carte d’injection notée à l’étape 3.5 aidera à définir la zone à être excisées.</li>
	<li>Placer chaque échantillon dans un tube de 1,5 mL et étiqueté en conséquence, en s’assurant que chaque échantillon repose sur le fond du tube. Stocker les échantillons à - 20 ° C jusqu'à l’utilisation ultérieure. Si le traitement immédiatement, suivez les étapes ci-dessous.</li>
	<li>Sécher les échantillons de peau toute la nuit en plaçant le tube ouvert dans une étuve ou dans le puits d’un bloc de chauffage à 55 ° C.</li>
	<li>Pour extraire le colorant bleu d’Evans, ajouter 250 µL de formamide désionisée dans les échantillons sous une hotte, fermer les tubes. S’assurer que les échantillons de peau sont tous couverts par la formamide et incuber pendant la nuit dans un four ou d’un bloc de chauffage à 55 ° C.</li>
	<li>Centrifuger les échantillons dans une centrifugeuse de paillasse à vitesse maximale (> 10 000 x g) pendant 40 min.</li>
	<li>Sous une hotte, transférer 100 µL de surnageant contenant du colorant chaque échantillon dans un puits distinct d’une plaque de 96 puits de fond transparent, plate (Figure 2 a).</li>
	<li>Pointe de mesure absorbance de bleu Evans à 620 nm avec une lecture de référence de 740 nm sur un spectrophotomètre. NOTE : 620 nm est l’absorbance de la pointe bleu d’Evans, alors que 740 nm n’est pas absorbé par bleu Evans et agit comme une longueur d’onde de référence.</li>
	<li>Moyenne des mesures d’absorbance des injections en triple du même mandataire ou véhicule pour chaque souris pour tenir compte de la variabilité de la technique (Figure 2 b).</li>
	<li>Calculer la différence de pli de lectures de l’agent inducteur perméabilité par le rapport de contrôle du véhicule (Figure 2).</li>
</ol>

