Name: CRISPR/Cas9 Ribonucleoprotein-mediated Precise Gene Editing by Tube Electroporation (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-06-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 31 s
Description: Découvrez l'édition génique précise par électroporation en tube avec CRISPR/Cas9 RNP dans les cellules mammifères. Cette méthode sans virus améliore la survie cellulaire et les taux d'édition pour des applications cliniques.

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Ce travail a été soutenu par les National Institutes of Health (R21OD023194 à JX). Ce travail a utilisé les services de base soutenus par center for Advanced Models for Translational Sciences and Therapeutics (CAMTraST) au Centre médical de l'Université du Michigan.

Toutes les procédures d'entretien, de soins et d'utilisation des animaux ont été examinées et approuvées par le Comité institutionnel de soins et d'utilisation des animaux (IACUC) de l'Université du Michigan.
1. Préparation des cellules
<ol><li>
Acquérir des iPSC humains (ACS-1030) de l'American Type Culture Collection (ATCC). Culture iPScs sur matrice extracellulaire artificielle avec milieu de culture cellulaire sans chargeur (voir Tableau des matériaux) dans un incubateur de culture cellulaire (5% CO2 à 37 oC) suivant les instructions du fournisseur.
	<ol>
<li>2 h avant la transfection, traiter les iPSC avec 10 M Rho-associés, bobine enroulée contenant des protéines kinase (ROCK) inhibiteur Y27632 (utilisation de ce qui réduit l'apoptose des hiPSC humains dissociés et augmente la survie et l'efficacité de clonage des hiPSC sans hiPSCs sans hiPSCs affectant leur pluripotence).</li>
		<li>Lors de la transfectilité, dissocier les iPSC avec la solution de détachement cellulaire (voir Tableau des matériaux) aux cellules simples à 37 oC pendant 5 min. Comptez le numéro de cellule.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Établir une culture de cellules de fibroblaste de lapin utilisant une culture primaire des biopsies de tissu de peau d'oreille de lapin, comme précédemment décrit10.
	<ol>
<li>Une biopsie de la peau de l'oreille de 0,5 cm x 0,5 cm est obtenue à partir de la pointe de l'oreille de lapin. Raser les cheveux du tissu auditif.</li>
		<li>Rincer 2x avec la saline tamponnée en phosphate (DPBS) de Dulbecco avec 5% de pénicilline-streptomycine. Transférer le tissu auditif dans un nouveau plat de culture tissulaire de 6 cm, puis couper le tissu en petits morceaux (1,0 mm x 1,0 mm). Ajouter quelques gouttes de sérum bovin fœtal pour empêcher le tissu de se dessécher.</li>
		<li>Étendre le tissu déchiqueté dans un plat de culture tissulaire de 10 cm, puis ajouter 10 ml de milieu de culture. Les cellules de fibroblaste de lapin sont cultivées dans le milieu modifié d'aigle de Dulbecco (DMEM) avec 10% de sérum bovin foetal. Mettre le plat de culture tissulaire dans l'incubateur de culture cellulaire (5 % de CO2 à 37 oC).</li>
		<li>Trois à cinq jours après le placage, utilisez la trypsine-EDTA pour digérer les cellules à 37 oC pendant 2 min. Comptez le numéro de cellule.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Conception et synthèse des gARN et des Oligos donateurs
<ol><li>Pour chaque gène, la conception guide l'ARN en fonction de la séquence du locus ciblé à l'aide d'un outil en ligne (par exemple, http://crispor.tefor.net/-gt;).</li>
	<li>Pâte dans la séquence d'ADN d'intérêt.</li>
	<li>Sélectionnez un génome et un motif adjacent au protospacer (PAM). Les séquences de guidage possibles dans les séquences d'ADN d'entrée seront affichées sur la page de sortie. Il est recommandé de sélectionner l'ARNc avec une efficacité prévue plus élevée et des potentiels hors cible plus faibles.</li>
	<li>Synthétiser l'ADN par un fournisseur commercial pour la transcription des gARN. Effectuer la transcription in vitro de gRNA à l'aide d'un kit de synthèse gRNA selon les instructions du fabricant.</li>
	<li>Purifie le gRNA à l'aide d'une micro colonne de purification de l'ARN incluse dans le kit de synthèse de gRNA. Mesurer la concentration, puis stocker les gARN à -80 oC.</li>
	<li>Concevoir un modèle de donneur ssODN pour chaque site de mutation. Les ssODN peuvent être synthétisés par des fournisseurs commerciaux tels que IDT. En général, chaque ssODN est 120-160 nucléotides (nt) de longueur, composé de 60-80 nt dans le bras d'homologie gauche et 60-80 nt dans le bras homologie droit. Pour éviter la recoupe de l'ADN édité, une mutation silencieuse au PAM devrait être introduite dans le ssODN chaque fois que possible. Le site de coupe CRISPR doit être situé le plus près possible du changement génomique prévu.</li>
</ol>3. Tube Electroporation de Cas9 RNP et ssODNs
<ol><li>Préparer les cellules telles que décrites dans la section 1.</li>
	<li>Resuspendre 2-3 x 105 cellules dans 20 ll de tampon d'électroporation. Pipette de haut en bas soigneusement pour produire une suspension à une cellule.</li>
	<li>Pour la transfection cas9 RNP, prémélangez 2 g de protéine Cas9-NLS avec 0,67 g de gRNA à température ambiante (RT) pendant 10-15 min. Ensuite, mélangez délicatement le complexe RNP formé avec 2 g de ssODN avec des cellules.</li>
	<li>Transférer le mélange cellulaire dans un tube d'électroporation de 20 l à l'aide de pointes de pipette universelles fournies par le kit d'électroporation du tube. Pour obtenir une meilleure électroporation, essayez d'éviter la formation de bulles d'air pendant le transfert.</li>
	<li>Placez le tube d'électroporation dans la fente de l'électroporateur et appuyez sur "Go" pour finir. Suivez les paramètres suggérés par le fabricant pour chaque type de cellule. Par exemple, pour les iPSC humains et les cellules de fibroblaste de lapin, l'ensemble de tension est 420 V et le temps d'impulsion est de 30 ms. Un cycle d'électroporation réussi est indiqué par le rapport d'impulsion sur l'écran d'affichage de l'électroporateur.</li>
	<li>Après l'électroporation, transférez les cellules iPS humaines à 1 ml de milieu culturel préréchauffé De Y-27632-contenant décrit dans la partie de culture cellulaire. Pour les cellules de fibroblaste de lapin, transférez-les au DMEM avec 10% de sérum bovin foetal.</li>
	<li>Plaquer les cellules resuspension nées à un puits d'une plaque de culture de cellules de puits.</li>
	<li>Changer le milieu de la culture tous les jours. Y-27632 est retiré du milieu de culture iPSC humain 24 h après l'électroporation.</li>
</ol>4. Analyse des événements d'édition de gènes
<ol><li>Récolte des cellules 72 h après l'électroporation. Digiérez les cellules de la plaque de culture à l'aide de trypsine-EDTA pour les cellules de fibroblaste de lapin ou la solution de détachement cellulaire pour les iPSC humains. Après centrifugeuse, resuspendre les cellules avec 350 ml de tampon de lyse (1 M Tris HCl, 5 M NaCl, 0,5 M EDTA; pH 8,0, 10% SDS, ajouter 20 'L de 20 mg/mL de stock protéase K par 1 ml de tampon de lyse), puis incuber à 55 oC pendant la nuit.</li>
	<li>Extraire l'ADN génomique avec du phénol-chloroforme en utilisant des procédures standard.</li>
	<li>Amplifier 100-200 bp fragments d'ADN contenant la région ciblée à l'aide de polymérase d'ADN haute fidélité, puis purifier les fragments d'ADN à partir de gels à l'aide d'un kit d'extraction de gel ou directement à partir de produits PCR à l'aide d'un mini kit PCR SV.</li>
	<li>Pour déterminer l'efficacité de l'édition génétique par séquençage des colonies bactériennes, ligales les produits PCR purifiés dans un vecteur pCR4-TOPO à l'aide d'un kit de clonage TOPO TA. Prenez au hasard des clones bactériens, puis séquencez les inserts à l'aide d'une amorce de séquençage universelle fournie par le kit de clonage TOPO TA.</li>
	<li>Pour déterminer l'efficacité de l'édition génétique par séquençage profond, envoyez les produits PCR purifiés (100-200 pb) à partir de l'étape 4.3 pour le séquençage de l'amplicon CRISPR dans un noyau de séquençage de l'ADN.</li>
</ol>

