Name: Un modèle de glaucome induit par la Suture Circumlimbal chez le rat et la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-10-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min
Description: Apprenez à induire une hypertension oculaire chronique chez le rat et la souris par suture circumlimbale pour étudier le glaucome. Cette méthode réversible permet d'analyser la détérioration des cellules ganglionnaires rétiniennes et les mécanismes de récupération oculaire.

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Ce travail est financé par la National Health et subvention de projet du Medical Research Council of Australia (1046203), Australian Research Council avenir Fellowship (FT130100338).

Toutes les procédures expérimentales ont été menées selon le Code de pratique australienne pour le soin et l’utilisation des animaux à des fins scientifiques, défini par la National Health and Medical Research Council en Australie. Approbation éthique a été obtenue de la Commission d’éthique de l’Animal Institut Howard Florey (agrément n° 13-044-UM et 13-068-UM pour les rats et les souris, respectivement).
1. mesure de la pression intraoculaire chez le rat éveillé
<ol><li>Régler le tonomètre de rebond du laboratoire à la rat. Emmailloter le rat éveillé dans un morceau de chiffon doux pour calmer l’animal. Exposer la tête et du cou. Doucement, maintenir le torse dans une main, avec le dos de l’animal au repos contre la poitrine de l’enquêteur. Remarque : Anesthésie topique n’est pas nécessaire.</li>
	<li>Utilisez l’autre main pour apporter le tonomètre de rebond près oeil de rat, alors que la pointe de la sonde de l’IOP est environ 2-3 mm loin d’et perpendiculaire à l’apex cornéen. Utiliser la main droite pour mesurer le IOP dans le œil droit de l’animal et la main gauche pour le œil gauche.</li>
	<li>Attendez quelques secondes pour le rat pour calmer et appuyez une fois sur le bouton de mesure. Observer que l’extrémité de la sonde IOP frapper doucement l’apex cornéen une fois ; et d’entendre le bip du tonomètre rebond une fois. Remarque : Un seul bip du tonomètre confirme mesure réussie, ce qui peut être lu à partir de l’écran LCD. Un double bip indique une erreur de mesure. Erreurs de mesure peuvent découlent de facteurs tels que la distance de travail inapproprié entre la sonde et la cornée, une inclinaison excessive dans l’orientation du tonomètre, ou la sonde, suppression de la paupière ou une partie non centrale de la cornée. Consulter le manuel du tonomètre rebond du fabricant pour plus de détails au sujet des erreurs de mesure.</li>
	<li>Répétez l’étape 1.3 dix fois à intervalle de 1-2 seconde, ces mesures de dériver une valeur moyenne de la PIO pour ce point dans le temps. Réinitialiser le tonomètre après la lecture deth 5.</li>
	<li>Pour la série surveillance, mesurer IOP en même temps de la journée et sous un éclairage uniforme pour réduire au minimum la variation due à la diurne IOP cycle20,21.</li>
</ol>2. mesure de la pression intraoculaire chez des souris conscientes
<ol><li>Réglez le tonomètre de rebond à la souris selon les instructions du fabricant.</li>
	<li>Pour empêcher la souris à la main, placez votre souris sur un gril de cage et tirer doucement vers l’arrière sur la queue. Remarque : Cela va amener l’animal pour une adhérence sur la grille métallique avec ses pattes avant et essayer de se tirer vers l’avant, qui s’étire un peu son corps.<ol>
<li>Utilisez l’autre main pour saisir la peau lâche immédiatement derrière les oreilles. Fixez le bas du corps de l’animal en tenant la queue entre l’annulaire et le majeur (ou entre le petit doigt et votre paume). NOTE : Essayez de ne pas saisir la peau trop serrée, afin d’éviter l’asphyxie et exerçant une pression sur les yeux.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Avec la main libre maintenant (initialement tenant la queue), apporter le tonomètre de rebond près de œil de la souris, afin que la pointe de la sonde de l’IOP est environ 2-3 mm d’et perpendiculaire à l’apex cornéen. Pour mesurer l’autre œil, faire pivoter la souris alors que l’autre oeil est maintenant devant le tonomètre.</li>
	<li>Attendez que la souris calmer et appuyez une fois sur le bouton de mesure. Observer que l’extrémité de la sonde IOP frapper doucement l’apex cornéen ; avec un seul bip confirmant la mesure réussie. Remarque : Un double bip indique une erreur de mesure. Il peut aider à avoir une deuxième lecture de l’expérimentateur et document les lectures de IOP alors que le premier expérimentateur prend les mesures.</li>
	<li>Répétez l’étape 2.4 pour obtenir dix lectures réussies pour dériver un IOP. Réinitialiser le tonomètre après la lecture deth 5. Laissez un intervalle de 1 à 2 secondes entre les lectures.</li>
	<li>Selon la série mesure chez les rats, mesurer souris IOP en même temps de la journée et sous un éclairage uniforme.</li>
</ol>3. induction d’élévation de la pression intraoculaire chez des Rats anesthésiés et souris
<ol><li>Nettoyer le banc chirurgical avec chlorhexidine 0,5 % dans l’éthanol à 70 %. Couvrir le banc avec draps stériles. Autoclave tout équipement chirurgical au préalable. S’assurer que tous les expérimentateurs portent des équipement de protection individuelle (masques chirurgicaux, peignoirs et gants stérilisés).</li>
