Name: Génotypage de lADN microsatellite et cytométrie des flux Analyses des tissus Hydatidiform Hydradins intégrés paraffins fixés à la formaline (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-10-20T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 54 s
Description: Découvrez le génotypage microsatellite et la cytométrie en flux pour le diagnostic des moles hydatiformes sur tissus FFPE. Ces protocoles minimisent la contamination maternelle et améliorent la précision diagnostique.

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Les auteurs remercient Sophie Patrier et Marianne Parésy d'avoir partagé le protocole original de cytométrie du débit, et Promega et Qiagen d'avoir fourni des fournitures et des réactifs. Ce travail a été appuyé par le Réseau québécois en reproduction et l'Institut canadien de recherche en santé (MOP-130364) à R.S.

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<li>Nguyen, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comprehensive+genotype-phenotype+correlations+between+NLRP7+mutations+and+the+balance+between+embryonic+tissue+differentiation+and+trophoblastic+proliferation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Genetics%22%5BJournal%5D)">Comprehensive genotype-phenotype correlations between NLRP7 mutations and the balance between embryonic tissue differentiation and trophoblastic proliferation.</a> Journal of Medical Genetics. 51 (9), 623-634 (2014).</li>
<li>Brown, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recurrent+pregnancy+loss+in+a+woman+with+NLRP7+mutation%3A+not+all+molar+pregnancies+can+be+easily+classified+as+either+%22partial%22+or+%22complete%22+hydatidiform+moles%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Gynecologic+Pathology%22%5BJournal%5D)">Recurrent pregnancy loss in a woman with NLRP7 mutation: not all molar pregnancies can be easily classified as either "partial" or "complete" hydatidiform moles.</a> International Journal of Gynecologic Pathology. 32 (4), 399-405 (2013).</li>
<li>Colgan, T. J., Chang, M. C., Nanji, S., Kolomietz, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Reappraisal+of+the+Incidence+of+Placental+Hydatidiform+Mole+Using+Selective+Molecular+Genotyping%5BTitle%5D)+AND+%22The+International+Journal+of+Gynecological+Cancer%22%5BJournal%5D)">A Reappraisal of the Incidence of Placental Hydatidiform Mole Using Selective Molecular Genotyping.</a> The International Journal of Gynecological Cancer. 26 (7), 1345-1350 (2016).</li>
<li>Murphy, K. M., McConnell, T. G., Hafez, M. J., Vang, R., Ronnett, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+genotyping+of+hydatidiform+moles%3A+analytic+validation+of+a+multiplex+short+tandem+repeat+assay%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Molecular+Diagnostics%22%5BJournal%5D)">Molecular genotyping of hydatidiform moles: analytic validation of a multiplex short tandem repeat assay.</a> The Journal of Molecular Diagnostics. 11 (6), 598-605 (2009).</li>
</ol>

Les auteurs n'ont rien à révéler.

HM sont des grossesses humaines anormales avec des étiologies hétérogènes et ont différents types histologiques et génotypiques, ce qui rend leur classification précise et le diagnostic difficile. L'évaluation morphologique histopathologique s'est souvent avérée inexacte et n'est donc pas fiable en soi pour classer HM en CHM et PHM et les distinguer des fausses couches non-molaires. Par conséquent, un diagnostic précis de HM exige l'utilisation d'autres méthodes telles que le génotypage d'ADN microsatellite multiplex, l'...