<ol><li>Cong, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiplex+genome+engineering+using+CRISPR%2FCas+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Multiplex genome engineering using CRISPR/Cas systems.</a> Science. 339 (6121), 819-823 (2013).</li>
<li>Mout, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+Cytosolic+Delivery+of+CRISPR%2FCas9-Ribonucleoprotein+for+Efficient+Gene+Editing%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Nano%22%5BJournal%5D)">Direct Cytosolic Delivery of CRISPR/Cas9-Ribonucleoprotein for Efficient Gene Editing.</a> ACS Nano. 11 (3), 2452-2458 (2017).</li>
<li>Zuris, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cationic+lipid-mediated+delivery+of+proteins+enables+efficient+protein-based+genome+editing+in+vitro+and+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Cationic lipid-mediated delivery of proteins enables efficient protein-based genome editing in vitro and in vivo.</a> Nature Biotechnology. 33 (1), 73-80 (2015).</li>
<li>Miller, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-Viral+CRISPR%2FCas+Gene+Editing+In+Vitro+and+In+Vivo+Enabled+by+Synthetic+Nanoparticle+Co-Delivery+of+Cas9+mRNA+and+sgRNA%5BTitle%5D)+AND+%22Angew+Chem+Int+Ed+Engl%22%5BJournal%5D)">Non-Viral CRISPR/Cas Gene Editing In Vitro and In Vivo Enabled by Synthetic Nanoparticle Co-Delivery of Cas9 mRNA and sgRNA.</a> Angew Chem Int Ed Engl. 56 (4), 1059-1063 (2017).</li>
<li>Finn, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Single+Administration+of+CRISPR%2FCas9+Lipid+Nanoparticles+Achieves+Robust+and+Persistent+In+Vivo+Genome+Editing%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">A Single Administration of CRISPR/Cas9 Lipid Nanoparticles Achieves Robust and Persistent In Vivo Genome Editing.</a> Cell Reports. 22 (9), 2227-2235 (2018).</li>
<li>Liang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+cell-targeted+delivery+of+CRISPR%2FCas9+by+aptamer-functionalized+lipopolymer+for+therapeutic+genome+editing+of+VEGFA+in+osteosarcoma%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Tumor cell-targeted delivery of CRISPR/Cas9 by aptamer-functionalized lipopolymer for therapeutic genome editing of VEGFA in osteosarcoma.</a> Biomaterials. 147, 68-85 (2017).</li>
<li>Luo, Y. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macrophage-Specific+in+Vivo+Gene+Editing+Using+Cationic+Lipid-Assisted+Polymeric+Nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Nano%22%5BJournal%5D)">Macrophage-Specific in Vivo Gene Editing Using Cationic Lipid-Assisted Polymeric Nanoparticles.</a> ACS Nano. 12 (2), 994-1005 (2018).</li>
<li>Wang, H. X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonviral+gene+editing+via+CRISPR%2FCas9+delivery+by+membrane-disruptive+and+endosomolytic+helical+polypeptide%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Nonviral gene editing via CRISPR/Cas9 delivery by membrane-disruptive and endosomolytic helical polypeptide.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (19), 4903-4908 (2018).</li>
<li>Xu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+homology-directed+gene+editing+by+CRISPR%2FCas9+in+human+stem+and+primary+cells+using+tube+electroporation%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Efficient homology-directed gene editing by CRISPR/Cas9 in human stem and primary cells using tube electroporation.</a> Scientific Reports. 8 (1), 11649(2018).</li>
<li>Du, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beneficial+effect+of+young+oocytes+for+rabbit+somatic+cell+nuclear+transfer%5BTitle%5D)+AND+%22Cloning+Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Beneficial effect of young oocytes for rabbit somatic cell nuclear transfer.</a> Cloning Stem Cells. 11 (1), 131-140 (2009).</li>
<li>Allenspach, E., Rawlings, D. J., Scharenberg, A. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAllenspach%2C+E+%22GeneReviews%28R%29%22">GeneReviews(R)</a>. Adam, M. P., et al. , (1993).</li>
<li>Friedman, J., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFriedman%2C+J+%22GeneReviews%28R%29%22">GeneReviews(R)</a>. Adam, M. P., et al. , (1993).</li>
<li>Hidaka, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Most+T790M+mutations+are+present+on+the+same+EGFR+allele+as+activating+mutations+in+patients+with+non-small+cell+lung+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Lung+Cancer%22%5BJournal%5D)">Most T790M mutations are present on the same EGFR allele as activating mutations in patients with non-small cell lung cancer.</a> Lung Cancer. 108, 75-82 (2017).</li>
<li>Ma, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correction+of+a+pathogenic+gene+mutation+in+human+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Correction of a pathogenic gene mutation in human embryos.</a> Nature. 548 (7668), 413-419 (2017).</li>
<li>Vakulskas, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high-fidelity+Cas9+mutant+delivered+as+a+ribonucleoprotein+complex+enables+efficient+gene+editing+in+human+hematopoietic+stem+and+progenitor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">A high-fidelity Cas9 mutant delivered as a ribonucleoprotein complex enables efficient gene editing in human hematopoietic stem and progenitor cells.</a> Nature Medicine. 24 (8), 1216-1224 (2018).</li>
<li>Song, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+and+Pneumocystis+Infections+in+the+Lungs+of+Gene-Knockout+Rabbits+with+Severe+Combined+Immunodeficiency%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Bacterial and Pneumocystis Infections in the Lungs of Gene-Knockout Rabbits with Severe Combined Immunodeficiency.</a> Frontiers in Immunology. 9, 429(2018).</li>
<li>Song, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+immunodeficient+rabbits+by+multiplex+embryo+transfer+and+multiplex+gene+targeting%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Production of immunodeficient rabbits by multiplex embryo transfer and multiplex gene targeting.</a> Scientific Reports. 7 (1), 12202(2017).</li>
</ol>

