Name: Modèle chirurgical murine de lélastase topique induit descendant laneurysm aortique thoracique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-08-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 s
Description: Découvrez un protocole chirurgical pour induire des anévrismes aortiques thoraciques chez la souris C57BL/6 par thoracotomie gauche et application d'élastase porcine. Cette méthode fiable facilite la recherche cardiovasculaire.

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Ces travaux ont été appuyés par la subvention de développement scientifique 14SDG18730000 (M.S.), les subventions NIH K08 HL098560 (G.A.) et RO1 HL081629 (G.R.U.). Ce projet a été soutenu par la Subvention de recherche de la Fondation de chirurgie thoracique pour la recherche et l'éducation (TSFRE) (PI : G. Ailawadi). Le contenu est uniquement de la responsabilité des auteurs et ne représente pas nécessairement les points de vue de l'NHLBI ou du TSFRE. Nous remercions Anthony Herring et Cindy Dodson pour leurs connaissances et leur expertise technique.

Les protocoles sur les animaux ont été approuvés par le Comité institutionnel de soins et d'utilisation des animaux de l'Université de Virginie (no 3634).
1. Induction de l'anesthésie et de l'intubation
<ol><li>Placez une souris C57BL/6 mâle de 8-10 semaines dans une chambre fermée avec un flux continu de 5% d'isoflurane et de mélange d'oxygène pendant 5 min, jusqu'à ce que les respirations soient visiblement ralenties. REMARQUE : Différentes souches, sexes et âges de souris peuvent être utilisés selon le protocole expérimental. Les souris femelles peuvent être plus difficiles à intuber en raison de la plus petite taille et donc des voies respiratoires plus petites.</li>
	<li>Intubate la souris telle que décrite par Vandivort et al.13. REMARQUE : L'étape d'intubation est la partie la plus difficile de ce modèle à apprendre et à effectuer. Les auteurs mentionnés ci-dessus font un excellent travail en expliquant les étapes de leur vidéo.</li>
</ol>2. Sécurisant la souris à la carte chirurgicale
<ol><li>Connectez le tube endotrachéal (ET), confirmez l'élévation de la poitrine et placez la souris en position dedécubitus latérale droite. Tourner l'isoflurane à environ 3% et appliquer la lubrification sur les deux yeux. Le ventilateur doit être réglé pour fournir environ 200 respirations par minute et 225 l de volume de marée. REMARQUE: La toxicité est rapide si l'isoflurane est laissé à 5%. Cependant, la réponse à l'isoflurane est variable ainsi le taux anesthésique de flux devrait être titré de telle sorte que les contractions diaphragmatiques spontanées se produisent approximativement tous les 10-20 s et l'oxygénation semble proportionnée sur l'inspection des muqueuses et des tissus exposés.</li>
	<li>Fixer le tube ET sur la planche avec du ruban adhésif. Étendre le bras droit vers le rosée afin que la patte avant soit en ligne avec le nez et le fixer avec du ruban adhésif.</li>
	<li>Tirez la queue caudally afin de créer une ligne de tension entre le bras droit et la queue, produisant l'extension de la colonne vertébrale. REMARQUE : La fixation de la queue et de la patte droite en ligne empêche l'insertion ou le délogement du tube ET.</li>
	<li>Tapez la jambe gauche dans sa position naturelle. Dessiner le bras gauche ventralement sur la gaze roulée et ruban adhésif vers le bas.</li>
</ol>3. Préparation pour la chirurgie
<ol><li>Raser le flanc gauche de la souris avec des tondeuses électriques de l'épaule gauche à l'abdomen gauche.</li>
	<li>Utilisez un applicateur à pointe de coton pour brosser la solution de bêtadine sur le site chirurgical. Utilisez un nouvel applicateur à pointe de coton pour brosser la solution d'éthanol à 70 % sur le site chirurgical. Laisser sécher. Placer un drapé stérile.</li>
	<li>CAUTION : Assurez-vous que tout l'éthanol est complètement séché avant de procéder à l'utilisation de l'électrocautérisation et peut enflammer l'éthanol.</li>
</ol>4. Entrée dans le thorax
<ol><li>Faire une incision latérale de 1 cm au milieu de l'hémithorax à l'aide de ciseaux chirurgicaux. Utilisez l'électrocautérie portatif pour diviser les couches musculaires jusqu'à ce que les côtes soient visibles.</li>
	<li>Cautérisez directement une portion de 2 mm de la côte. REMARQUE : Lorsque vous utilisez l'électrocautérisation sur la côte, observez la fréquence respiratoire spontanée. Si la souris a une contraction diaphragmatique pendant la cautérisation, la pointe peut entrer dans le thorax et perforer le poumon, qui est habituellement mortel dans ce modèle.</li>
	<li>À l'aide d'un applicateur à bout de coton fin et humide dans l'espace des côtes supérieur à la partie cautérisée, faites pivoter la pointe sur le tissu pour pénétrer dans l'espace pleural. Placer l'éponge humide de 3 mm x 2 mm dans le thorax pour aider à effondrer le poumon. REMARQUE : Laissez seulement les éponges molles et humides entrer en contact avec le poumon, car il est extrêmement délicat.</li>
	<li>Utilisez des ciseaux pour couper le long de l'aspect supérieur de la côte cautérisée, jusqu'à ce que le diaphragme soit visible.</li>
</ol>5. Exposition aortique
<ol><li>Placez les rétracteurs de côtes et utilisez-les pour ouvrir l'incision thoracotomy. Retirez soigneusement l'éponge de la surface du poumon.</li>
	<li>Placer l'éponge humide de 6 mm x 4 mm de sorte qu'elle recouvre le poumon, avec des extrémités pointant vers le rostalement et caudally. Placez le rétracteur pulmonaire (large plat) sur l'éponge et faites glisser doucement le rétracteur ventralement jusqu'à ce que l'aorte thoracique descendante soit exposée.</li>
	<li>Utilisez #7 forceps pour disséquer le tissu conjonctif et la graisse de l'aorte pendant une section d'environ 5 mm. REMARQUE : De petites veines peuvent courir transversalement à travers l'aorte ; éviter de les déchirer pendant la dissection (en utilisant au moins 14x grossissement peut aider à éviter cette complication).</li>
</ol>6. Exposition à l'élastase