	<li>Pour induire l’anesthésie générale, placer l’animal dans une chambre à induction. Fournir 3 à 3,5 % isoflurane avec O2 à un débit de 3 L/min.<ol>
<li>Maintenir l’anesthésie à l’isoflurane de 1,5 % à 2 L/min livré via un masque rongeurs tout au long de la chirurgie. Assurer une profondeur suffisante de l’anesthésie en l’absence d’un réflexe de pincée de patte.</li>
		<li>Éviter une dépression respiratoire en ajustant le débit lorsque cela est nécessaire pour maintenir le taux respiratoire après environ 60 respirations/min.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Choisir au hasard un œil pour induire une hypertension oculaire, à le œil controlatéral pour servir un témoin non traité. Instiller une goutte de solution ophtalmique proxymetacaine à 0,5 % pour l’anesthésie topique. Pour nettoyer la surface oculaire, rincer le œil avec 3 mL de sérum physiologique stérile.</li>
	<li>Couvrir l’animal avec un drapé chirurgical stérile, fenêtré, exposant le œil pour être suturés.</li>
	<li>Effectuer une suture en bourse sur la conjonctive bulbaire dans le monde entier. Chez le rat, tissent la suture nylon parallèle de 7/0 et 2 mm postérieur à la limbe (Figure 1). Chez les souris, placer le fil de nylon de 10/0 à 1 mm postérieur à la limbe.<ol>
<li>Prendre soin de ne pas pour pénétrer la sclère. Une dilatation pupillaire soudaine pendant l’intervention chirurgicale indique la sclérotique a probablement été pénétrée.</li>
		<li>Ancre la suture sur la conjonctive à l’aide de 5 à 6 points d’ancrage chez les rats et 4-5 points d’ancrage chez les souris.</li>
		<li>Éviter une compression directe sur les nervures principales épiscléral en enfilant la suture sous la conjonctive au croisement de ces veines. Remarque : Alors que nous recommandons d’éviter la compression de la veine épiscléral majeur chez les rats, pas systématiquement cela chez les souris en raison de la faible visibilité de ces veines dans les yeux de la souris. Même si les nervures principales ne sont pas compressées directement, il est probable que les petits navires dans le plexus de veine d’épiscléral sont sous pression, qui peut être un facteur contribuant à l’élévation des IOP soutenue (voir Discussion pour mécanisme d’élévation des IOP).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Fixez la suture en bourse en attachant un nœud coulant puis suivi d’un deuxième noeud simple (Figure 1). Pour éviter un pic IOP post-chirurgicale excessivement élevé, ont un assistant mesurer le IOP immédiatement avant de fixer le deuxième nœud.<ol>
<li>Si l’IOP est jugé trop élevé, ajustez le noeud de glissement en libérant partiellement la tension à une extrémité de la suture (flèche dans la Figure 1A).</li>
		<li>Après le IOP désirée est obtenue (idéalement de 30 à 60 mmHg chez les rats ou 30-40 mmHg chez les souris), cravate sur le deuxième nœud tout en maintenant une force de traction continue sur cette extrémité de la suture (flèche dans la Figure 1A).</li>
		<li>Après le deuxième noeud a été resserré, couper les extrémités du fil de suture afin de minimiser toute sensation de corps étranger. Surveiller l’animal au cours de la récupération de l’anesthésie générale. Remarque : Il est important de spécifier le slipknot pour attacher le noeud premier d’assurer adéquate compression vers l’intérieur sur le œil. Après plusieurs semaines, on constate généralement que les extrémités sont incrustent dans la conjonctive.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. surveillance IOP
<ol><li>Prendre la première mesure de la PIO à 2 minutes après une opération sous anesthésie isoflurane. Par la suite, surveiller l’IOP lorsque le rongeur a repris conscience selon les étapes susmentionnées 1 et 2. NOTE : Surveiller la PIO deux fois au cours de la première journée (2 minutes et 1 heure), tous les jours durant la première semaine et une ou deux fois par semaine par la suite.</li>
</ol>5. analyse de fonction et la Structure rétinienne
<ol><li>À l’expérimental point final (dans ce cas après 8 semaines chez les rats et souris de 12 semaines), sous anesthésie générale avec une injection intrapéritonéale de kétamine/xylazine, mesurer la fonction rétinienne avec l’obscurité électrorétinogramme (ERG) tel que décrit plus en détail ailleurs15,16,17. NOTE : Nous avons trouvé robustes dysfonction des cellules ganglionnaires, amincissement de la couche de la fibre nerveuses rétiniennes et ganglion cell perte pour des durées entre 8 et 12 semaines. D’autres ont utilisé avec succès des périodes plus longues de IOP altitude14,15.</li>
	<li>Immédiatement après la mesure de l’ERG, mesurer l’épaisseur de la couche des fibres nerveuses rétiniennes (CFNR) et épaisseur rétinienne totale utilisant le domaine spectral optique cohérence tomographie par SD- 16,18.</li>
	<li>À la fin de l’étude longitudinale, euthanasier les animaux sous anesthésie profonde.<ol>
<li>Disséquer la rétine pour histologie18, par exemple l’immunomarquage de rétine entier-Montez à l’aide d’un anticorps spécifique de cellule (RGC) ganglionnaires rétiniennes comme la protéine de liaison à l’ARN avec plusieurs anticorps épissage (RBPMS) ou domaine homéotique/POU cerveau-spécifique protéine 3 a (Brn3a)16,19,22.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Morrison, J. C., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/9093024">A rat model of chronic pressure-induced optic nerve damage.</a> Experimental Eye Research. 64 (1), 85-96 (1997).</li>