J. C. travaille chez Celetrix LLC, fabricant de l'électroporateur de tube. L. M., L. J., J. S., D. Y., J. Z., Y. E. C., et J. X. ne déclarent aucun intérêt concurrent.

La méthode d'électroporation de tube a été efficace en fournissant LE RNP de CRISPR/Cas9 et les ssODNs au lapin et aux cellules humaines, menant à l'édition précise précise de gène (PGE). La principale différence entre TE et d'autres dispositifs d'électroporation conventionnels est l'utilisation d'un tube, dans lequel deux électrodes sont sur le dessus et le bas du tube et l'échantillon est chargé en entier puis scellé lors de l'électroporation (Figure 1). En revanche, dans une cuvette conventionnelle, les électrodes sont sur les côtés et l'échantillon n'est pas entièrement scellé lors de l'électroporation. Cette nouvelle conception réduit la génération de bulles d'air et comprime la taille des bulles d'air, ce qui améliore par conséquent même la distribution de la tension électrique, et conduit ainsi à la mort cellulaire réduite et l'efficacité de transfection élevée9. Dans le présent travail, des taux élevés de PGE (15%-37%) ont été atteints en ciblant les gènes EGFR, Mybpc3 et HBB dans les iPSC humains. Ces résultats sont compatibles avec un rapport antérieur dans lequel des taux élevés de PGE ont été atteints dans les cellules souches humaines9.
Des mutations pathogènes ont été ciblées dans les gènes IL2RG et SPR dans les cellules de lapin. Récemment, les lapins IL2RG-knockout ont été produits comme modèles pour l'immunodéficience combinée grave X-liée humaine (SCID-X1)16,17. Les travaux actuels montrent que les mutations DU patient IL2RG (p. ex. C231Y et Q235X) peuvent être générées efficacement dans les cellules de lapin, démontrant ainsi la faisabilité de créer des modèles de lapins SCID-X1 porteurs de mutations patientes. Il a également été démontré que les mutations SPR R150G peuvent être efficacement créées dans les cellules de lapin. Cette mutation provoque des déficits moteurs et cognitifs chez les enfants12. Ces modèles de lapin mutation IL2RG et SPR, une fois générés, peuvent servir de modèles précliniques précieux pour les études translationnelles. Ils peuvent également être utilisés pour établir des thérapies basées sur l'édition génétique pour ces maladies monogéniques.
L'une des préoccupations concernant les applications d'édition de gènes à médiation CRISPR/Cas9 est les événements d'édition hors cible. Les taux d'indel ont été analysés dans les sites hors cible prévus pour les sgARN utilisés dans cette étude (tableau S1), en utilisant des méthodes précédemment décrites9. Au total, sept loci potentiels hors cible ont été analysés pour sg-rb-IL2RG-01, cinq pour sg-rb-SPR, sept pour sg-hEGFR, cinq pour sg-hMybpc3, et sept pour sg-hHB), en utilisant les amorces énumérées dans le tableau S2. Aucun indel hors cible n'a été révélé par les essais T7E1 (Figure S1), indiquant des risques minimes hors cible pour l'édition génétique à médiation CRISPR/Cas9 à l'aide de ces sgRNAs. Il indique également que la méthode d'électroporation du tube elle-même ne provoque pas ou n'augmente pas les modifications hors cible. Néanmoins, des efforts devraient être consacrés à la réduction ou à l'élimination des modifications indésirables hors cible. Le séquençage du génome entier peut être nécessaire pour exclure de tels événements pour les cellules qui sont destinées à être utilisées dans des applications cliniques.
Au niveau technique, les facteurs suivants sont considérés comme des facteurs clés pour atteindre l'édition efficace et précise du génome par l'électroporation du tube CRISPR/Cas9 RNP. Tout d'abord, il est conseillé de sélectionner un sgRNA efficace avec un faible potentiel hors cible prévu. Il est important de valider l'efficacité indel de l'ARSS sélectionné avant de l'utiliser pour les applications PEG. Il n'est pas rare qu'un logiciel prédit bon sgRNA échoue à l'étape de validation.
Deuxièmement, pour atteindre le PGE élevé, il est recommandé d'induire une mutation de PAM au donateur de ssODN chaque fois que possible. La raison en est que, ce faisant, CRISPR/Cas9 recoupe après l'intégration des modèles de donneurs est empêchée. Dans certains cas, le PGE lui-même introduit des mutations PAM. Dans d'autres cas, il est possible d'introduire des mutations silencieuses dans la séquence PAM. Dans le cas où une mutation PAM n'est pas possible, il est conseillé d'essayer d'inclure plusieurs mutations silencieuses dans le donneur qui correspond à la séquence sgRNA.
Troisièmement, particulièrement pertinent pour TE, il est important d'éviter la formation de bulles d'air lors du transfert des cellules et du mélange RNP au tube d'électroporation. Tandis que la conception d'un tube de TE minimise déjà la formation de bulle d'air, la manipulation soigneuse réduira davantage et peut même accomplir éviter la formation de bulle d'air. Un guide de prise de vue de difficulté pour des problèmes fréquents qui peuvent être rencontrés dans l'application de l'électroporation de tube pour CRISPR/Cas9 ribonucleoprotein négocié l'édition précise de gène est fourni dans le tableau 2.
En conclusion, il est démontré ici que l'électroporation de tube est un moyen efficace pour la livraison de CRISPR/Cas9 RNP et de ssODNs aux cellules mammifères pour atteindre des taux élevés de PGE. Cette nouvelle technique de transfection TE et son taux d'édition génétique précis et robuste peuvent faciliter le développement d'applications d'édition de gènes.