<ol><li>Nagy, J. A., Benjamin, L., Zeng, H. Y., Dvorak, A. M., Dvorak, H. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascular+permeability%2C+vascular+hyperpermeability+and+angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Angiogenesis%22%5BJournal%5D)">Vascular permeability, vascular hyperpermeability and angiogenesis.</a> Angiogenesis. 11, 109-119 (2008).</li>
<li>Engelhardt, B. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/12955493">Development of the blood-brain barrier.</a> Cell and Tissue Research. 314, 119-129 (2003).</li>
<li>Ruhrberg, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growing+and+shaping+the+vascular+tree%3A+multiple+roles+for+VEGF%5BTitle%5D)+AND+%22Bioessays%22%5BJournal%5D)">Growing and shaping the vascular tree: multiple roles for VEGF.</a> Bioessays. 25, 1052-1060 (2003).</li>
<li>Risau, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+of+Endothelium%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+Journal%22%5BJournal%5D)">Differentiation of Endothelium.</a> FASEB Journal. 9, 926-933 (1995).</li>
<li>Strbian, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+blood-brain+barrier+is+continuously+open+for+several+weeks+following+transient+focal+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">The blood-brain barrier is continuously open for several weeks following transient focal cerebral ischemia.</a> Neuroscience. 153, 175-181 (2008).</li>
<li>Weis, S. M., Cheresh, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathophysiological+consequences+of+VEGF-induced+vascular+permeability%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Pathophysiological consequences of VEGF-induced vascular permeability.</a> Nature. 437, 497-504 (2005).</li>
<li>Campochiaro, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+pathogenesis+of+retinal+and+choroidal+vascular+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Retinal+and+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Molecular pathogenesis of retinal and choroidal vascular diseases.</a> Progress in Retinal and Eye Research. 49, 67-81 (2015).</li>
<li>Aman, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effective+Treatment+of+Edema+and+Endothelial+Barrier+Dysfunction+with+Imatinib%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Effective Treatment of Edema and Endothelial Barrier Dysfunction with Imatinib.</a> Circulation. , 126(2012).</li>
<li>Claesson-Welsh, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascular+permeability-the+essentials%5BTitle%5D)+AND+%22Upsala+J+Med+Sci%22%5BJournal%5D)">Vascular permeability-the essentials.</a> Upsala J Med Sci. 120, 135-143 (2015).</li>
<li>Schulte, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stabilizing+the+VE-cadherin-catenin+complex+blocks+leukocyte+extravasation+and+vascular+permeability%5BTitle%5D)+AND+%22Embo+Journal%22%5BJournal%5D)">Stabilizing the VE-cadherin-catenin complex blocks leukocyte extravasation and vascular permeability.</a> Embo Journal. 30, 4157-4170 (2011).</li>
<li>Heinolainen, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((VEGFR3+Modulates+Vascular+Permeability+by+Controlling+VEGF%2FVEGFR2+Signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">VEGFR3 Modulates Vascular Permeability by Controlling VEGF/VEGFR2 Signaling.</a> Circulation Research. 120, (2017).</li>
<li>Eliceiri, B. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+requirement+for+Src+kinases+during+VEGF-induced+angiogenesis+and+vascular+permeability%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Cell%22%5BJournal%5D)">Selective requirement for Src kinases during VEGF-induced angiogenesis and vascular permeability.</a> Molecular Cell. 4, 915-924 (1999).</li>
<li>Sun, Z. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((VEGFR2+induces+c-Src+signaling+and+vascular+permeability+in+vivo+via+the+adaptor+protein+TSAd%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">VEGFR2 induces c-Src signaling and vascular permeability in vivo via the adaptor protein TSAd.</a> Journal of Experimental Medicine. 209, 1363-1377 (2012).</li>
<li>Fantin, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((VEGF165-induced+vascular+permeability+requires+NRP1+for+ABL-mediated+SRC+family+kinase+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">VEGF165-induced vascular permeability requires NRP1 for ABL-mediated SRC family kinase activation.</a> Journal of Experimental Medicine. 214, 1049-1064 (2017).</li>
<li>Li, X. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((VEGFR2+pY949+signalling+regulates+adherens+junction+integrity+and+metastatic+spread%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">VEGFR2 pY949 signalling regulates adherens junction integrity and metastatic spread.</a> Nat Commun. 7, (2016).</li>
<li>Senger, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+cells+secrete+a+vascular+permeability+factor+that+promotes+accumulation+of+ascites+fluid%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Tumor cells secrete a vascular permeability factor that promotes accumulation of ascites fluid.</a> Science. 219, 983-985 (1983).</li>
<li>Miles, A. A., Miles, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascular+Reactions+to+Histamine%2C+Histamine-Liberator+and+Leukotaxine+in+the+Skin+of+Guinea-Pigs%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol-London%22%5BJournal%5D)">Vascular Reactions to Histamine, Histamine-Liberator and Leukotaxine in the Skin of Guinea-Pigs.</a> J Physiol-London. 118, 228-257 (1952).</li>
<li>Radu, M., Chernoff, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+in+vivo+Assay+to+Test+Blood+Vessel+Permeability%5BTitle%5D)+AND+%22Jove-J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">An in vivo Assay to Test Blood Vessel Permeability.</a> Jove-J Vis Exp. , e50062(2013).</li>
<li>Roth, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuropilin-1+mediates+vascular+permeability+independently+of+vascular+endothelial+growth+factor+receptor-2+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Signal%22%5BJournal%5D)">Neuropilin-1 mediates vascular permeability independently of vascular endothelial growth factor receptor-2 activation.</a> Sci Signal. 9, (2016).</li>
<li>Acevedo, L. M., Barillas, S., Weis, S. M., Gothert, J. R., Cheresh, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Semaphorin+3A+suppresses+VEGF-mediated+angiogenesis+yet+acts+as+a+vascular+permeability+factor%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Semaphorin 3A suppresses VEGF-mediated angiogenesis yet acts as a vascular permeability factor.</a> Blood. 111, 2674-2680 (2008).</li>
<li>Teesalu, T., Sugahara, K. N., Kotamraju, V. R., Ruoslahti, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((C-end+rule+peptides+mediate+neuropilin-1-dependent+cell%2C+vascular%2C+and+tissue+penetration%5BTitle%5D)+AND+%22P+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">C-end rule peptides mediate neuropilin-1-dependent cell, vascular, and tissue penetration.</a> P Natl Acad Sci USA. 106, 16157-16162 (2009).</li>
<li>Ho, V. C., Duan, L. J., Cronin, C., Liang, B. T., Fong, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Elevated+Vascular+Endothelial+Growth+Factor+Receptor-2+Abundance+Contributes+to+Increased+Angiogenesis+in+Vascular+Endothelial+Growth+Factor+Receptor-1-Deficient+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Elevated Vascular Endothelial Growth Factor Receptor-2 Abundance Contributes to Increased Angiogenesis in Vascular Endothelial Growth Factor Receptor-1-Deficient Mice.</a> Circulation. 126, (2012).</li>
<li>Chislock, E. M., Pendergast, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abl+Family+Kinases+Regulate+Endothelial+Barrier+Function+In+Vitro+and+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Abl Family Kinases Regulate Endothelial Barrier Function In Vitro and in Mice.</a> PLoS ONE. 8, e85231(2013).</li>
<li>Busch, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+ketamine+on+hypoxic+pulmonary+vasoconstriction+in+the+isolated+perfused+lungs+of+endotoxaemic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Anaesth%22%5BJournal%5D)">Effects of ketamine on hypoxic pulmonary vasoconstriction in the isolated perfused lungs of endotoxaemic mice.</a> Eur J Anaesth. 27, 61-66 (2010).</li>
<li>Sinclair, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+the+physiological+effects+of+alpha2-agonists+related+to+the+clinical+use+of+medetomidine+in+small+animal+practice%5BTitle%5D)+AND+%22Can+Vet+J%22%5BJournal%5D)">A review of the physiological effects of alpha2-agonists related to the clinical use of medetomidine in small animal practice.</a> Can Vet J. 44, 885-897 (2003).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun intérêt en conflit de déclarer.