Une taupe hydatidiform (HM) est une grossesse humaine anormale caractérisée par le développement embryonnaire anormal, l'hyperprolifération du trophoblaste, et la dégénérescence hydropic des villosités chorioniques (CV). Historiquement, HM était divisé en deux types, HM complet (CHM) et HM partiel (PHM) basé seulement sur l'évaluation morphologique1. Cependant, il a été démontré que l'évaluation morphologique seule ne suffit pas à classer HM dans les deux sous-types (CHM et PHM) et les distinguer des fausses couches non molaires2,3,4.
Puisque CHM et PHM ont des propensions différentes aux malignités, il est donc important de déterminer avec précision le type génotypique de HM pour fournir le suivi et la gestion appropriés aux patients. Par conséquent, au cours des dernières décennies, plusieurs méthodologies ont été développées et développées dans le but d'identifier la contribution parentale aux tissus molaires et d'atteindre une classification correcte de HM. Il s'agit notamment de l'analyse karyotype, du polymorphisme de baguage chromosomique, de la typage sérologique de l'antigène leucocyte humain (HLA), du polymorphisme de longueur de fragment de restriction, du nombre variable de répétitions de tandem, du génotypage microsatellite, de la cytométrie du débit et du p57 immunohistochimie KIP2. Cela a permis une subdivision précise des conceptions de HM basées sur la contribution parentale à leurs génomes, comme suit: CHM, qui sont diploïdes androgènes monospermiques ou diploïdes dispermiques androgénétiques androgènes, et PHM, qui sont triploïdes, dispermiques dans 99% et monospermic dans 1% des cas5,6,7,8. En outre, il existe un autre type de HM génotypique qui a émergé au cours des deux dernières décennies, qui est biparental diploïde. Ce dernier est principalement récurrent et peut affecter un seul membre de la famille (cas simplex) ou au moins deux membres de la famille (cas familiaux). Ces taupes biparentales diploïdes sont principalement provoquées par des mutations récessives dans NLRP7 ou KHDC3L dans les patients9,10,11,12. Diploid biparental HM chez les patients présentant des mutations récessives dans NLRP7 peut être diagnostiqué comme CHM ou PHM par analyse morphologique et ceci semble être associé à la sévérité des mutations dans les patients13,14. En plus de la classification de HM en fonction de leurs génotypes, l'introduction et l'utilisation de plusieurs méthodes de génotypage ont permis la distinction des différentes entités molaires des fausses couches non molaires, telles que les conceptions biparentales diploïdes anéuploides et d'autres types de conceptions5,15. De telles conceptions peuvent avoir une certaine prolifération de trophoblastet et la morphologie vilaine anormale qui imitent, dans une certaine mesure, quelques dispositifs morphologiques de HM.
Le but de cet article est de fournir des protocoles détaillés pour le génotypage multiplexe et la cytométrie de flux des tissus paraffinés (FFPE) de formaline fixe, et des analyses complètes des résultats de ces méthodes et de leur intégration avec d'autres méthodes pour diagnostic correct et concluant des tissus molaires.

<table><tbody><tr><td>BD FACS Canto II</td><td>BD BioSciences</td><td>338960</td><td></td></tr><tr><td>Instrument d’électrophorèse capillaire : Genomes Applied Biosystems 3730xl Analyseur d’ADN</td><td>Applied biosystems</td><td>313001R</td><td>Service offert par le Centre de génomique appliquée (http://www.tcag.ca)</td></tr><tr><td>Acide citrique</td><td>Sigma</td><td>251275</td><td></td></tr><tr><td>Cytoseal 60, milieu de montage d’histopathologie</td><td>Fisher</td><td></td><td></td>23244257</tr><tr><td>Solution mère d’éosine Y (1 %)</td><td>Fisher</td><td>SE23-500D</td><td></td></tr><tr><td>FCSalyzer - logiciel d’analyse par cytométrie en flux</td><td>SourceForge-https://sourceforge.net/projects/fcsalyzer/</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>FFPE Qiagen kit</td><td>Qiagen</td><td>80234</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-51</td><td>Pour le sectionnement et pour le processus de nettoyage</td></tr><tr><td>Glacial Acide acétique (concentré)</td><td>Sigma</td><td>A6283-500mL</td><td></td></tr><tr><td>Lamelles en verre : Verre de couverture</td><td>Fisher</td><td>12-541a</td><td></td></tr><tr><td>Hématoxyline</td><td>Fisher</td><td>CS401-1D</td><td></td></tr><tr><td>Formamide hautement désionisé : Hi-Di Formamide</td><td>Thermofisher</td><td>4311320</td><td></td></tr><tr><td>Plateforme IHC : Benchmark Ultra</td><td></td> <td>Roche-Kimwipes</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Ultident</td><td>30-34120</td><td></td></tr><tr><td>Microtome</td><td>Leica</td><td>RM2135</td><td></td></tr><tr><td>Lames Microtome</td><td>Fisher</td><td>12-634-1C</td><td></td></tr><tr><td>Maille filtrante Nitex, 48 &mu ; m</td><td>Filmar</td><td>74011</td><td>http://www.filmar.qc.ca/index.php?filet=produits&id=51&lang=en ; tout autre filtre convient, mais il s’agit d’une option peu coûteuse et efficace d’une société non scientifique</td></tr><tr><td>Anticorps p57</td><td>Cell Marque</td><td>457M</td><td></td></tr><tr><td>Pasteur</td><td>pipette VWR</td><td>53499-632</td><td></td></tr><tr><td>PCR machine</td><td>Perkin Elmer, Applied Biosystems</td><td>GeneAmp PCR System 9700</td><td></td></tr><tr><td>PeakScanner 1.0</td><td>Applied Biosystems</td><td>4381867</td><td>Logiciel pour l’analyse du génotypage.</td></tr><tr><td>Pepsine de la muqueuse gastrique porcine</td><td>Sigma</td><td>P7012</td><td></td></tr><tr><td>Tubes à fond rond en polystyrène</td><td>BD Falcon</td><td>352058</td><td></td></tr><tr><td>Lames chargées positivement : Superfrost Plus 25x75mm</td><td>Fisher</td><td>1255015</td><td></td></tr><tr><td>PowerPlex 16 HS System</td><td>Promega Corporation</td><td>DC2102</td><td></td></tr><tr><td>Propidium Iodide</td><td>Sigma</td><td>P4864</td><td></td></tr><tr><td>Ribonucase A du pancréas bovin</td><td>Sigma</td><td>R4875</td><td></td></tr><tr><td>Matrice de séparation : POP-7 Polymer</td><td>Thermofisher</td><td>4352759</td><td></td></tr><tr><td>UltraPure Agarose</td><td>Fisher</td><td>16500-500</td><td></td></tr><tr><td>Xylene</td><td>Fisher</td><td>X3P1GAL</td><td></td></tr></tbody></table>