CRISPR/Cas9 est la nucléase programmable la plus couramment utilisée pour l'édition de gènes. Il fonctionne à travers la reconnaissance à l'ARN (sgRNA) à guide unique des deux séquences cibles et d'une séquence adjacente de motif adjacent de motif de protospacer (PAM) dans le génome. La nucléase Cas9 génère une rupture d'ADN à double brin (DSB) située trois nucléotides en amont de la séquence PAM1. Les ORD sont réparés soit par des voies de jointure non homologue (NHEJ) sujettes aux erreurs, soit par des voies de réparation dirigées par homologie (HDR). Pour obtenir une modification précise des gènes par la voie HDR, les modèles de donneurs sont souvent fournis sous forme d'ADN plasmide (pDNA) ou d'oligodeoxynucléotide à brin unique (ssODN).
CRISPR/Cas9 et le sgRNA peuvent être livrés aux cellules en trois formats : le complexe de ribonucléoprotéines (RNP) de protéines Cas9 et de gRNA2,3; Cas9 ARNm et sgRNA4,5; ou plasmide ADN (pDNA) qui contient les promoteurs nécessaires, conduit sgRNA, et Cas9 région de codage6,7,8. De nombreux groupes ont démontré que lorsque CRISPR/Cas9 est livré en tant que RNP, l'efficacité d'édition de gènes surpasse souvent ceux obtenus dans les formats pDNA ou ARNm, attribuable s'il est beaucoup plus petit que les acides nucléiques9. En outre, il a été précédemment démontré qu'une nouvelle machine d'électroporationde tube (TE) est particulièrement efficace dans les applications d'édition de gène dans plusieurs types de cellules 9.
Présenté dans le présent travail est un protocole étape par étape dans l'utilisation de TE pour la livraison de CRISPR/Cas9 RNP aux cellules mammifères de différentes espèces à plusieurs loci cliniquement pertinents. Cette nouvelle technique de transfection TE et phénomène de taux élevé de HDR peuvent trouver de larges applications dans la recherche biomédicale.

<table><tbody><tr><td>Accutase</td><td>STEMCELL Technologies</td><td>792</td><td>Solution de détachement de cellules pour les iPSC humaines, utilisée pour la première fois à l’étape 1.1.2.</td></tr><tr><td>Nucléase Cas9 3NLS</td><td>IDT</td><td>1074182</td><td>protéine Cas9, utilisée pour la première fois à l’étape 3.3.</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Thermo Fisher</td><td>11965092</td><td>Pour la culture cellulaire, utilisé pour la première fois à l’étape 1.2.3.</td></tr><tr><td>DPBS</td><td>Thermo Fisher</td><td>1708075</td><td>Pour la préparation de la culture cellulaire, utilisé pour la première fois à l’étape 1.2.2.</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Lonza</td><td>51201</td><td>Pour la fabrication d’un tampon de lyse, utilisé pour la première fois à l’étape 4.1.</td></tr><tr><td>Tampon d’électroporation</td><td>Celetrix</td><td>13&ndash ; 0104</td><td>Le tampon d’électroporation, utilisé pour la première fois à l’étape 3.2.</td></tr><tr><td>Tubes d’électroporation</td><td>Celetrix</td><td>20 &mu ; L : 12 po ; 0107; 120 &mu ; L : 12 po ; 0104</td><td>Le tube d’électroporation, utilisé pour la première fois à l’étape 3.4.</td></tr><tr><td>Électroporateur</td><td>Celetrix</td><td>CTX-1500A LE</td><td>La machine d’électroporation de tubes, utilisée pour la première fois à l’étape 3.5</td></tr><tr><td>Sérum fœtal bovin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>12003C</td><td>Pour la culture cellulaire, utilisée pour la première fois à l’étape 1.2.2.</td></tr><tr><td>Forma Incubateurs CO2</td><td>Thermo Fisher</td><td>Modèle 370</td><td>Pour la culture cellulaire, utilisé pour la première fois à l’étape 1.1.</td></tr><tr><td>Kit d’extraction de gel</td><td>Qiagen</td><td>28115</td><td>Pour la purification du gel, utilisé pour la première fois à l’étape 4.3.</td></tr><tr><td>Cellules souches pluripotentes induites humaines</td> Collection <td>de cultures de type américain</td><td>ACS-1030</td><td>iPSC humaines, utilisées pour la première fois à l’étape 1.1.</td></tr><tr><td>Matrigel&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td>Corning</td><td>354277</td><td>Matrice extracellulaire artificielle ; pour le prérevêtement de plaques de culture cellulaire, utilisée pour la première fois à l’étape 1.1.</td></tr><tr><td>mTeSR 1 moyen&nbsp ;</td><td>STEMCELL Technologies</td><td>85850</td><td>Milieu de culture cellulaire sans feeder pour les iPSC humaines, utilisé pour la première fois à l’étape 1.1.</td></tr><tr><td>PCR SV mini</td><td>GeneAll</td><td>103-102</td><td>Pour la purification du produit PCR, utilisé pour la première fois à l’étape 4.3.</td></tr><tr><td>Pénicilline-streptomycine</td><td>Thermo Fisher</td><td>15140163</td><td>Pour la préparation de la culture cellulaire, utilisé pour la première fois à l’étape 1.2.2.</td></tr><tr><td>Phénol-chloroforme</td><td>Thermo Fisher</td><td>15593031</td><td>Pour l’extraction de l’ADN, utilisé pour la première fois à l’étape 4.2.</td></tr><tr><td>Kit de synthèse d’ARNg de précision</td><td>Invitrogen</td><td>A29377</td><td>Pour la génération d’ARNg pleine longueur (ARN guide), utilisé pour la première fois à l’étape 2.4.</td></tr><tr><td>Protéinase K Solution</td><td>Thermo Fisher</td><td>AM2548</td><td>Pour l’extraction de l’ADN, utilisé pour la première fois à l’étape 4.1.</td></tr><tr><td>ADN polymérase haute fidélité Q5</td><td>NEB</td><td>M0491</td><td>Pour l’amplification par PCR, utilisée pour la première fois à l’étape 4.3.</td></tr><tr><td>Dodécylsulfate de sodium</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L3771</td><td>Pour la fabrication d’un tampon de lyse, utilisé pour la première fois à l’étape 4.1.</td></tr><tr><td>Kit de clonage TA&nbsp ;</td><td>Thermo Fisher</td><td>K457502</td><td>Pour le séquençage de clones TA, utilisé pour la première fois à l’étape 4.4.</td></tr><tr><td>Boîte de culture tissulaire (10 cm)</td><td>FALCON</td><td>353003</td><td>Pour la culture cellulaire, utilisé pour la première fois à l’étape 1.2.3.</td></tr><tr><td>Boîte de culture tissulaire (12 puits)</td><td>FALCON</td><td>353043</td><td>Pour la culture cellulaire, utilisé pour la première fois à l’étape 3.7.</td></tr><tr><td>Boîte de culture tissulaire (6 cm)</td><td>FALCON</td><td>353004</td><td>Pour la culture cellulaire, utilisé pour la première fois à l’étape 1.2.2.</td></tr><tr><td>Tris HCl</td><td>Thermo Fisher</td><td>BP1757-500</td><td>Pour la fabrication d’un tampon de lyse, utilisé pour la première fois à l’étape 4.1.</td></tr><tr><td>Trypsine-EDTA</td><td>Thermo Fisher</td><td>25200056</td><td>Pour la digestion cellulaire, utilisé pour la première fois à l’étape 1.2. 4.</td></tr> <tr><td>Embouts de pipette universels&nbsp ;</td><td>Celetrix</td><td>14-0101</td><td>Pour l’électroporation, utilisé pour la première fois à l’étape 3.4.</td></tr><tr><td>Y27632</td><td>LC Labs</td><td>Y-5301</td><td>L’inhibiteur de l’apoptose, utilisé pour la première fois à l’étape 1.1.1.</td></tr></tbody></table>