<li>Feng, L., Chen, H., Suyeoka, G., Liu, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+laser-induced+mouse+model+of+chronic+ocular+hypertension+to+characterize+visual+defects%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A laser-induced mouse model of chronic ocular hypertension to characterize visual defects.</a> Journal of Visualized Experiments. (78), (2013).</li>
<li>Chiu, K., Chang, R., So, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser-induced+chronic+ocular+hypertension+model+on+SD+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Laser-induced chronic ocular hypertension model on SD rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (10), 549(2007).</li>
<li>Quigley, H. A., Addicks, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+experimental+glaucoma+in+primates.+I.+Production+of+elevated+intraocular+pressure+by+anterior+chamber+injection+of+autologous+ghost+red+blood+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Chronic experimental glaucoma in primates. I. Production of elevated intraocular pressure by anterior chamber injection of autologous ghost red blood cells.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 19 (2), 126-136 (1980).</li>
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<li>Zhao, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+Circumlimbal+Suture+Model+of+Chronic+IOP+Elevation+in+Mice+and+Assessment+of+Changes+in+Gene+Expression+of+Stretch+Sensitive+Channels%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Characterization of the Circumlimbal Suture Model of Chronic IOP Elevation in Mice and Assessment of Changes in Gene Expression of Stretch Sensitive Channels.</a> Frontiers in Neuroscience. 11, 41(2017).</li>
<li>Nguyen, C. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+Recording+of+Electroretinography+and+Visual+Evoked+Potentials+in+Anesthetized+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (113), (2016).</li>
<li>Van Koeverden, A. K., He, Z., Nguyen, C. T., Vingrys, A. J., Bui, B. V. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/29739991">Systemic hypertension is not protective against chronic IOP elevation in a rodent model.</a> Scientific Reports. 8 (1), 7107(2018).</li>
<li>Rodriguez, A. R., de Sevilla Muller, L. P., Brecha, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+RNA+binding+protein+RBPMS+is+a+selective+marker+of+ganglion+cells+in+the+mammalian+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">The RNA binding protein RBPMS is a selective marker of ganglion cells in the mammalian retina.</a> Journal of Comparative Neurology. 522 (6), 1411-1443 (2014).</li>
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<li>Jia, L., Cepurna, W. O., Johnson, E. C., Morrison, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterns+of+intraocular+pressure+elevation+after+aqueous+humor+outflow+obstruction+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Patterns of intraocular pressure elevation after aqueous humor outflow obstruction in rats.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 41 (6), 1380-1385 (2000).</li>
<li>Nadal-Nicolas, F. M., Jimenez-Lopez, M., Sobrado-Calvo, P., Nieto-Lopez, L., Canovas-Martinez, I., Salinas-Navarro, M., Vidal-Sanz, M., Agudo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brn3a+as+a+marker+of+retinal+ganglion+cells%3A+qualitative+and+quantitative+time+course+studies+in+naive+and+optic+nerve-injured+retinas%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Brn3a as a marker of retinal ganglion cells: qualitative and quantitative time course studies in naive and optic nerve-injured retinas.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 50 (8), 3860-3868 (2009).</li>
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<li>Liu, H. H., He, Z., Nguyen, C. T., Vingrys, A. J., Bui, B. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversal+of+functional+loss+in+a+rat+model+of+chronic+intraocular+pressure+elevation%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmic+%26+Physiological+Optics%22%5BJournal%5D)">Reversal of functional loss in a rat model of chronic intraocular pressure elevation.</a> Ophthalmic & Physiological Optics. 37 (1), 71-81 (2017).</li>
<li>Liu, H. H., Zhang, L., Shi, M., Chen, L., Flanagan, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+laser+and+circumlimbal+suture+induced+elevation+of+intraocular+pressure+in+albino+CD-1+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Comparison of laser and circumlimbal suture induced elevation of intraocular pressure in albino CD-1 mice.</a> PLoS One. 12 (11), 0189094(2017).</li>
<li>Shen, H. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraocular+Pressure+Induced+Retinal+Changes+Identified+Using+Synchrotron+Infrared+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Intraocular Pressure Induced Retinal Changes Identified Using Synchrotron Infrared Microscopy.</a> PLoS One. 11 (10), 0164035(2016).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