génotypage de l'adn microsatellite et cytométrie des flux analyses des tissus hydatidiform hydradins intégrés paraffins fixés à la formaline

Microsatellite DNA Genotyping and Flow Cytometry Ploidy Analyses of Formalin-fixed Paraffin-embedded Hydatidiform Molar Tissues

La taupe hydatidiform (HM) est une grossesse humaine anormale caractérisée par la prolifération trophoblastique excessive et le développement embryonnaire anormal. Il existe deux types de HM basés sur l'évaluation morphologique microscopique, hm complet (CHM) et HM partiel (PHM). Ceux-ci peuvent être subdivisés en fonction de la contribution parentale aux génomes molaires. Une telle caractérisation de HM, par des analyses de morphologie et de génotype, est cruciale pour la gestion patiente et pour la compréhension fondamentale de cette pathologie intrigante. Il est bien documenté que l'analyse morphologique de HM est sujette à une grande variabilité interobservateur et ne suffit pas à elle seule à classer avec précision HM en CHM et PHM et les distinguer des avortements hydropiques non-molaires. L'analyse du génotypage est principalement effectuée sur l'ADN et les tissus à partir de produits de conception intégrés à la paraffine (FFPE) qui ont une qualité inférieure à l'optimal et peuvent donc conduire à de mauvaises conclusions. Dans cet article, des protocoles détaillés pour les analyses de génotypage multiplex et de cytométrie du flux des tissus molaires FFPE sont fournis, ainsi que l'interprétation des résultats de ces méthodes, leur dépannage, et l'intégration avec l'évaluation morphologique , l'immunohistochimiede KIP2 p57, et l'hybridation in situ de fluorescence (FISH) pour atteindre un diagnostic correct et robuste. Ici, les auteurs partagent les méthodes et les leçons apprises au cours des 10 dernières années de l'analyse d'environ 400 produits de conception.

La complexité des tissus molaires et le fait qu'ils peuvent avoir divers génotypes nécessite une analyse rigoureuse et l'utilisation de plusieurs méthodes telles que l'évaluation morphologique, l'immunohistochimie p57, le génotypage microsatellite, la cytométrie du débit et le FISH. Par exemple, un patient (1790) a été référé avec deux PHM qui se sont avérés être triploïdes par l'analyse de microarray des POC seulement. Le patient a été donc diagnostiqué avec PHM récurrent. Le génotypage ...

Les grains de beauté hydatidiformes sont des grossesses humaines anormales avec des étiologies hétérogènes qui peuvent être classées en fonction de leurs caractéristiques morphologiques et de leur contribution parentale aux génomes des molaires. Ici, les protocoles du génotypage et de la cytométrie d'écoulement microsatellites de la paraffine-intégrée des tissus paraffines formalines sont décrits en détail, ainsi que l'interprétation et l'intégration des résultats.

Génotypage de l'ADN microsatellite et cytométrie des flux Analyses des tissus Hydatidiform Hydradins intégrés paraffins fixés à la formaline

Hydatidiform mole (HM) is an abnormal human pregnancy characterized by excessive trophoblastic proliferation and abnormal embryonic development. There are ...