<ol><li>Saturate 0.5 mm x 1 mm éponge avec 12 'L d'élastase pancréatique porcine et placez-le sur la surface exposée de l'aorte. REMARQUE : Ne laissez pas l'éponge toucher le poumon contralatéral.</li>
	<li>Après le temps prédéterminé (généralement 3-5 min), retirer l'éponge d'élastase avec #7 forceps. Retirez le rétracteur pulmonaire. Irriguer la cavité thoracique avec 1 ml de salin stérile. REMARQUE : Retirez le rétracteur pulmonaire avant l'irrigation avec saline car il permettra à l'éponge pulmonaire de devenir saturée et molle, ce qui facilitera l'enlèvement de la surface du poumon.</li>
	<li>Utilisez de la gaze roulée de 2 po x 2 po pour absorber l'irrigation saline restante. Tournez isoflurane à 2%.</li>
</ol>7. Fermeture de la poitrine
<ol><li>Retirer l'éponge pulmonaire. Retirez le rétracteur caudal du poumon. Retirez le rétracteur rostral de poumon.</li>
	<li>Placez 3 sutures interrompues 6-0 non absorbables pour s'opposer aux côtes, attacher un noeud lâche dans chacun, mais ne pas attacher. Prenez grand soin de ne pas toucher le poumon avec l'aiguille de suture.</li>
	<li>Regonfler le poumon en occlolouant le tube de sortie sur ventilateur ou en soufflant rapidement 0,5-1,0 ml d'air à travers le tube ET en utilisant le coq d'arrêt à 3 voies. REMARQUE : Pour éviter le barotraumatisme, évitez l'utilisation excessive de la seringue remplie d'air et n'utilisez pas plus de 1,0 ml d'air.</li>
	<li>Attachez les sutures non absorbables. Réappréorquer les couches musculaires avec une suture multifilament absorbable 5-0 en cours d'exécution. Tournez isoflurane à 1%.</li>
	<li>Fermer la peau avec 7-10 interrompu 5-0 sutures non absorbables. Tourner isoflurane à 0%.</li>
</ol>8. Récupération
<ol><li>Administrer 6 g (0,02 ml d'une suspension de 0,3 mg/mL) de buprénorphine sous-cutanée. Retirez le ruban du pied droit, de la queue et du bras gauche, suivi du ruban adhésif du bras droit.</li>
	<li>Lorsque la souris se déplace extrémités, extubate en tirant par sa queue pour glisser hors du tube ET. Placer dans la chambre plus chaude à haute teneur en oxygène en position de supine. REMARQUE : Il est sûr de déplacer la souris de la chambre d'oxygène dans la cage quand elle peut se retourner à la position debout normale. En outre, les souris devraient être surveillées pour détecter les signes de douleur, de détresse ou d'incapacité à se développer fréquemment pendant les 24 à 48 premières heures après la chirurgie et fournir des analgésiques supplémentaires ou des aliments mous comme indiqué.</li>
</ol>9. Exposition de l'anévrisme aortique (procédure de récolte terminale)
REMARQUE : En général, la récolte de tissus est effectuée à 14 jours, car cela représente la période de dilatation maximale. Toutefois, selon l'expérience, le calendrier de la procédure de récolte peut être effectué à tout moment entre 3 jours et 4 semaines, selon l'expérience.
<ol><li>Intuber et sécuriser la souris au champ opératoire tel que décrit ci-dessus (sections 1-3). Utilisez des ciseaux pour inciser la peau médialement du flanc gauche à l'abdomen central en prenant soin de ne pas entrer dans le péritoine.</li>
	<li>Inciser la peau du flanc gauche dorsal rostalement au niveau de l'épaule gauche. Puis incise à un angle de 90 degrés à travers l'axilla au sternum. REMARQUE : Cette incision devrait encercler complètement l'incision originale de peau.</li>
	<li>À l'aide de la cautérisation, disséquer le rabat cutané vers l'aspect ventral de la souris, exposant l'hémithorax gauche. Utilisez des ciseaux pour entrer dans l'abdomen et inciser le long de la marge costale gauche de ventrale à dorsal pour exposer le dessous du diaphragme gauche. Le bord latéral le plus du diaphragme peut s'ouvrir ce qui est désiré.</li>
	<li>S'il n'est pas créé avec l'étape précédente, inciser le diaphragme à son bord le plus latéral. Placer la pointe de la cautérisation dans ce trou et cautériser le diaphragme hors de la marge costale au processus xyphoïde. À l'aide d'un applicateur à pointe de coton à pointe fine humide, libérer délicatement le poumon des adhérences à la paroi thoracique et pousser les poumons médially. REMARQUE : Si les adhérences ne se détachent pas facilement de la paroi thoracique, utilisez la cautérisation pour les enlever; ce faisant aide à éviter de déchirer le poumon qui peut causer des saignements lourds.</li>
	<li>Cauteriser l'intérieur de la paroi thoracique de la nervure une à la marge costale, dorsale à la ligne axillaire moyenne, mais au moins 2 mm de l'aorte. Couper la paroi thoracique le long de la ligne cautérisée. REMARQUE : Cette technique évite les saignements des artères intercostales.</li>
	<li>Couper le long de la marge supérieure de la nervure un, puis caudally le long du bord latéral du sternum, en enlevant la cage thoracique gauche. Placez les rétracteurs sur le poumon et tirez médially. Placez le rétracteur sur le diaphragme et dessinez caudally pour exposer autant d'aorte que possible.</li>
	<li>Utilisez un applicateur à pointe de coton sèche pour enlever les adhérences de l'anévrisme aortique et d'un segment distal inchangé. Mesurez le diamètre du segment témoin non affecté et la partie la plus large de l'anévrisme traité par élastase à l'aide de la micrométrie vidéo. REMARQUE : Les mesures de micrométrie vidéo sont utilisées pour calculer la dilatation en pourcentage du segment anévrisme par rapport à un segment de contrôle avec l'équation 1. Un segment de contrôle qui est distal de 0,5 mm au segment aneurysmal 1 est sélectionné. <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/60105/60105eq1.jpg">Équation 1 
	 </li>
	<li>Saisissez l'aorte avec des forceps harms, juste distal au segment traité. Utilisez des ciseaux pour couper le distal aux forceps, puis disséquez l'aorte de la colonne vertébrale. Couper l'aorte proximal au segment traité et enlever l'aorte anévrismale.</li>
	<li>À l'aide d'une seringue et d'une aiguille de tuberculine, laver le lumen aortique avec du tissu salin et traiter le tissu comme désiré.</li>
</ol>