La suture de circumlimbal est un nouveau modèle d’hypertension oculaire chronique. Outre les études dont les résultats représentatifs sont d’origine16,18, ce modèle animal a été utilisé dans un certain nombre de récentes études15,23,24,25 ,26. Comparaison entre ces rapports précédents montre que la mé...

Modèles animaux fournissent qu'une plate-forme importante pour l’étude de systèmes cellulaires en laboratoire processus sous-jacent pathogenèse de glaucome, ainsi que d’évaluer les interventions thérapeutiques possibles. Plusieurs modèles inductibles ont été développés pour produire l’élévation soutenue de la pression intraoculaire (PIO), le plus important facteur de risque de glaucome. Les méthodes qui ont été appliqués pour élever IOP comprennent : une injection saline hypertonique dans épiscléral1, photocoagulation laser du trabéculum2 ou des veines limbique3et intracameral injection de substances telles que les veines fantôme rouge globules4, microbilles5,6 et viscoélastique agents7. Chaque approche a ses avantages et ses limites.
Un bon modèle pour le glaucome devrait imiter le processus de la maladie, avec complication minime comme des opacités traumatisme, inflammation et médias. Ces complications sont souvent associées avec les procédures utilisées pour induire l’élévation des IOP et peuvent confondre interprétation des résultats. Par exemple, ponction de la chambre antérieure, même lorsque les substances étrangères ne sont pas introduites, s’est avérée causer un traumatisme et une inflammation qui n’est pas représentative du changement glaucomateuse typique8,9. En plus de l’importance d’éviter l’inflammation, maintenant clarté optique facilite l’imagerie in vivo et électrophysiologie pour surveiller la progression de la maladie. Même si on ne sait pas dans quelle mesure ces complications peuvent affecter les enquêtes de la maladie, il peut être préférable d’éviter de pénétrer dans le œil durant l’induction modèle. L’approche de suture circumlimbal évite la pénétration du globe et facilite en vivo une évaluation longitudinale de structure rétinienne et la fonction. Plus important encore, ce modèle diffère des précédents dans sa capacité à retourner IOP aux valeurs de base par l’enlèvement de la suture au besoin. Normalisation de l’IOP peut-être être utile pour étudier le cellulaire et moléculaires corrélats du ganglion réversible et irréversible cellulaire blessure10,11,12,13,14.
Cet article se concentre sur la technique d’induction de modèle. Caractérisation de la lésion rétinienne induite par ce modèle chez les rats et les souris se trouvent plus en détail ailleurs15,16,17,18,19.