crispr/cas9 ribonucleoprotein-mediated precise gene editing by tube electroporation

CRISPR/Cas9 Ribonucleoprotein-mediated Precise Gene Editing by Tube Electroporation

Les nucléases d'édition génique, représentées par la protéine 9 associée au CRISPR (Cas9), deviennent des outils courants dans la recherche biomédicale. La livraison réussie d'éléments CRISPR/Cas9 dans les cellules cibles par transfection est une condition préalable à une édition efficace des gènes. Ce protocole démontre que l'électroporation par tube (TE) de la livraison par machine de CRISPR/Cas9 ribonucleoprotein (RNP), ainsi que des modèles de donneurs d'oligodeoxynucleotide (ssODN) à un seul brin, mènent à des modèles de donneurs robustes événements précis d'édition de gènes. Tout d'abord, TE a été appliqué pour délivrer CRISPR/Cas9 RNP et ssODNs pour induire des mutations pathogènes dans le gène gamma de sous-unité de récepteur d'interleukine 2 (IL2RG) et le gène de réductase de sépiapterin (SPR) dans les cellules de fibroblaste de lapin. Des taux précis de mutation de 3.57%-20% ont été réalisés comme déterminé par le séquençage bactérien de clonage de TA. La même stratégie a ensuite été utilisée dans les iPSC humains sur plusieurs gènes cliniquement pertinents, y compris le récepteur du facteur de croissance épidermique (EGFR), la protéine de liaison de la myosine C, cardiaque (Mybpc3), et l'hémoglobine subunit bêta (HBB). Des taux de mutation constants et très précis ont été atteints (11,65 % à 37,92 %) déterminé séquençage profond (DeepSeq). Les travaux actuels démontrent que l'électroporation de tube de CRISPR/Cas9 RNP représente un protocole efficace de transfection pour l'édition de gène dans les cellules mammifères.