Depuis sa première description en 1952,17, le dosage de Miles a fourni des chercheurs avec une méthode relativement rapide, simple et fiable pour étudier les mécanismes moléculaires de l’hyperperméabilité vasculaire. Par exemple, le dosage de Miles a été utilisé pour tester la capacité et/ou la puissance de différents agents pour induire l’hyperperméabilité19,20,21 ou pour tester l’efficacité de l’hyperperméabilité blocage agents8 ,22,23. Comme autre exemple, les agents qui induisent la perméabilité vasculaire ont été testés chez des souris génétiquement modifiées et leurs contrôles de même portée pour déterminer les exigences des récepteurs spécifiques et signal transduction de protéines pour l’hyperperméabilité induite par le ligand réponses10,11,12,13,14,15,20,23. Plusieurs versions modifiées du dosage Miles ont depuis été utilisées, par exemple en ce qui concerne le traceur utilisé. Ainsi, le bleu Evans a été substitué dans certaines études avec fluorescence-étiquetée dextrans de différentes tailles ou microsphères11,13.
Le principal avantage de l’essai de Miles sur autres épreuves pour enquêter sur les mécanismes de l’hyperperméabilité vasculaire est qu’il est relativement facile à réaliser et ne nécessite pas de matériel coûteux. En outre, comme une technique in vivo , ce dosage modèles une fuite vasculaire dans le contexte des vaisseaux sanguins intacts, par opposition à la mesure des fuites par in vitro tests tels que trans bien des essais de flux ou trans endothélial résistance électrique ( Essais de TEER), qui, seul, l’accent sur la monocouche endothéliale. Les dosages alternatives in vivo d’hyperperméabilité vasculaire peuvent différer de l’essai de Miles décrite ici en utilisant un itinéraire de livraison différente de l’agent inducteur hyperperméabilité ou en analysant une fuite vasculaire à différents endroits, pour exemple de délivrance systémique d’un agent via la veine caudale, suivie d’une fuite vasculaire examen dans les poumons ou la trachée11,13,15. Une des limites de l’essai de Miles sont que l’injection intradermique de certains agents peut, en principe, influencent également la tension artérielle et le débit en plus de la rupture de la barrière endothéliale et, par conséquent, influer sur la perméabilité vasculaire aussi indirectement. Néanmoins, ce dosage a été récemment montré pour mesurer la perméabilité vasculaire induite par le VEGF-A indépendamment des effets sur la pression artérielle systémique15. Une autre limite de l’essai de Miles, c’est que les lits vasculaires dans différents tissus peuvent répondre différemment aux agents favorisant la perméabilité et les résultats obtenus avec un dosage de Miles dans la peau, donc peut-être pas représentant, par exemple, de ce qui se passe dans le poumons ou du cerveau.
Âge et le poids de l’animal peuvent influencer la fuite observée dans l’essai de Miles. Pour minimiser l’effet de ces variables, les chercheurs devraient utiliser la même portée ou de même taille et âgés de souris sous forme de contrôles. Lors de l’évaluation des souris mutantes pour un gène d’intérêt, souris doivent être générés par un hétérozygote par rapport aux reproducteurs hétérozygotes stratégie et type sauvage de même portée utilisée comme témoins. Par ailleurs, il est conseillé d’utiliser les anesthésiques gaz rapidement réversible, comme l’isoflurane, afin d’éviter une vasoconstriction, ce qui a été décrit pour certains médicaments anesthésiques administrés par injections parentérales24,25. L’injection de bleu Evans dans la veine latérale queue de souris est une étape essentielle dans le présent protocole et peut grandement influencer la qualité de l’expérience et les données. Ainsi, les chercheurs doivent être compétentes dans l’exercice de queue veine injections et fera probablement besoin d’une expérience antérieure ou la pratique avant de débuter que les milles d’analyse des expériences. Sinon, chercheurs peuvent utiliser autres voies intraveineuse pour livrer Evans blue, telles que l’injection rétro-orbitaire s’ils sont expérimentés avec elle. Injection intradermique de favorisant la perméabilité solutions peuvent endommager agent indépendant à la peau. Par conséquent, injections intradermiques ne doit pas dépasser 20 µl volume, devraient toujours être effectuées en présence de l’inhibiteur de l’histamine et normalisées à injections de contrôle de véhicule.
Le dosage de Miles a été utilisé par de nombreux chercheurs d’évaluer les composantes de la voie signalisation de VEGF-A, par exemple, parce que la perméabilité vasculaire induite par VEGF-A cause d’ascite chez cancer patients16 et nuire à la vision de le œdème dans plusieurs néovasculaire sur la maladie de le œil7. Ainsi, nous et autres avons utilisé le test de Miles pour comparer le VEGF-A provoqué une fuite vasculaire chez les souris qui ont été génétiquement modifiés pour manque de composants spécifiques du VEGF-A signalisation cascade12,13,14, 15 , 20 , 23. notre étude récente utilisant cette approche, a révélé que l’isoforme VEGF-A pathologique principal VEGF165, signaux grâce à un complexe de VEGFR2 et NRP1, dans lequel le domaine cytoplasmique NRP1 favorise l’activation induite par la kinase ABL des kinases de la famille SRC pour évoquer une hyperperméabilité réponse14. VEGFA aussi favorise la croissance des vaisseaux sanguins et pourrait, par conséquent, être utilisé thérapeutiquement pour restaurer le flux sanguin vers les tissus ischémiques si ses activités hyperperméabilité pouvaient être inhibées spécifiquement. Recherche élucider le mécanisme moléculaire qui oriente le VEGF-A les réponses des cellules endothéliales vasculaires vers hyperperméabilité vasculaire pourrait, par conséquent identifier les voies qui peuvent être manipulées de manière sélective pour inhiber pathologique oedème de VEGF-A induit dans les maladies, comme le cancer ou les maladies ischémiques oculaires. Le dosage de Miles continuera sans doute à être une méthode utile pour étayer ces et beaucoup d’autres types d’études fonctionnelles d’élucider moléculaires responsables de la réglementation et les effecteurs de l’hyperperméabilité vasculaire.