<ol><li>Coady, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+is+the+appropriate+size+criterion+for+resection+of+thoracic+aortic+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">What is the appropriate size criterion for resection of thoracic aortic aneurysms.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 113 (3), 489-491 (1997).</li>
<li>Aggarwal, S., Qamar, A., Sharma, V., Sharma, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abdominal+aortic+aneurysm%3A+A+comprehensive+review%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Clinical+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Abdominal aortic aneurysm: A comprehensive review.</a> Experimental and Clinical Cardiology. 16 (1), 11-15 (2011).</li>
<li>Bickerstaff, L. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thoracic+aortic+aneurysms%3A+a+population-based+study%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Thoracic aortic aneurysms: a population-based study.</a> Surgery. 92 (6), 1103-1108 (1982).</li>
<li>Cheng, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endovascular+aortic+repair+versus+open+surgical+repair+for+descending+thoracic+aortic+disease+a+systematic+review+and+meta-analysis+of+comparative+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Endovascular aortic repair versus open surgical repair for descending thoracic aortic disease a systematic review and meta-analysis of comparative studies.</a> Journal of the American College of Cardiology. 55 (10), 986-1001 (2010).</li>
<li>Walsh, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endovascular+stenting+versus+open+surgery+for+thoracic+aortic+disease%3A+systematic+review+and+meta-analysis+of+perioperative+results%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Endovascular stenting versus open surgery for thoracic aortic disease: systematic review and meta-analysis of perioperative results.</a> Journal of Vascular Surgery. 47 (5), 1094-1098 (2008).</li>
<li>Absi, T. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+patterns+of+gene+expression+distinguishing+ascending+aortic+aneurysms+from+abdominal+aortic+aneurysms%3A+complementary+DNA+expression+profiling+in+the+molecular+characterization+of+aortic+disease%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Altered patterns of gene expression distinguishing ascending aortic aneurysms from abdominal aortic aneurysms: complementary DNA expression profiling in the molecular characterization of aortic disease.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 126 (2), 344-357 (2003).</li>
<li>Ailawadi, G., Eliason, J. L., Upchurch, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+concepts+in+the+pathogenesis+of+abdominal+aortic+aneurysm%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Current concepts in the pathogenesis of abdominal aortic aneurysm.</a> Journal of Vascular Surgery. 38 (3), 584-588 (2003).</li>
<li>Ikonomidis, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+thoracic+aortic+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">A murine model of thoracic aortic aneurysms.</a> Journal of Surgical Research. 115 (1), 157-163 (2003).</li>
<li>Daugherty, A., Manning, M. W., Cassis, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Angiotensin+II+promotes+atherosclerotic+lesions+and+aneurysms+in+apolipoprotein+E-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Angiotensin II promotes atherosclerotic lesions and aneurysms in apolipoprotein E-deficient mice.</a> Journal of Clinical Investigation. 105 (11), 1605-1612 (2000).</li>
<li>Trachet, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ascending+Aortic+Aneurysm+in+Angiotensin+II-Infused+Mice%3A+Formation%2C+Progression%2C+and+the+Role+of+Focal+Dissections%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">Ascending Aortic Aneurysm in Angiotensin II-Infused Mice: Formation, Progression, and the Role of Focal Dissections.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (4), 673-681 (2016).</li>
<li>Johnston, W. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+interleukin-1beta+decreases+aneurysm+formation+and+progression+in+a+novel+model+of+thoracic+aortic+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Inhibition of interleukin-1beta decreases aneurysm formation and progression in a novel model of thoracic aortic aneurysms.</a> Circulation. 130 (11), Suppl 1 51-59 (2014).</li>
<li>Pope, N. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin-6+Receptor+Inhibition+Prevents+Descending+Thoracic+Aortic+Aneurysm+Formation%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Interleukin-6 Receptor Inhibition Prevents Descending Thoracic Aortic Aneurysm Formation.</a> Annals of Thoracic Surgery. 100 (5), 1620-1626 (2015).</li>
<li>Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Improved+Method+for+Rapid+Intubation+of+the+Trachea+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (108), e53771(2016).</li>
<li>Ailawadi, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+nonintrinsic+regional+basis+for+increased+infrarenal+aortic+MMP-9+expression+and+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">A nonintrinsic regional basis for increased infrarenal aortic MMP-9 expression and activity.</a> Journal of Vascular Surgery. 37 (5), 1059-1066 (2003).</li>
<li>Ruddy, J. M., Jones, J. A., Spinale, F. G., Ikonomidis, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regional+heterogeneity+within+the+aorta%3A+relevance+to+aneurysm+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Regional heterogeneity within the aorta: relevance to aneurysm disease.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 136 (5), 1123-1130 (2008).</li>
<li>Trigueros-Motos, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryological-origin-dependent+differences+in+homeobox+expression+in+adult+aorta%3A+role+in+regional+phenotypic+variability+and+regulation+of+NF-kappaB+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">Embryological-origin-dependent differences in homeobox expression in adult aorta: role in regional phenotypic variability and regulation of NF-kappaB activity.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 33 (6), 1248-1256 (2013).</li>
<li>Lu, G. S. G., Davis, J. P., Schaheen, B., Downs, E., Roy, R. J., Ailawadi, G., Upchurch, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+chronic+advanced+staged+abdominal+aortic+aneurysm+murine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">A novel chronic advanced staged abdominal aortic aneurysm murine model.</a> Journal of Vascular Surgery. 66 (1), 232-242 (2017).</li>
</ol>