<table><tbody><tr><td>solution saline normale</td><td>Baxter International Inc</td><td>AHB1323</td><td>Maintenir l’hydratation de la cornée pendant l’opération</td></tr><tr><td>Chlorhexadine 0,5 %</td><td>Orion Laboratories</td><td>27411, 80085</td><td>Désinfection de l’instrument chirurgical</td></tr><tr><td>Isoflurane 99,9 %</td><td>Abbott Australasia Pty Ltd</td><td>CAS 26675-46-7</td><td>Nom exclusif : Isoflo(TM) Anathésique par inhalation. Anesthésique par inhalation de qualité pharmaceutique mélangé à de l’oxygène gazeux pour la procédure de suture</td></tr><tr><td>Lubrifiant oculaire</td><td>Alcon Laboratories&nbsp ;</td><td>1618611</td><td>Nom Exclusif : Genteal, lubrifiant oculaire pour garder l’autre œil humide</td></tr><tr><td>Porte-aiguille (microchirurgie)</td><td>World Precision Instruments</td><td>555419NT</td><td>Pour tenir l’aiguille pendant la chirurgie oculaire</td></tr><tr><td>Proxymetacaine 0.5 %</td><td>Alcon Laboratories&nbsp ;</td><td>CAS 5875-06-9</td><td>Analgésie oculaire topique</td></tr><tr><td>Ciseaux (microchirurgie)</td><td>World Precision Instruments</td><td>501232</td><td>Pour couper un moignon de suture excessif lors d’une ligature</td></tr><tr><td>Champ chirurgical</td><td>Vital Medical Supplies</td><td>GM29-612EE</td><td>Assurer un environnement stérile pendant</td></tr><tr><td>la chirurgie Aiguille de suture pour rats (microchirurgie)</td><td>Aiguilles médicales Ninbo</td><td>151109</td><td>8-0 Suture en nylon fixée avec une aiguille ronde, tranchante 3/8, aiguille double, longueur de suture 30cm</td></tr><tr><td>Aiguille de suture pour souris (microchirurgie)</td><td>Aiguilles médicales Ninbo</td><td>160905</td><td>suture en nylon 10-0 fixée avec une aiguille ronde, tranchante 3/8, aiguille double, longueur de suture 30cm</td></tr><tr><td>Pince à épiler (microchirurgie)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500342</td><td>Manipuler les tissus pendant la chirurgie oculaire</td></tr><tr><td>tonomètre</td> <td>à rebondTONOLAB, iCare, Helsinki, Finlande</td><td>TV02</td><td>pour la surveillance de la pression intraoculaire</td></tr></tbody></table>