La fonction première du système cardio-vasculaire est de permettre le transfert des gaz, des nutriments et des déchets produits entre la circulation et les tissus dans tous les organes. Les vaisseaux sanguins ont des niveaux de certains organes de perméabilité basale pour permettre ces échanges1. Par exemple, les vaisseaux sanguins dans les reins sont très perméables, alors que la barrière hémato encéphalique constitue une interface hautement impénétrable serré2,3,4. Les cellules endothéliales qui forment la paroi interne des vaisseaux sanguins constituent une barrière physique entre la circulation et les tissus sous-jacents et réglementent la perméabilité vasculaire de manière spécifiques d’organes. Toutefois, certains stimuli provoque une rupture partielle de la barrière endothéliale pour augmenter l’extravasation fluide de la circulation dans l’interstitium au-dessus du taux de base1. Cette hyperperméabilité est observée, par exemple, sur les sites de traumatisme tissulaire, une inflammation, des tumeurs, au cours de septicémie, yeux atteints de DMLA néovasculaire maladie ou dans le cerveau et le coeur, l’ischémie tissulaire se produit en raison d’un accident vasculaire cérébral ou un infarctus du myocarde, respectivement 5 , 6 , 7 , 8. Lorsque chroniquement élevé, hyperperméabilité conduit à un oedème, qui provoque des lésions tissulaires, tels que la perte de la vision à le œil la maladie9. Modélisation de la réponse de l’hyperperméabilité vasculaire est donc souhaitable pour comprendre les mécanismes qui augmentent la perméabilité endothéliale et de tester l’efficacité des agents conçus pour empêcher cela.
L’essai de Miles est une technique relativement simple, bien établie et couramment utilisée qui mesure une fuite vasculaire en vivo comme une mesure de substitution de l’hyperperméabilité vasculaire. Même s’il ne prend pas en compte les facteurs qui peuvent augmenter la perméabilité vasculaire indépendamment de règlement de la barrière endothéliale, tels que la pression sanguine ou la circulation sanguine, de mélange, le dosage de Miles est généralement considéré pour fournir une méthode fiable pour évaluer le perméabilité-modulation de l’activité des substances et identifier les signalisation des médiateurs qui favorisent leur activité. Par conséquent, le test de Miles a été partie intégrante de nombreuses études qui ont identifié des médiateurs de l’hyperperméabilité vasculaire et leurs mécanismes d’action10,11,12,13, 14,15, tel que le facteur de croissance endothélial vasculaire VEGF-A, qui a été initialement identifiée comme étant le facteur de perméabilité vasculaire VPF16.
Initialement développé par Miles et des Miles pour étudier la perméabilité vasculaire en cobayes17, leur dosage a été par la suite adapté à l’utilisation de souris, qui sont maintenant l’organisme modèle de choix pour élucider les mécanismes moléculaires de la perméabilité vasculaire règlement en raison de leurs qualités exquises de manipulation génétique. En bref, bleu Evans est par voie intraveineuse injectées à des souris adultes et autorisés à circuler pendant 30 minutes (Figure 1). Perméabilité-inducteurs enzymatiques, par opposition à contrôle de véhicule sont ensuite par voie intradermique injectées dans des sites multiples sur l’opposition des flancs de la souris pour induire la fuite vasculaire (Figure 1). Par conséquent, lié à l’albumine bleu Evans extravasates et s’accumule dans le derme (Figure 1). Après la souris d’abattage sans cruauté, bleu Evans est extraite à partir du derme et le niveau de fuite vasculaire calculé comme un rapport de test substance pour véhicule-induite par la densité optique (Figure 2).