Les auteurs n'ont rien à révéler.

L'aorte thoracique et abdominale sont cellulairement et embryologiquement distinctes, ce qui est pertinent pour la maladie anévrismale14,15,16. Par conséquent, un modèle animal spécifique pour étudier tAA est nécessaire. Bien que d'autres modèles dTAA murine ont été publiés8, le nôtre est le seul modèle à créer la dilatation aortique thoracique descendante qui peut être considéré comme vraiment anévrisme ...

Le but de cette méthode est d'étudier le développement, la pathophysiologie, et les changements structurels dans l'aorte thoracique descendante murine pendant la formation aortique d'anévrisme. Notre modèle offre une méthode reproductible et cohérente pour induire des anévrismes aortiques thoraciques (dTAA) chez la souris permettant ainsi l'essai de divers inhibiteurs génétiques et pharmacologiques. Ces travaux peuvent aider à identifier les médicaments et les thérapies géniques qui pourraient se traduire par une stratégie de traitement viable pour les humains atteints de la maladie d'ATD.
dTAAs se forment lorsque la paroi de l'aorte thoracique s'affaiblit et se dilate au fil du temps jusqu'à atteindre un diamètre critique lors de la déchirure ou la rupture peut alors se produire. Cliniquement, dTAA peut progresser en silence, augmentant en taille jusqu'à ce que la structure de la paroi aortique soit si déformée qu'elle échoue finalement, avec des conséquences catastrophiques. En ce qui concerne, les symptômes ne se développent généralement que lorsque l'anévrisme a atteint une taille périlleuse (100-150% de dilatation) et est à haut risque de dissection ou de rupture1,2. la rupture de dTAAest presque universellement mortelle 3, et la réparation chirurgicale élective porte la morbidité significative4,5. En outre, la plupart des patients portent le diagnostic d'un anévrisme aortique pendant approximativement 5 ans avant la réparation chirurgicale6,7. Cette fenêtre représente un moment opportun pour intervenir non-chirurgicalement. Ainsi, des thérapies médicales pour traiter ou ralentir la progression de dTAA sont nécessaires et représenteraient un avancement significatif au domaine de la recherche d'aneurysm. Il n'existe actuellement aucun traitement médical pour le dTAA disponible, principalement en raison d'une compréhension incomplète de la pathogénie dTAA.
Au cours des 20 dernières années, plusieurs modèles animaux d'ATD ont été développés, mais chacun de ces modèles était distinct des nôtres et ne produisait pas d'anévrismes robustes. Un modèle dTAA murine le plus semblable au nôtre a été développé par Ikonomidis et autres8, qui inclut l'application directe de CaCl2 à l'aventitia de l'aorte. Bien que notre modèle ait été adapté à partir de nombreuses techniques énoncées par Ikonomidis, notre modèle est unique à trois égards distincts. Tout d'abord, dans notre modèle, l'aorte est exposée à l'élastase topique pendant 3-5 minutes, comparativement à 15 minutes d'exposition CaCl 2. Deuxièmement, la dilatation aortique se produit en 2 semaines, comparativement à 16 semaines dans le modèle CaCl 2. Enfin, notre modèle produit systématiquement des anévrismes d'environ 100% de dilatation, par rapport aux dilatations aortiques de 20-30% produites par l'application CaCl2 (qui ne peuvent pas être vraiment considérées comme des anévrismes car elles sont définies comme une augmentation de l'aortique diamètre 'gt;50%). Il y a d'autres modèles murinenons non chirurgicaux de formation d'aneurysm, tels que la souris knock-out d'Apo E, qui forment des aneurysms robustes avec l'infusion de l'angiotensine II. Cependant, ces souris développent des anévrismes aortiques thoraciques supra-rénaux ou ascendants plutôt que des anévrismes spécifiquement dans l'aorte thoracique descendante9,10.