TE de Cas9 RNP et ssODNs aux cellules de fibroblaste de lapin
Le processus global de livraison par voie TE de Cas9 RNP aux cellules de mammifères est illustré à la figure 1. Tout d'abord, des mutations C231Y et Q235X ont été produites dans le gène IL2RG, et la mutation R150G a été produite dans le gène SPR dans les cellules de fibroblaste de lapin. Les mutations de perte de fonction dans les gènes IL2RG et SPR sont connues pour causer l'immunodéficience primaire11 et les déficits moteurs et cognitifs12,respectivement.
Les dessins spécifiques de sgRNA sont illustrés dans la figure 2A. Les amorces utilisées pour amplifier les régions ciblées sont énumérées dans le tableau 3. Les séquences des ssODN sont affichées dans le tableau 1. Les taux d'édition génétique ont été déterminés par le clonage bactérien TA (figure 2B). Au locus IL2RG C231, sur les 28 clones qui ont été séquencés, un (3,57%) a porté la mutation Précise c231Y, quatre (14,28%) mutations d'insertion ou de suppression (indel) et les 23 autres (82 %) étaient de type sauvage. Au locus IL2RG Q235, sur les 27 clones qui ont été séquencés, deux (7,41 %) a porté la mutation Q235X précise, trois mutations d'indel portées (11,11%) et les autres étaient de type sauvage. Au sPG R150 locus, sur les 20 clones séquencés, cinq (25%) a porté la mutation R150G précise, 10 (50%) mutations d'indel, et les autres étaient de type sauvage.
TE de Cas9 RNP et ssODNs aux iPSC humains
TE a ensuite été utilisé pour délivrer Cas9 RNP et ssODNs aux iPSC humains et cibler les loci cliniquement pertinents dans les gènes EGFR, Mybpc3 et HBB. Les mutations ponctuelles dans la région proximale de t790 d'EGFR confèrent la résistance aux inhibiteurs de kinase de tyrosine d'EGFR dans les patients du cancer du poumon de non-petite cellule (NSCLC) hébergeant des mutations activantes de l'EGFR13. Une mutation de frameshift dans l'exon 16 dans Mybpc3 est impliquée dans la cardiomyopathie hypertrophique14. La mutation de point d'E6V dans le gène hBB mène à la maladie de drépanocytose15.
Les dessins spécifiques de sgRNA sont illustrés dans la figure 3A. Les amorces utilisées pour amplifier les régions ciblées sont énumérées dans le tableau 3. Les séquences des ssODN sont affichées dans le tableau 1. Les taux d'édition génétique ont été déterminés par DeepSeq (figure 3B). Au locus de l'EGFR, 15,68 % des allèles portaient les mutations ponctuelles précises (6 315 lectures), 22,75 % portaient des mutations d'indel (9 162 lectures), et les 61,57 % restants étaient de type sauvage (24 797 lectures). Au locus Mybpc3, 37,92 % ont porté la suppression précise de TGAA de 4 pb (11 654 lectures), 2,24 % ont porté des mutations d'indel (410 lectures) et les 59,84 % restants étaient de type sauvage (18 692 lectures). Au locus HBB, 11,65 % portaient la mutation E6V précise (6 565 lectures), 23,35 % portaient des mutations d'indèle (13 163 lectures) et les 65 % restants étaient de type sauvage (36 644 lectures).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59512/59512fig1.jpg"> Figure 1: Graphique de flux de l'électroporation de tube de Cas9 RNP.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59512/59512fig2.jpg"> Figure 2 : Modification génétique des cellules de fibroblaste de lapin. (A) Illustration des séquences cibles. Les boîtes indiquent des loci ciblés. Les lettres soulignées correspondent à des séquences de gRNA. Les lettres de couleur rouge indiquent des séquences PAM. (B) TA clonage des résultats des événements d'édition de gènes. Les boîtes indiquent précisément les loci mutés. La séquence D'Indel montrée n'est représentative que d'un type d'allele. D'autres séquences d'indel ne sont pas affichées. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59512/59512fig2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59512/59512fig3.jpg"> Figure 3 : Édition génétique des iPSC humains. (A) Illustration des séquences cibles. Les boîtes indiquent des loci ciblés. Les lettres soulignées correspondent à la séquence de gRNA. Les lettres de couleur rouge indiquent des séquences PAM. (B) Résultats Deepseq des événements d'édition de gènes. Les boîtes indiquent précisément les loci mutés. Les lettres de couleur rouge indiquent des mutations silencieuses qui ont été introduites dans les modèles de donneur. La séquence D'Indel montrée n'est représentative que d'un type d'allele. D'autres séquences d'indel ne sont pas affichées. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59512/59512fig3large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Locus</td>