<table><tbody><tr><td>Sel de maléate de pyrilamine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5514-5G</td><td>Remettre en suspension dans le PBS</td></tr><tr><td>Formamide désionisé</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S4117</td><td>Utilisation dans la sorbonne</td></tr><tr><td>Microlance Aiguilles 30g x 0.5"</td><td>BD&nbsp ;</td><td></td><td></td>305106</tr><tr><td>Plastipak stérile 1ml Luer</td><td>BD&nbsp ;</td><td></td><td></td>309659</tr><tr><td>Seringues stériles MicroFine 0,3 ml - 8 mm - 30 G ;</td><td>BD&nbsp ;</td><td></td><td></td>324826</tr><tr><td>Evans bleu</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E2129</td><td></td></tr><tr><td>Souris de contention</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chambre chauffante</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tondeuse à</td><td></td><td></td><td></td>cheveux</tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Merial</td><td>ap/drugs/220/96</td><td></td></tr><tr><td>Scalpal&nbsp ;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux</td><td></td><td></td><td></td>émoussés</tr><tr><td>Pinces</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tubes</td><td></td><td></td><td></td>d’Eppendorf</tr><tr><td>Bloc</td><td></td><td></td><td></td>chauffant</tr><tr><td>Planche</td><td></td><td></td><td></td>en liège</tr><tr><td>Centrifugeuse</td><td></td><td></td><td></td>réfrigérée de paillasse</tr><tr><td>Recombinant Facteur de croissance de l’endothélium vasculaire 165</td><td>Reliatech</td><td>M30-004</td><td></td></tr></tbody></table>

Évaluation vasculaires hyperperméabilité inducteurs enzymatiques de la peau avec le test de miles

Evaluating Vascular Hyperpermeability-inducing Agents in the Skin with the Miles Assay

La fonction première de l’endothélium vasculaire chez les organismes vertébrés est de servir comme une barrière entre le sang et chaque tissu du corps, auquel cas la perméabilité de l’endothélium de globules, macromolécules de plasma et d’eau peut être adaptée selon le besoin physiologique. Dans certaines maladies, cytokines et facteurs de croissance sont libérés qui ciblent la barrière endothéliale pour augmenter temporairement la perméabilité vasculaire ; Toutefois, leur présence prolongée peut provoquer une hyperperméabilité vasculaire chronique et œdème ainsi nocifs pour les tissus. L’essai de Miles est une technique in vivo qui permet aux chercheurs d’étudier l’hyperperméabilité vasculaire grâce à la mesure de la procuration de perméabilité vasculaire. Ici, nous fournissons un protocole détaillé sur la façon d’effectuer cette procédure chez la souris, qui est l’organisme modèle le plus couramment utilisé pour étudier les mammifères physiologie et pathologie. La procédure consiste en l’injection intraveineuse de bleu Evans d’étiqueter l’albumine circulante, suivie de multiples injections intradermiques de perméabilité-inducteurs enzymatiques et solutions de contrôle de véhicule en s’opposant à flancs de la souris. En conséquence, bleu Evans s’infiltre progressivement dans le derme, où il s’accumule et peut être extrait pour la quantification en fuite induite par l’agent induisant la perméabilité par rapport au véhicule. Le dosage de Miles peut être effectué chez le type sauvage ou génétiquement modifié des souris modèles et peut être combiné avec la FDA afin d’étudier les mécanismes moléculaires qui régissent la perméabilité vasculaire et identifient des agents/cibles capables d’induire ou de blocage hyperperméabilité.