Le rationnel pour ce protocole est d'avoir un moyen simple, peu coûteux, et le temps approprié pour étudier dTAA dans un modèle de murine. Le modèle de souris offre une occasion unique d'utiliser de nombreux KO génétiques et cellulaires spécifiques qui se sont avérés être percutants dans d'autres maladies vasculaires. L'utilisation de notre modèle TAA spécifique a été bien reçue et des expériences l'utilisant ont été publiées dans des revues à fort impact11,12. Jusqu'à ce point, le modèle a été employé pour étudier les traitements génétiques et pharmacologiques possibles qui ont eu un effet significatif dans les modèles auriculaires aortiques abdominaux (AAA) de murine ; cependant, comme notre laboratoire a élargi l'utilisation du modèle dTAA, nous trouvons des cibles uniques à la formation dTAA qui pourraient être utilisés comme thérapies ciblées chez l'homme.
Ce modèle est plus approprié pour les laboratoires qui ont des capacités micro-chirurgicales murines. Bien qu'il soit techniquement difficile, il peut être exécuté uniformément même par des chercheurs sans expérience chirurgicale préalable. Pour un chercheur sans expérience chirurgicale murine, le modèle peut être maîtrisé en une vingtaine de séances opératoires (soit environ 50 souris). Pour le chercheur ayant une expérience chirurgicale antérieure, le modèle peut être maîtrisé en 5 séances opératoires (environ 20 souris). Nous croyons qu'avec une vidéo de haute qualité, le temps de maîtrise peut être encore réduit. Une fois la compétence atteinte, la procédure peut être complétée en 35 minutes pour la chirurgie, et 20 minutes pour la récolte terminale. Les chirurgiens de notre laboratoire peuvent effectuer 10 à 12 chirurgies complètes par jour, avec un taux de mortalité opératoire de 5 à 10 %. La cause la plus fréquente de mortalité est une lésion pulmonaire à l'entrée de la poitrine, une toxicité anesthésique ou une déchirure de l'aorte pendant la dissection. En plus de la recherche dTAA, ce modèle sert également de guide pour un accès sûr et facile à l'aorte thoracique et le hilum pulmonaire pour les chercheurs qui étudient d'autres interventions dans la poitrine.

<table><tbody><tr><td>Angiocathéter (22G)</td><td></td><td></td><td>Utilisé pour</td></tr><tr><td>les pinces à épiler Dumont Tube ET ; Motif #7 x2</td><td>Roboz</td><td>RS-4982</td><td></td></tr><tr><td>Pince à tissus Graefe</td><td>Roboz</td><td>RS-5158</td><td></td></tr><tr><td>Harms Forceps x2</td><td>Roboz</td><td>RS-5097</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille intracardiaque ; Extra délicat ; Mâchoires en carbure ; 7" de longueur</td><td>Roboz</td><td>RS-7800</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ;KL 1500 Source lumineuse LED</td><td>Leica</td><td>150-400</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; M205A Dissction Microscope</td><td>Leica</td><td>CH 94-35</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à iris, 11cm, carbure de tungstène</td><td>World Precision Instruments</td><td>500216-G</td><td></td></tr><tr>Planche <td></td><td></td> à<td>pince en métal</td> à <td>utiliser avec le kit d’écarteur de souris&nbsp ;</td></tr><tr><td>Ensemble d’écarteurs de souris</td><td>Kent</td><td>SURGI-5001</td><td>Besoin de 2 fixateurs courts et 1 grand</td></tr><tr><td>Ventilateur de souris MiniVent Type 845, 115 V, alimentation avec connecteur US</td><td>Harvard Apparatus</td><td>73-0043</td><td>Ventilateur MiniVent pour souris (modèle 845), animal unique, volume contrôlé</td></tr><tr><td>Sigma Aldrich</td><td>Elastase du pancréas porcin</td><td>E0258-50MG</td><td>Peut être acheté en différentes tailles</td></tr><tr><td>Récipient Kit de cautérisation</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>18000-00</td><td>Recommande d’utiliser des piles AA rechargeables</td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort, 10,5 cm</td><td>World Precision Instruments</td><td>14127</td><td></td></tr><tr><td>Écouvillons stériles (éponges)</td><td>Sugi</td><td>31603</td><td>Peut être coupé à la taille</td></tr><tr><td>Surgi Suite Plate-forme chirurgicale</td><td>Kent</td><td></td><td>Fixer au presse-papiers&nbsp ;</td></tr><tr><td>Tech IV Isoflurane Vap</td><td>Jorgensen&nbsp ; Laboratoires&nbsp ;</td><td>J0561A</td><td>Vaporisateur d’anesthésie&nbsp ;</td></tr></tbody></table>