			<td colspan="8" rowspan="2">
Séquence Oligo 
			 </td>
		</tr>
<tr>
<td>(mutation ciblée)</td>
		</tr>
<tr>
<td>Lapin IL2RG (C231Y)</td>
			<td colspan="8">AGCGTGGATGGGCAGAAACTATACACGTTCCGAGTCCGGAGCCGTTTTAACCCTTTTTTGTATGGGAGTGCTCAGCATTGGAGT GAATGGAGCACCCACCCCACACTACTGGGGGAGCAAAACTTCAAAGGGTAAAATGGGCCT</td>
		</tr>
<tr>
<td>Lapin IL2RG (Q235X)</td>
			<td colspan="8">AGCGTGGATGGGCAGAAACTATACACGTTCCGAGTCCGGAGCCGTTTTAACCCTTTGTGTGGGAGTGCTTAGCATTGGAGT GAATGGAGCACCCACCCCACACTACTGGGGGAGCAAAACTTCAAAGGGTAAAATGGGCCT</td>
		</tr>
<tr>
<td>Lapin SPR</td>
			<td colspan="8" rowspan="2">gacctccatgctctgcctgacctcctgccctgaaggcgttcctgccagtcctggtggCctcagcgggactgtggtgacatctcgtcgtcgtgtgtgccctgcagcccttcaagggctggggggggggtgtcgtcttcattcaagggctgggggggt cgctgtac (cgctgtac)</td>
		</tr>
<tr>
<td>(R150G)</td>
		</tr>
<tr>
<td>EGFR humain</td>
			<td colspan="8" rowspan="2">ACGTGATGGCCAGCGTGGACACCCACGTGTGCCGCCGCTGCTGCTGCTGCTCACCCTACTCACCCCTACAGTCCAACTACTACCC AGCTCATGCCCTTCGGCTGCCTCCTGGACTATGTCCGAACACAAGACAATATTGGCTCCCAGTAC</td>
		</tr>
<tr>
<td>(Les mutations ponctuelles se sitorquent dans le T790)</td>
		</tr>
<tr>
<td>Mybpc3 humain</td>
			<td colspan="8" rowspan="2">GCCCCCTGTGCTCATCACCACCGCCCCCTGGGGGGGGGCTGATGGGGGGGGCGCGGGGAGTTGCGAGTTGCGAGTCGG GGAGGGGGCGCAGTCAAATGGTGAGTTCCAGAAGCACGGGGCATGTGTTGGGGGCAT</td>
		</tr>
<tr>
<td>(suppression de 4 pb)</td>
		</tr>
<tr>
<td>HBB humain</td>
			<td colspan="8" rowspan="2">TCTGACACAACTGTGTTCACCACACACCACTCAAACAGACACCATGGTGCATCTGACTACTTGTGTTGCTACTACTACT CTGTGGGGCAAGGTGAACGTGGATGAAGTTGGTTGAGGCCCTGGGCAG</td>
		</tr>
<tr>
<td>(E6V)</td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 1 : Séquences de ssODN.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>pas</td>
			<td>problème</td>
			<td>Raisons possibles</td>
			<td>Solutions</td>
		</tr>
<tr>
<td>2.1 (en)</td>
			<td>Faible taux d'indel</td>
			<td>Mauvaise conception d'ARN de guide, stocks d'ARN de guide -gt;6 mois, faible concentration d'ARN de guide</td>
			<td>Refonte de l'ARN guide, produire / commander l'ARN nouveau guide.</td>
		</tr>
<tr>
<td>2,3</td>
			<td>Faible efficacité PGE</td>
			<td>mauvaise conception de l'ADN des donneurs, ARN guide peu efficace, quantité incorrecte d'ADN de donneur ou ADN de mauvaise qualité</td>
			<td>Augmenter la longueur des bras homologiques, introduire la mutation PAM, introduire des mutations silencieuses à l'ADN du donneur, utiliser un ARN guide plus efficace, Optimiser le rapport de la protéine Cas9 sur l'ARN guide.</td>
		</tr>
<tr>
<td>3,4</td>
			<td>Transfection ratée</td>
			<td>Bulles d'air formées pendant le transfert du mélange cellules-tampon au tube d'électroporation, réglage incorrect de tension/durée</td>
			<td>Essayez d'éviter la formation de bulles d'air, ajustez le réglage tension/durée.</td>
		</tr>
<tr>
<td>3,6 Annonces</td>
			<td>faible viabilité cellulaire après électroporation</td>
			<td>Faible survie de l'ipsc humain simple</td>
			<td>Ajouter l'inhibiteur ROCK après l'électroporation, augmenter le nombre de cellules.</td>
		</tr>
<tr>
<td>4.1 (en)</td>
			<td>Échec du PCR</td>
			<td>Contenu élevé de GC, ou séquence répétitive</td>
			<td>Optimisez l'état PCR, ajoutez Du DMSO au système PCR.</td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 2 : Guides de dépannage pour les problèmes fréquents.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Nom d'amorce</td>
			<td>ordre</td>
			<td>note</td>
		</tr>
<tr>
<td>Rb-IL2RG-F</td>
			<td>CATGACAGTGACAGGGTCCC</td>
			<td rowspan="2">Pour amplifier le fragment d'ADN du lapin IL2RG</td>
		</tr>
<tr>
<td>Rb-IL2RG-R</td>
			<td>TGCCAGAGACACAAGCGAAC</td>
		</tr>
<tr>
<td>Rb-SPR-F</td>
			<td>GTACTTTGGAGGGACAGAGG GTACTTTTGGAGGGACAGAGG GTACTTTTGGAGGGACAGAGG</td>
			<td rowspan="2">Pour amplifier le fragment d'ADN SPR de lapin</td>
		</tr>
<tr>
<td>RB-SPR-R</td>
			<td>CTCAGCACCCTGACACTGGG</td>
		</tr>
<tr>
<td>H-EGFR-F</td>
			<td>TGATGGCCAGCGTGGACAAC</td>
			<td rowspan="2">Pour amplifier le fragment d'ADN humain EGFR</td>
		</tr>
<tr>
<td>H-EGFR-R</td>
			<td>ACCAGTTGAGCAGGTACTGGG</td>
		</tr>
<tr>
<td>H-Mybpc3-F</td>
			<td>ATGCCCCGTGCTTTTGGAAC</td>
			<td rowspan="2">Pour amplifier le fragment d'ADN humain Mybpc3</td>
		</tr>
<tr>
<td>H-Mybpc3-R</td>
			<td>TCAGGGGAGCCAACCCTCAT</td>
		</tr>
<tr>
<td>H-HBB-F</td>
			<td>TAACCTTGATACCAACCTGC</td>
			<td rowspan="2">Pour amplifier le fragment d'ADN humain HBB</td>
		</tr>
<tr>
<td>H-HBB-R</td>
			<td>CATTTGCTTTTGACACAACT</td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 3 : Amorces utilisées à l'étape 4.3.