un modèle de glaucome induit par la suture circumlimbal chez le rat et la souris

A Model of Glaucoma Induced by Circumlimbal Suture in Rats and Mice

La suture de circumlimbal est une technique permettant d’induire expérimental glaucome chez les rongeurs en élevant chroniquement la pression intraoculaire (PIO), un facteur de risque connu de glaucome. Ce protocole montre un guide étape par étape sur cette technique en Long Evans rats et les souris C57BL/6. Sous anesthésie générale, une « » suture en bourse est appliquée sur la conjonctive, autour de l’Équateur et derrière le limbe de le œil. Le œil collègue sert un témoin non traité. Pendant toute la durée de notre étude, qui a été une période de 8 semaines pour les rats et 12 semaines pour les souris, le IOP est demeurée élevée, mesurée régulièrement par tonométrie de rebond chez des animaux conscients sans anesthésie topique. Chez les deux espèces, les yeux suturées a montré électrorétinogramme fonctionnalités compatibles avec dysfonctionnement rétinien intérieur préférentiel. Tomographie par cohérence optique a montré sélectif amincissement de la couche des fibres nerveuses rétiniennes. Histologie de la rétine de rat en coupe transversale trouvé réduit la densité des cellules dans la couche de cellules ganglionnaires, mais aucun changement dans les autres couches cellulaires. La coloration des rétines souris plat monté avec un marqueur spécifique de la cellule de ganglion (RBPMS), a confirmé la perte de cellules ganglionnaires. La suture de circumlimbal est un simple, minimalement invasive et économique moyen d’induire l’hypertension oculaire qui conduit à des lésions des cellules ganglionnaires chez les rats et les souris.

Les résultats suivants dans les rats et les souris18 16 ont été rapportées et sont résumés ci-dessous. La suture circumlimbal produit un schéma similaire de l’élévation des IOP chez les rats et les souris (Figure 2). Un bref pic IOP, jusqu'à 58,1 ± 2,7 mmHg chez les rats et 38,7 ± 2,2 mm Hg chez la souris, a été constaté immédiatement après l’intervention de la suture. Chez le rat, grandeur IOP est progressiveme...

Hypertension oculaire chronique est induite en appliquant une suture de circumlimbal chez les rats et les souris, conduisant à une détérioration fonctionnelle et structurelle des cellules ganglionnaires rétiniennes conformes de glaucome.

Un modèle de glaucome induit par la Suture Circumlimbal chez le rat et la souris

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known ...

Cette approche fournit un moyen reproductible et peu invasif d’élever l’IOP pendant de longues périodes de temps. Cela nous aidera à mieux comprendre le glaucome. Un avantage de cette technique, c’est que l’élévation de l’IOP est facilement réversible, permettant aux chercheurs d’étudier les capacités des yeux à se remettre de l’élévation chronique de la pression.Une démonstration visuelle de cette méthode est essentielle car il est difficile d’apprendre à suturing et à lécuer un nœud de tension en lisant un manuscrit seul. Pour aider finement, nous recommandons qu’un nouveau à cette technique, la pratique suturing sous microscope. Commencez par emmailloter le rat éveillé dans un morceau de tissu doux pour calmer l’animal.Tenez doucement le torse dans une main, avec les animaux de retour reposant contre la poitrine des enquêteurs, et exposer la tête et le cou. Utilisez l’autre main pour amener le tonomètre de rebond près de l’œil des rats, de sorte que la pointe de la sonde interoculaire est d’environ deux à trois millimètres de distance, et perpendiculaire à l’apex cornéen. Attendez quelques secondes pour que le rat se calme, puis appuyez sur le bouton de mesure une fois.Observez

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Cette vidéo démontre l’induction du glaucome chez un rat anesthésié en injectant une solution saline hypertonique dans la veine épisclérale. La solution saline pénètre dans le réseau trabéculaire via le canal de Schlemm, provoquant des cicatrices tissulaires, ce qui bloque l'écoulement de l'humeur aqueuse et augmente la pression intraoculaire. La pression élevée endommage les cellules ganglionnaires de la rétine, entraînant un glaucome.

Une technique d’injection de solution saline hypertonique pour induire un glaucome chez le rat

Dans cette vidéo, un rat anesthésié subit une procédure oculaire où des billes magnétiques sont injectées dans la chambre antérieure sous un champ magnétique pour bloquer l’angle iridocornéen. Ce blocage obstrue le réseau trabéculaire, empêchant le drainage de l’humeur aqueuse et entraînant une augmentation de la pression intraoculaire, endommageant les cellules ganglionnaires rétiniennes et le nerf optique. Cela développe une affection semblable à celle du glaucome.