modèle chirurgical murine de l'élastase topique induit descendant l'aneurysm aortique thoracique

Murine Surgical Model of Topical Elastase Induced Descending Thoracic Aortic Aneurysm

Selon le Center for Disease Control, les anévrismes aortiques (AA) ont été considérés comme l'une des principales causes de décès dans toutes les races et les deux sexes de 1999 à 2016. Un anévrisme se forme à la suite de l'affaiblissement progressif et de la dilatation éventuelle de l'aorte, qui peut se rompre ou se déchirer une fois qu'elle atteint un diamètre critique. Les anévrismes de l'aorte descendante dans la poitrine, appelés anévrismes aortiques thoraciques descendants (dTAA), constituent une grande proportion des cas d'anévrisme aux États-Unis. La rupture non confinée de dTAA est presque universellement mortelle, et la réparation élective a un taux élevé de morbidité et de mortalité. Le but de notre modèle est d'étudier dTAA spécifiquement, d'élucider la pathophysiologie de dTAA et de rechercher des cibles moléculaires pour arrêter la croissance ou réduire la taille de dTAA. En ayant un modèle murine pour étudier la pathologie thoracique avec précision, des thérapies ciblées peuvent être développées pour tester spécifiquement dTAA. La méthode est basée sur le placement de l'élastase pancréatique porcine (PPE) directement sur la paroi aortique murine externe après exposition chirurgicale. Cela crée une réaction destructrice et inflammatoire, qui affaiblit la paroi aortique et permet la formation d'anévrisme sur des semaines à des mois. Bien que les modèles murins possèdent des limitations, notre modèle dTAA produit des anévrismes robustes de taille prévisible. En outre, ce modèle peut être utilisé pour tester des cibles génétiques et pharmaceutiques qui peuvent arrêter la croissance dTAA ou prévenir la rupture. Chez les patients humains, des interventions comme celles-ci pourraient aider à éviter la rupture de l'anévrisme, et l'intervention chirurgicale difficile.

L'application de notre protocole se traduit par un dTAA robuste chez la souris par rapport aux contrôles salins. Les AAT développés sont de forme fusiforme et ne se produisent que dans la partie traitée de l'aorte (Figure 1 et Figure 2)11. La figure 2 montre un exemple de mesure vidéo de micrométrie à la récolte des tissus. En utilisant l'équation 1, la dilatation aortique est de 130% dans cet exemple.
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Nous décrivons un protocole chirurgical pour induire uniformément les aneurysms aortiques thoraciques descendants robustes chez les souris. La procédure implique la thoracotomie gauche, l'exposition à l'aorte thoracique, et le placement d'une éponge imbibée d'élastase pancréatique porcine sur la paroi aortique.

Modèle chirurgical murine de l'élastase topique induit descendant l'aneurysm aortique thoracique

According to the Center for Disease Control, aortic aneurysms (AAs) were considered a leading cause of death in all races and both sexes from 1999-2016. ...