Nous avons utilisé le test de Miles pour évaluer la capacité du VEGF-A à induire une fuite vasculaire par rapport au contrôle du véhicule (PBS) chez les souris C57/Bl6 de type sauvage. Ici, nous montrons une expérience représentative avec une souris de type sauvage stimulées avec injection intradermique de 20 µL de solution contenant 50 ng de VEGF-A à PBS ou PBS de véhicule seulement. Une nette augmentation de fuite du colorant bleu Evans dans des échantillons de peau injecté avec le VEGF-A comparé à PBS a été apparente in situ (Figure 1E) et après extraction du colorant en formamide (Figure 2 a). Quantification de multiples expériences montre que 50 ng de VEGF-A induit significativement plus Evans bleu fuite que PBS seul (Figure 2 b), avec en moyenne 3 fois augmenter dans une fuite vasculaire par rapport au véhicule (Figure 2).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57524/57524fig1.jpg"> Figure 1 : Induction de la perméabilité vasculaire dans le dosage Miles. Représentation schématique (panneaux supérieure) et les images correspondantes (panneaux de fond) des étapes Lorsque vous effectuez le test de Miles chez la souris. (A) Pyrilamine maléate est injecté par voie intrapéritonéale pour empêcher la libération d’histamine endogène de 10 à 30 minutes avant l’injection par voie intraveineuse (B) de 100 µl 1 % Evans bleue dans la queue de la veine de la souris. (C) 30 min plus tard, vasculaire fuite est induite par l’injection intradermique de l’agent (50 ng de VEGF-A ; vert cercles) par opposition à contrôle de véhicule (PBS ; cercles blancs). (D, E) Pour accéder aux sites d’accumulation de bleu Evans, la souris est de qualité inférieure à 20 minutes après les injections intradermiques et la peau de deux flancs disséqué et cloué. i.p. : intrapéritonéale ; i.v. : par voie intraveineuse ; n° de pièce : intradermique ; échelle de barres, de 1 cm. <a href="/files/ftp_upload/57524/57524fig1large.jpg" target="_blank">s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57524/57524fig2.jpg"> Figure 2 : Quantification de la perméabilité vasculaire dans le dosage de Miles. (A) Evans de teinture bleue est extraite en formamide provenant d’échantillons de peau prélevés à chaque injection intradermique à la Figure 1 et chargé dans une plaque à 96 puits d’absorption de lecture avec un spectrophotomètre. (B, C) Représentation graphique des lectures absorbance de multiples expériences en traçant soit (B) l’absorbance normalisé les valeurs (densité optique, OD) de l’agent inducteur de perméabilité (VEGF-A ; sombre vert cercles) et véhicules (PBS ; gris les cercles), ou (C) le pli change dans OD pour l’agent contre véhicule (barres d’erreur : SEM). Les mesures d’absorbance des PBS en triple et échantillons de VEGF-A montré en (A) sont en moyenne et inscrits à (B, C) comme des cercles blancs ou verts, respectivement. <a href="/files/ftp_upload/57524/57524fig2large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>

Nous présentons ici un protocole visant à mesurer la perméabilité vasculaire induite par l’administration intradermique des agents favorisant la perméabilité dans la peau de souris. Cette technique peut servir à déterminer la capacité des molécules à promouvoir ou à inhiber une fuite vasculaire ou d’étudier les mécanismes moléculaires qui régissent la perméabilité vasculaire.

Évaluation vasculaires hyperperméabilité inducteurs enzymatiques de la peau avec le test de Miles

The primary function of the vascular endothelium in vertebrate organisms is to serve as a barrier between the blood and each tissue of the body, whereby ...