Présenté ici est un protocole pour l'édition efficace de gène de ribonucleoprotein-mediated de CRISPR/Cas9 dans les cellules mammifères utilisant l'électroporation de tube.

Gene editing nucleases, represented by CRISPR-associated protein 9 (Cas9), are becoming mainstream tools in biomedical research. Successful delivery of ...

La livraison sécuritaire et efficace des éléments Cas9 dans les cellules est essentielle pour les thérapies basées sur l’édition génétique. Les protocoles que nous montrons ici montrent une nouvelle approche dans cette direction. Le protocole utilise une nouvelle méthode d’électroporation appelée électroporation par tube.Cela conduit à des taux élevés de survie cellulaire ainsi que des taux d’édition de gènes. La méthode d’électroporation du tube est sans virus, médicament et enrichissement du journaliste. Ceux-ci sont préférés dans les applications cliniques, ainsi avec des thérapies basées sur l’édition de gène.La méthode est universellement applicable à de nombreux types de cellules. Par exemple, les cellules hématopoïétiques humaines, les cellules T primaires et d’autres cellules peuvent toutes être modifiées à l’aide de notre méthode. Cette méthode d’électroporation du tube utilise un tube mince.Si vous êtes un utilisateur pour la première fois, vous pouvez essayer GFP exprimant l’ADN plasmide. La démonstration de la procédure sera Linyuan Ma, un postdoc de mon laboratoire. Pour commencer cette procédure acquérir iPSCs humains de l’American Type Culture Collection.Culture des iPSCs sur matrice extracellulaire artificielle avec milieu de culture cellulaire sans mangeoire dans un incubateur de culture cellulaire à 37 degrés Celsius avec 5% de dioxyde de carbone suivant les instructions du fournisseur. Deux heures avant la transfection traiter les iPSCs avec 10 micromolaire Rho-associé bobine bobine contenant inhibiteur de la kinase protéique Y-27632. Lors de la transfectation, dissocier les IPSC avec la solution de détachement cellulaire à des cellules individuelles à 37 degrés Celsius pendant cinq minutes.Comptez ensuite le nombre de cellules. Pour établir une culture cellulaire fibroblaste de lapin obtenir une biopsie de peau d’oreille de la pointe d’une oreille de lapin. Rincez le tissu deux fois avec du DPBS contenant 5% de pénicilline-streptomycine.Transférer le tissu auditif rincé dans un nouveau plat de culture tissulaire de six centimètres et couper le tissu en petits morceaux, chacun environ un par un millimètre. Ajouter quelques gouttes de FBS pour empêcher le tissu de se dessécher. Après cela, étendre le tissu déchiqueté dans un plat de culture tissulaire de 10 centimètres et ajouter 10 millilitres de milieu de culture.Incuber les cellules à 37 degrés Celsius avec 5% de dioxyde de carbone pendant trois à cinq jours. Trois à cinq jours après l’utilisation du placage Trypsin-EDTA pour digérer les cellules à 37 degrés Celsius pendant deux minutes, puis compter le nombre de cellules. Après avoir conçu et synthétisé les ARN et les oligos donneurs, préparez les cellules comme décrit précédemment.Resuspendez 20 à 30 000 cellules dans 20 microlitres de tampon d’électroporation. Pipette de haut en bas soigneusement pour produire une suspension à cellule unique. Pour la transfection cas9 RNP, pré-mélanger deux microgrammes de protéine Cas9 NLS avec 0,67 microgramme d’ARN g À température ambiante pendant 10 à 15 minutes.Mélanger délicatement le complexe RNP formé avec deux microgrammes de ssODN avec des cellules. À l’aide de pointes de pipette universelles provenant du kit d’électroporation, transférer le mélange cellulaire dans un tube d’électroporation de 20 microlitres. Placez le tube d’électroporation dans la fente de l’électroporateur et appuyez sur aller pour finir.Un cycle d’électroporation réussi est indiqué par le rapport d’impulsion sur l’écran d’affichage de l’électroporateur. Après le transfert d’électroporation les cellules humaines d’iPS à un millilitre de Y-27632 préchauffé contenant le milieu de culture comme précédemment décrit. Ensuite, plaquez les cellules résuspendées dans un puits d’une plaque de culture cellulaire de 12 puits.Continuez à faire la culture de l’assiette, en vous assurant de changer le milieu culturel tous les jours. Y-27632 est retiré du milieu de culture iPSC humain 24 heures après électroporation. 72 heures après l’électroporation, récolter les cellules.Pour les cellules fibroblastes de lapin, utilisez trypsine-EDTA pour digérer les cellules de la plaque de culture. Pour les iPSCs humains utilisent la solution de détachement cellulaire pour digérer les cellules des plaques de culture. Centrifugez brièvement les échantillons à 1000 rpm pendant cinq minutes, et résuspendez les cellules avec 350 millilitres de tampon de lyse.Incuber toute la nuit à 55 degrés Celsius. Le lendemain extraire l’ADN génomique avec du phénol-chloroforme en utilisant des procédures standard. Amplifiez 100 à 200 paires de bases de fragments d’ADN à partir de gels à l’aide d’un kit d’extraction de gel ou directement à partir de produits PCR à l’aide d’un mini kit PCR SV.Pour déterminer l’efficacité de l’édition génétique par séquençage des colonies bactériennes, utilisez un kit de clonage TOPO-TA pour classer les produits PCR purifiés en un vecteur PCR4-TOPO. Ramassez aléatoirement les clones bactériens et séquencez les inserts à l’aide d’une amorce de séquençage universelle fournie par le kit de clonage TOPO-TA. Pour déterminer l’efficacité de l’édition génétique par séquençage profond, envoyez les produits PCR purifiés précédemment obtenus pour le séquençage amplicon CRISPR dans un noyau de séquençage de l’ADN.Dans cette étude, une méthode d’électroporation par tube est effectivement utilisée pour fournir crispr/Cas9 RNP et ssODNs aux lapins et aux cellules humaines, conduisant à un montage génétique robuste et précis. Tout d’abord, les mutations C231Y et Q235X sont produites dans le gène IL2RG, et la mutation R150G est produite dans le gène SPR dans les cellules fibroblastes de lapin. Les conceptions spécifiques de sgRNA et les taux d’édition de gène déterminés par le clonage bactérien de TA sont montrés ici.Le locus IL2RG C231, sur les 28 clones séquencés, l’un porte la mutation C231Y précise, quatre portent des mutations d’insertion ou de suppression, et les 23 autres sont de type sauvage. Au locus IL2RG Q235, sur les 27 clones séquencés, deux portent la mutation Q235X précise, trois portent une mutation indélébile, et les autres sont de type sauvage. Au locus SPG R150, sur les 20 clones séquencés, cinq portent la mutation précise du gène R150, 10 portent des mutations indélébiles, et les autres sont de type sauvage.L’électroporation par tube est ensuite utilisée pour livrer le RNP cas9 et les ssODNs aux iPSCs humains et cibler des loci cliniquement pertinents dans les gènes EGFR, Mybpc3 et HBB. Au locus EGFR, 15,68% des allèles portent les mutations ponctuelles précises, 22,75% portent des mutations indélébiles, et les 61,57% restants sont de type sauvage. Au locus Mybpc3, 37,92% portent la suppression précise de quatre paires de base TGAA, 2,24% portent des mutations indélébiles, et les 59,84% restants sont de type sauvage.Au locus HBB, 11,5 % sont porteurs de la mutation précise de l’E6V, 35,4 % sont porteurs de mutations indélébiles et les 65 % restants sont de type sauvage. Cas9 RNP est la forme préférée de Cas9 en raison de sa plus petite taille par rapport à l’ADN plasmide. L’électroporation du tube est une méthode efficace pour fournir cas9 RNP.Nous sommes particulièrement intéressés à utiliser l’électroporation par tube de Cas9 RNP dans les cellules T primaires pour les applications CAR T.

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L’objectif de ce protocole est de permettre l’édition CRISPR/Cas9 transparente du génome de C. elegans en utilisant des complexes de ribonucléoprotéines assemblés et le marqueur co-CRISPR dpy-10 pour le dépistage. Ce protocole peut être utilisé pour effectuer une variété de modifications génétiques chez C. elegans, y compris des insertions, des délétions, des remplacements de gènes et des substitutions de codon.

CRISPR/Cas9 Édition du gène C. elegans rbm-3.2 à l’aide du marqueur de criblage co-CRISPR dpy-10 et des complexes de ribonucléoprotéines assemblés.

Ici, nous décrivons une technique simple destinée à la génération efficace de souris génétiquement modifiées appelée CRISPR RNP Electroporation of Zygotes (CRISPR-EZ). Cette méthode délivre des réactifs d’édition par électroporation dans des embryons avec une efficacité proche de 100%. Ce protocole est efficace pour les mutations ponctuelles, les petites insertions génomiques et les délétions dans les embryons de mammifères.

Édition efficace du génome de souris par électroporation CRISPR de zygotes

La lignée cellulaire THP-1 est largement utilisée comme modèle pour étudier les fonctions des monocytes/macrophages humains dans divers domaines de recherche liés à la biologie. Cet article décrit un protocole pour une ingénierie efficace basée sur CRISPR-Cas9 et l’isolement de clones unicellulaires, permettant la production de données phénotypiques robustes et reproductibles.

Inactivation du gène CRISPR-Cas9 médiée par électroporation dans les cellules THP-1 et isolement de clones unicellulaires

La délivrance des éditeurs génomiques sous forme d’ARN est un moyen particulièrement puissant de modifier les génomes des cellules et lignées cellulaires primaires de mammifères. L’objectif de ce protocole est de délivrer des éditeurs de génome sous forme d’ARNm dans les cellules et lignées cellulaires primaires de mammifères, suivis d’un séquençage ciblé Illumina et d’une analyse afin de quantifier les résultats d’édition.

Édition génomique dans les cellules primaires de mammifères via électroporation de l’ARN éditeur

Découvrez l'édition génique précise par électroporation en tube avec CRISPR/Cas9 RNP dans les cellules mammifères. Cette méthode sans virus améliore la survie cellulaire et les taux d'édition pour des applications cliniques.

CRISPR/Cas9 Ribonucleoprotein-mediated Precise Gene Editing by Tube Electroporation

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