Induction expérimentale du glaucome par obstruction de l’angle iridocornéen dans un modèle murin

Source : Lani-Louzada, R., et al., Cautérisation circulaire complète du plexus vasculaire limbique pour le glaucome induit chirurgicalement chez les rongeurs. J. Vis. Exp. (2022)Cette vidéo montre l’induction et la surveillance de la pression intraoculaire élevée (PIO) dans un modèle de rat. Le processus consiste à cautériser les vaisseaux sanguins limbiques, ce qui entraîne une occlusion des vaisseaux et une PIO élevée. Le rat est ensuite laissé se rétablir, et la PIO est régulièrement...

 Induction d’une pression intraoculaire élevée dans un modèle de rat

Hypertension oculaire chronique est induite en utilisant la photocoagulation au laser du trabéculum dans les yeux de souris. La pression intraoculaire (PIO) est élevée pendant plusieurs mois après le traitement au laser. La diminution de l'acuité visuelle et la sensibilité au contraste des animaux expérimentaux sont surveillés en utilisant le test optomoteur.

Un modèle de souris induite par laser de l&#39;hypertension oculaire chronique pour caractériser les défauts d&#39;apparence

Nous présentons une méthode pour induire une pression intraoculaire élevée (PIO), en injectant des microsphères magnétiques dans l’œil du rat, pour modéliser le glaucome. Cela conduit à de fortes augmentations de pression et à une mort neuronale étendue. Ce protocole est facile à réaliser, ne nécessite pas d’injections répétées et produit des augmentations stables et durables de la PIO.

Glaucome Expérimental induite par l&#39;injection oculaire de microsphères magnétiques

Ici, nous présentons un protocole pour induire une hypertension oculaire dans l'oeil murin qui se traduit par la perte des cellules ganglionnaires de la rétine comme observé dans le glaucome. microbilles magnétiques sont injectés dans la chambre antérieure et attirés par l'angle irido utilisant un aimant pour bloquer l'écoulement de l'humeur aqueuse.

A Magnetic Microbead Occlusion Modèle à Provoquer Ocular Hypertension dépendante Glaucome chez la souris

Le glaucome se caractérise par des lésions des cellules ganglionnaires rétiniennes. L’induction du glaucome dans des modèles animaux peut donner un aperçu de l’étude de cette maladie. Ici, nous décrivons une procédure qui induit une perte de CGR dans un modèle de rat in vivo et démontrons la préparation de rétines entières pour l’analyse.

Glaucomes induisant une procédure dans un<em&gt; In Vivo</em&gt; Modèle de rat et Whole-mount Retina Préparation

Ici, nous présentons un protocole pour induire l'hypertension oculaire et la neurodégénérescence glaucomatous dans les yeux de souris par injection intracamérale d'huile de silicone et la procédure pour l'enlèvement d'huile de silicone de la chambre antérieure pour retourner la pression intraoculaire élevée à Normal.

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Ici, nous décrivons l’utilisation de la tomographie par cohérence optique dans le domaine spectral (SD-OCT) pour visualiser les structures rétiniennes et oculaires in vivo dans des modèles de dégénérescence rétinienne, de glaucome, de rétinopathie diabétique et de myopie.

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L’objectif de ce protocole est de caractériser un nouveau modèle de neurodégénérescence glaucomateuse basé sur une cautérisation thermique à 360° du plexus vasculaire limbique, induisant une hypertension oculaire subaiguë.

Cautérisation complète du plexus vasculaire limbique pour le glaucome induit chirurgicalement chez les rongeurs

Apprenez à induire une hypertension oculaire chronique chez le rat et la souris par suture circumlimbale pour étudier le glaucome. Cette méthode réversible permet d'analyser la détérioration des cellules ganglionnaires rétiniennes et les mécanismes de récupération oculaire.

Un modèle de glaucome induit par la Suture Circumlimbal chez le rat et la souris

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