L’objectif global de cette procédure est de mesurer la fuite vasculaire dans le derme de la souris qui est induite par l’injection intradermique d’agents favorisant la perméabilité. Cette procédure peut aider à répondre à des questions clés sur la régulation de la perméabilité vasculaire in vivo, telles que quelles molécules peuvent stimuler ou inhiber les fuites vasculaires et quelles sont les voies de signalisation impliquées. Le principal avantage de cette procédure est qu’elle est rapide et relativement simple, et qu’elle utilise principalement des réactifs et des matériaux de laboratoire courants.Les implications de cette technique s’étendent au traitement des maladies avec œdème pathologique. En particulier, les chercheurs peuvent utiliser ce test pour identifier de nouvelles cibles moléculaires et pour tester des médicaments pertinents pour leur capacité à inhiber la perméabilité vasculaire de manière relativement rapide et simple. Préparez des solutions séparées de l’inhibiteur d’histamine, le maléate de pyrilamine, et du colorant bleu Evans, tous deux dans une solution saline à 0,9 %.Ensuite, en travaillant dans une armoire à flux laminaire, stérilisez les solutions en les passant à travers un filtre de 0,22 micromètre. Chargez les deux solutions dans des seringues séparées d’un millilitre équipées d’aiguilles de calibre 30. Ensuite, ébouriffez la souris.Inclinez ensuite la souris de manière à ce que la tête soit dirigée vers le sol et l’abdomen vers le haut. Une fois la souris positionnée, administrez 10 microlitres par gramme de poids corporel de solution de maléate de pyrilamine par injection intrapéritonéale. Ensuite, afin de favoriser la vasodilatation, placez la souris dans une chambre chauffante à 37 degrés Celsius pendant 10 minutes.Déplacez ensuite la souris vers un dispositif de contention de souris. Ensuite, frottez la queue avec de l’éthanol à 70 % pour une vasodilatation supplémentaire. Administrer 100 microlitres de solution de colorant bleu Evans par voie intraveineuse par la veine de la queue.Pour éviter les saignements, tenez rapidement la queue entre un doigt et le pouce et appliquez une pression au site d’injection. L’injection intraveineuse d’Evans Blue Dye dans la veine de la queue de la souris est une étape difficile et critique de cette procédure. Par conséquent, il est essentiel que les chercheurs soient compétents pour effectuer cette injection avant de procéder à la suite de la procédure.L’établissement de la compétence nécessitera une pratique préalable. Utilisez des solutions stériles de solution saline tamponnée au phosphate pour diluer le réactif VEGF de sorte que le volume final de la dose soit de 20 microlitres. Chargez ensuite le réactif induisant la perméabilité VEGF et la commande du véhicule dans deux seringues séparées de 300 microlitres équipées d’aiguilles de calibre 31.Maintenez l’aiguille à un angle de 15 degrés avec la peau et injectez 20 microlitres de VEGF par voie intradermique dans le flanc de la souris. Localisez une bulle en relief dans la peau pour valider l’efficacité de l’injection. Effectuez des injections intradermiques à deux sites supplémentaires distants d’au moins un centimètre.Tournez ensuite la souris pour exposer le deuxième flanc et répétez les injections triples avec la solution de véhicule. Tenez un registre sur papier pour chacun des sites d’injection et l’heure à laquelle la procédure d’injection est terminée. Transférez ensuite la souris dans la cage d’accueil.Continuez à surveiller la souris jusqu’à ce qu’elle reprenne conscience et commence à se déplacer dans la cage. Laissez agir la solution VEGF pendant 20 minutes avant d’appeler la souris. À ce stade, injectez séquentiellement VEGFA et Vehicle chez toutes les souris en suivant la même procédure.Après 20 minutes, placez chaque souris euthanasiée sur le dos et épinglez ses pattes sur un tableau en liège enveloppé dans un mouchoir propre. Ensuite, à l’aide de ciseaux émoussés, faites une incision verticale de trois à quatre centimètres de long du bas-ventre à la poitrine de la souris morte. Ensuite, utilisez des pinces et un scalpel pour taquiner la peau des deux côtés du flanc.Utilisez le scalpel pour enlever toute graisse si présente dans les régions autour du site de fuite. Ensuite, utilisez la pince et le scalpel pour exciser les régions de la peau avec le colorant Evans Blue qui a fuité. Les régions cutanées excisées doivent être de taille similaire.Transférez les échantillons de peau dans des tubes de 1,5 millilitre et étiquetez-les en conséquence. Séchez l’échantillon en plaçant le tube ouvert dans un bloc de chaleur pendant la nuit. Une fois le séchage terminé, ajoutez 250 microlitres de formamide désionisé à l’échantillon dans une hotte.Fermez le couvercle du tube et placez-le dans un bloc de chaleur pendant la nuit pour extraire le colorant Evans. Centrifugez les échantillons à 10 000 g ou plus pendant 40 minutes dans une centrifugeuse de paillasse. Après la centrifugation, transférez 100 microlitres de chaque surnageant contenant un colorant de l’échantillon centrifugé dans les puits d’une plaque à 96 puits fonctionnant dans une hotte.Lire l’absorbance d’Evans Blue à l’aide d’un spectrophotomètre. Pour étudier les fuites vasculaires induites par le VEGF, la souris est injectée avec 50 nanogrammes de VEGFA dans une solution saline tamponnée au phosphate ou uniquement dans une solution saline tamponnée au phosphate comme véhicule. L’image montre une augmentation de l’accumulation de colorant Evans Blue dans les échantillons de peau injectés avec le VEGFA par rapport au contrôle du véhicule in situ.Cette image sur plaque de 96 puits montre le colorant bleu Evans chargé extrait en formamide de l’échantillon de peau. Ce graphique montre les valeurs d’absorbance normalisées des échantillons de contrôle VEGFA et de véhicules uniquement. Le graphique montre que l’injection de 50 nanogrammes de VEGFA augmente considérablement la fuite du colorant Evans par rapport au véhicule seul.Ce graphique est obtenu après avoir quantifié les variations de pli de la densité optique pour le VEGFA par rapport aux échantillons de véhicules. Le graphique montre une augmentation moyenne de trois fois de la fuite vasculaire après l’administration de VEGFA par rapport au véhicule seul. Une fois maîtrisé, le segment principal de cette technique peut être réalisé en deux heures s’il est exécuté correctement.Lors de l’exécution de cette procédure, il est important de normaliser les fuites vasculaires induites par l’agent en les fuites vasculaires induites par le véhicule afin de tenir compte des fuites vasculaires non spécifiques et des variations entre les souris. Cette procédure peut être combinée avec d’autres méthodes telles que l’administration de médicaments afin de répondre à des questions telles que la possibilité de cibler une protéine pour inhiber la perméabilité vasculaire. Après son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la biologie vasculaire pour explorer les mécanismes moléculaires de l’hyperperméabilité vasculaire chez les souris génétiquement modifiées, en identifiant les composants de signalisation clés nécessaires aux fuites vasculaires.Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’induire et de mesurer les fuites vasculaires dans le derme de la souris.

evaluating-vascular-hyperpermeability-inducing-agents-skin-with-miles

Research

Recherche

JoVE Journal

Biology

Biologie

La capillaroscopie est un non-invasive, la méthodologie relativement peu coûteux pour visualiser directement la microcirculation. La technique de l'écoulement du sang fournit l'avant-bras acceptées mesures non invasives de la fonction endothéliale.