Ce protocole est capable de produire des anévrismes aortiques thoraciques robustes de taille et d’emplacement constants chez la souris et sert de guide pour un accès sûr à la poitrine murine. Ce protocole est une méthode simple et cohérente pour produire des anévrismes aortiques thoraciques chez la souris sur une quantité raisonnable de temps par rapport à d’autres modèles. Après avoir confirmé un niveau approprié de sedation chez un mâle de huit à dix semaines c57 noir six souris, placez la souris dans la position latérale droite de decubitus et tapez le bras droit rostrally ainsi la patte avant est en ligne avec le nez.Tirez la queue caudally pour créer une ligne de tension entre le bras droit et la queue, produisant l’extension de la colonne vertébrale, et tapez la jambe gauche dans sa position naturelle. Ensuite, tapez le bras gauche ventrally sur gaze roulée. Avant de commencer l’intervention, utilisez des tondeuses pour raser le flanc gauche de l’épaule gauche à l’abdomen gauche.Utilisez un applicateur à pointe de coton pour brosser d’abord la solution betadyne, puis 70% d’éthanol sur le site chirurgical. Lorsque la peau est sèche, placez un drapé stérile sur l’animal. Faire une incision latérale de deux centimètres au milieu de l’hémothorax et utiliser l’électrocauterie tenue à la main pour diviser les couches musculaires jusqu’à ce que les côtes soient visibles.Sous 10 à 15x grossissement, cautériser directement une partie de deux millimètres entre les côtes et utiliser un applicateur salin mouillé, à pointe de coton fin dans l’espace des côtes afin de disséquer dans l’espace pleural à travers la partie cautérisée. Placez une éponge saline mouillée de trois par deux millimètres dans le thorax pour aider à l’effondrement du poumon. Ensuite, utilisez des ciseaux pour élargir la thoracotomie jusqu’à ce que le diaphragme soit visible ventrally et l’incision est à plusieurs millimètres des muscles paraspinus dorsalement.Pour exposer l’aorte, placez les rétracteurs de nervures dans l’incision thoracotomie et retirez soigneusement l’éponge de la surface du poumon. Couvrez le poumon d’une éponge saline mouillée de six par quatre millimètres avec les extrémités pointant vers rostrally et caudally et placez un rétracteur large et plat de poumon sur l’éponge. Ensuite, faites glisser doucement le rétracteur ventrally jusqu’à ce que l’aorte thoracique descendante soit exposée et utilisez le nombre sept forceps pour disséquer une section d’environ cinq millimètres de tissu conjonctif et de graisse de l’aorte.Pour appliquer l’élastre, d’abord, utilisez une micropipette pour saturer une éponge de 0,5 par millimètre avec 12 microlitres d’élastase pancréatique porcine et placer l’éponge sur la surface exposée de l’aorte. Après trois à cinq minutes, utiliser le numéro sept forceps pour enlever l’éponge d’élasstase et enlever le rétracteur de poumon. Irriguer la cavité thoracique avec environ un demi-millilitre de solution saline stérile.Retirer l’éponge pulmonaire et utiliser un morceau roulé de deux par deux pouces de gaze pour absorber l’irrigation saline restante. Retirez les rétracteurs des côtes et déposez les côtes avec trois sutures interrompues de six oh non absorbables, en lissant un nœud lâche dans chaque suture sans léter les sutures vers le bas. Après avoir regonflé le poumon, attachez les sutures et rééchez les couches musculaires avec une suture tressée absorbable de cinq oh en cours d’exécution.Fermez la peau avec sept à dix sutures interrompues de cinq oh non absorbables. Ensuite, surveillez l’animal jusqu’à la pleine récumbence. Au point d’extrémité expérimental approprié, utilisez des ciseaux pour inciser la peau de façon médiocre du flanc gauche à l’abdomen central, en prenant soin de ne pas entrer dans le péritoine.Incise la peau du flanc gauche dorsal rostrally à l’épaule gauche et faire une incision à un angle de 90 degrés à travers l’axilla au sternum. À l’aide de la cautérisation, disséquer le rabat cutané vers l’aspect ventral de la souris pour exposer l’hémothorax gauche et utiliser des ciseaux pour pénétrer dans l’abdomen le long de la marge costale gauche du ventral à la direction dorsale pour exposer le dessous du diaphragme gauche. Si le bord latéral le plus latéral du diaphragme ne s’ouvre pas, incisez le diaphragme à son bord le plus latéral.En plaçant la pointe de la cautérisation dans ce trou, cautériser le diaphragme de la marge costale au processus xiphoïde et utiliser un applicateur humide à pointe fine à bout de coton pour libérer doucement le poumon de toute adhérence à la paroi thoracique. Tout en s’assurant que le poumon est à l’extérieur, utilisez l’électrocauttérie pour couper à travers les côtes et la paroi thoracique de la marge costale à la première côte, dorsale à la ligne médiane, mais au moins deux millimètres de l’aorte. Couper le long de la marge supérieure de la première côte et de refléter la cage thoracique ventrally pour exposer l’hémothorax.Placez les rétracteurs sur le poumon et tirez médiocrement. Placez un rétracteur ou une gaze saline mouillée sur le diaphragme et dessinez caudally pour exposer autant d’aorte que possible. Utilisez un applicateur sec à bout de coton pour éliminer les adhérences de l’anévrisme aortique et d’un segment distal inchangé et utilisez la micrométrie vidéo pour mesurer le diamètre du segment de contrôle inchangé et la partie la plus large de l’anévrisme traité à l’élasstase.Pour récolter l’aorte, saisissez le navire avec des forceps harmons juste distal au segment traité et utilisez des ciseaux pour couper distal aux forceps. Disséquer l’aorte de la colonne vertébrale et couper le vaisseau proximal au segment traité pour enlever le tissu anévrisme. Ensuite, à l’aide d’une seringue et d’une aiguille de tuberculine, lavez le lumen aortique avec de la solution saline et traiter l’échantillon selon l’analyse expérimentale prévue en aval.Les anévrismes thoraciques développés comme forme fusiforme et se produisent seulement dans la partie traitée sur l’aorte. Dans cette mesure représentative de micrométrie vidéo, la dilatation aortique a été déterminée pour être 130% à la récolte de tissu. En effet, tandis que les souris traitées de type elastase présentent une augmentation significative de la dilatation aortique aux jours trois, sept, 14, et 21 post-traitement avec la dilatation maximale observée au jour 14 comparée à la souris de type sauvage de contrôle.L’analyse histologique révèle que les anévrismes de type sauvage ont des fibres d’élastine minces et fragmentées. Il y a également la coloration moins lisse de cellules de muscle avec une augmentation du macrophage et de l’expression uni-bêta d’interlukin. Le poumon murin est extrêmement délicat, et les blessures sont généralement mortelles.Prenez le plus grand soin avec l’entrée initiale dans la poitrine et ne manipulez le poumon qu’avec des éponges salines mouillées. Ce modèle a aidé à élucider le rôle de l’interlukin un-bêta et interlukin six dans la pathogénie des aneurysms aortiques thoraciques descendants et comment leur blocus pourrait faciliter la gestion non chirurgicale de ces anévrismes.