Non-invasive d&#39;évaluation de la fonction endothéliale microvasculaire et

Un<em&gt; In vivo</emTest&gt; Tester la perméabilité des vaisseaux sanguins

Le présent article décrit les considérations méthodologiques pour plusieurs évaluations non invasives de la fonction vasculaire et de la morphologie qui sont couramment utilisées dans la recherche médicale pour évaluer les différents stades de l’athérosclérose.

Une approche méthodologique pour les évaluations non invasifs de la fonction vasculaire et de morphologie

La technique Landis modifiée permet de mesurer par appariement la conductivité hydraulique de microvaisseaux individuels dans le mésentère de rats normaux et génétiquement modifiés dans des conditions de contrôle et d’essai à l’aide de techniques de microperfusion. Il s’agit d’une méthode pratique pour évaluer les mécanismes qui régulent la perméabilité des microvaisseaux et les échanges transvasculaires dans des conditions physiologiques.

Microperfusion Technique chargé d&#39;enquêter sur le règlement des microvaisseaux perméabilité au Rat Mesentery

Nous décrivons deux méthodes pour évaluer la perméabilité vasculaire transitoire liée au microenvironnement de tumeur de la fonction de porte de métastasie (TMEM) et de l'intravasation de cellules cancéreuses utilisant l'injection intraveineuse du poids moléculaire élevé (155 kDa) dextran chez les souris. Les méthodes incluent l'imagerie intravitale chez les animaux vivants et l'analyse des tissus fixes à l'aide de l'immunofluorescence.

Évaluation du microenvironnement tumoral de la perméabilité vasculaire médiée par la voie de la metastasie associée à la dissémination des cellules cancéreuses à l'aide de l'imagerie intravitale et de l'analyse des tissus fixes

Le protocole décrit l’utilisation de la myographie de fil pour évaluer la tension isométrique transmurale des artères mésentériques isolées des souris, avec une prise en considération spéciale de la modulation par des facteurs libérés des cellules endothéliales et des tissus adipeux périivasculaires.

Évaluation de la réactivité de la tonalité vasculaire à l’aide d’artères mésentériques isolées avec focalisation sur la modulation par les tissus adipeux Perivasculaires

Dans le présent protocole, la fonction de barrière endothéliale de la glande sous-maxillaire (SMG) a été évaluée en injectant différents traceurs fluorescents pondérés moléculairement dans les veines angulaires de modèles animaux testés in vivo sous un microscope à balayage laser à deux photons.

In vivo Détection de perméabilité vasculaire dans la glande sous-maxillaire de souris

La méthode présentée ici permet d’évaluer l’effet des réactifs sur l’angiogenèse ou la perméabilité vasculaire in vivo sans coloration. La méthode utilise l’injection de dextran-FITC via la veine de la queue pour visualiser les néo-vaisseaux ou les fuites vasculaires.

Essai de bouchon de gel matriciel in vivo modifié pour les études d’angiogenèse

La microdialyse intradermique est une technique peu invasive utilisée pour étudier la fonction microvasculaire dans la santé et la maladie. Les protocoles dose-réponse et de chauffage local peuvent être utilisés pour cette technique afin d’explorer les mécanismes de vasodilatation et de vasoconstriction dans la circulation cutanée.

Microdialyse intradermique : une approche pour étudier les nouveaux mécanismes du dysfonctionnement microvasculaire chez l’homme

Le présent travail vise à servir de guide pratique permettant aux chercheurs de préparer leurs propres dispositifs DMAP en utilisant la méthode de moulage par solvant, également appelée micromoulage, et d’effectuer une caractérisation de base.

Patchs à microaiguilles dissolvables fabriqués par la technique de moulage au solvant et caractérisation essentielle des dispositifs biomédicaux à microaiguilles

Découvrez le test de Miles pour mesurer la perméabilité vasculaire cutanée chez la souris avec le bleu d'Évans. Cette méthode simple permet d'évaluer les agents inducteurs et d'explorer les voies de signalisation impliquées.

Évaluation vasculaires hyperperméabilité inducteurs enzymatiques de la peau avec le test de Miles

Explorer plus de vidéos