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Cette vidéo montre comment provoquer un anévrisme aortique abdominal (AAA) chez des souris par perfusion intraluminale transitoires de l'élastase pancréatique porcine dans le segment sous-rénal de l'aorte abdominale. Le modèle a la possibilité d'ajouter bon aperçu du pathobiologie de AAA en raison de l'émergence des cultures transgéniques et des souris knockout de nombreux gènes.

Création d&#39;expérimental murin anévrismes aortiques abdominaux avec l&#39;élastase

Modifications histologiques et biochimiques après anévrisme exclusion d'endoprothèse sont encore mal connues. Nous décrivons un nouveau modèle d'implantation d'une endoprothèse anévrisme murin. Grâce à l'analyse thrombus avec et sans circulation persistante interface de flux sanguin, et nouvelle évaluation des biomatériaux endovasculaire, ce modèle permettra de mieux comprendre endovasculaire anévrisme exclusion pathobiology.

Un nouveau modèle murin de endovasculaire anévrisme de l&#39;aorte réparation

Le présent protocole décrit une méthode chirurgicale normalisée pour le modèle AAA induit par l’élastase par l’application directe d’élastase à l’adventice de l’aorte abdominale infrarénale chez la souris.

Modèle d’anévrisme de l’aorte abdominale de souris induit par l’application périvasculaire d’élastase

Ce manuscrit présente un protocole permettant d’établir un modèle d’anévrisme de l’aorte abdominale chez la souris à l’aide de chlorure de calcium et d’élastase, combinant les avantages des méthodes de modélisation précédentes. Ce modèle peut être utilisé pour étudier les mécanismes physiopathologiques sous-jacents aux anévrismes de l’aorte abdominale.

Un modèle d’anévrisme de l’aorte abdominale chez la souris par infiltration péri-adventice de chlorure de calcium et d’élastase

Ce protocole décrit une approche chirurgicale méthodique pour modéliser les anévrismes avancés de l’aorte abdominale chez la souris en combinant l’application directe d’élastase sur l’aorte infrarénale et l’administration de ß-aminopropionitrile dans l’eau de boisson.

Modélisation avancée de l’anévrisme de l’aorte abdominale chez la souris par l’association de l’élastase topique et du ß-aminopropionitrile oral

Le présent protocole décrit une méthode chirurgicale standardisée pour l’induction d’anévrismes carotidiens dans un modèle murin par une seule opération chirurgicale.

Un modèle murin de la formation d’un anévrisme carotidien

Ce protocole fournit une procédure détaillée, étape par étape, pour l’induction de la dissection de l’aorte thoracique chez la souris. Plus précisément, il comprend le calcul précis des doses requises de β-aminopropionitrile et d’angiotensine II, la procédure de remplissage de la pompe osmotique et la technique d’implantation de la pompe osmotique.

Modèle murin de dissection aortique thoracique induite par perfusion orale de β-aminopropionitrile et d’angiotensine II par voie sous-cutanée

Ce protocole fournit une méthode reproductible et fiable pour induire des anévrismes de l’aorte abdominale (AAA) chez des souris C57BL/6 en utilisant la sensibilisation à l’elastine et l’application d’élastase périvasculaire, en tant que modèle AAA incorporant une composante immunosensibilisation.

Création fiable d’un modèle d’anévrisme aortique abdominal murien utilisant la sensibilisation à l’élastine et l’élastase périvasculaire

Le manque de compréhension des mécanismes de la moelle épinière lésion d'ischémie-reperfusion a empêché d'autres additifs pour empêcher la paraplégie suite à des opérations de l'aorte à haut risque. Ainsi, le développement de modèles animaux est impératif. Ce manuscrit démontre reproductible inférieure paralysie des extrémités après occlusion de l'aorte thoracique dans un modèle murin.

Reproductible paraplégie par l&#39;aorte thoracique occlusion dans un modèle murin de la moelle épinière ischémie-reperfusion

Nous introduisons une méthode chirurgicale pour induire expérimental d'ischémie / reperfusion (I / R) des blessures pour simuler un infarctus du myocarde (IM) dans les modèles de souris qui permet une plus grande clarté dans le positionnement de la ligature sur l'artère interventriculaire antérieure gauche (LAD) d'augmenter la reproductibilité d'expériences MI chez la souris.

Un modèle murin d&#39;ischémie myocardique-reperfusion par ligature de l&#39;artère interventriculaire antérieure

Découvrez un protocole chirurgical pour induire des anévrismes aortiques thoraciques chez la souris C57BL/6 par thoracotomie gauche et application d'élastase porcine. Cette méthode fiable facilite la recherche cardiovasculaire.

Modèle chirurgical murine de l'élastase topique induit descendant l'aneurysm aortique thoracique

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