Le principal avantage de notre protocole de génotypage est qu’il minimise la contamination par l’ADN maternel, qui est le principal défi lors du génotypage formalin fixe, tissus molaire paraffine intégrés. La cytométrie de flux est une méthode rapide et peu coûteuse qui facilite grandement le diagnostic des grains de beauté hydatidiformes. Pour chaque produit de conception intégré à la paraffine fixe à la formaline, ou FFPE, préparez une section de tache d’hématoxyline et d’éosine épaisse de quatre microns telle que détaillée dans cette vidéo pour évaluation morphologique par microscopie.Placez les blocs FFPE sur la glace pendant 15 minutes pour faciliter la section. Ajustez la microtome pour couper les sections de quatre microns d’épaisseur pour l’évaluation morphologique microscopique. Placez le bloc froid dans la microtome et coupez une section de chaque bloc pour la coloration H&E.À l’aide de forceps, transférer chaque section dans un bain d’eau de 45 degrés Celsius. Prenez la section du bain d’eau avec une glissière chargée positivement précédemment étiquetée avec le numéro d’identification de l’échantillon à l’aide d’un crayon. Placez les glissières contenant les sections dans un four à 65 degrés Celsius pour permettre aux sections d’adhérer aux toboggans.Garder les diapositives au four pendant 25 minutes. Effectuez la coloration H&E en coulissant les glissières dans les pots de coloration appropriés pour la période de temps correcte tel que tabulé dans le protocole de texte. Monter les sections de quatre microns pour l’analyse morphologique avec le milieu de montage.Et couvrir de glissades de couverture en verre. À l’aide des glissières H&E et d’un microscope léger, sélectionnez le bloc FFPE qui a la plus grande quantité de villosités chorioniques. Et si possible, le bloc qui a des villosités chorioniques se séparent et ne se mêlent pas aux tissus maternels.Ajustez la microtome pour couper les sections de 10 microns d’épaisseur pour l’extraction de l’ADN. Couper 10 à 30 sections, selon la quantité de villosités chorioniques dans le bloc. Après avoir ramassé les sections avec des glissières comme avant, placez les glissières contenant les sections dans un four à 65 degrés Celsius pour permettre aux sections d’adhérer aux glissières.Garder les diapositives au four pendant 20 minutes. Effectuez la coloration H&E en coulissant les glissières dans les pots de coloration appropriés pour la période de temps correcte tel que tabulé dans le protocole de texte. Laissez les toboggans sous le capot des vapeurs pendant au moins trois heures pour que les odeurs toxiques de xylène se dissipent.À l’aide de forceps, arracher un petit morceau de papier d’un lingette en papier humidifié. Sous un microscope stéréo léger, utilisez les forceps et les petits morceaux de lingettes en papier humidifié à l’eau pour gratter tous les tissus maternels indésirables des sections épaisses de H&E. La clé de cette étape est la patience, en particulier pour les blocs difficiles.Il est également important que quelqu’un d’autre examine la question pour s’assurer qu’aucun tissu maternel n’est oublié. Maintenant, arrachez un nouveau morceau de papier des lingettes de papier humidifié et utilisez-le pour recueillir les villosités chorioniques. Placer les morceaux de lingettes en papier avec leurs villosités chorioniques attachées dans un tube étiqueté de 1,5 ml.Réduisez au minimum la quantité de lingettes de papier utilisées à cette étape, car trop peut obstruer la colonne d’extraction d’ADN et, par conséquent, réduire la quantité finale d’ADN recueilli. Suivez le protocole d’extraction d’ADN à partir d’un kit FFPE pour effectuer l’extraction de l’ADN. À l’aide d’un spectrophotomètre de laboratoire, chargez 1 microlitre d’ADN et mesurez l’absorption à 216 nm pour la quantification.Chargez 1 microlitre d’ADN sur un gel d’agarose de 2% et exécutez l’électrophoresis de gel à une tension de 80 à 100 volts pour l’évaluation qualitative. Sur la base des résultats de l’évaluation de l’ADN, choisissez le volume d’ADN à utiliser dans l’amplification multiplexe courte répétition PCR en tandem. Visez à utiliser un minimum de 1000 nanogrammes d’ADN.Procédez à l’amplification de PCR, à l’électrophoresis capillaire, et à l’analyse de données telle que décrite dans le protocole de texte. Pour choisir le bloc FFPE idéal, utilisez des diapositives H&E sur un microscope léger pour sélectionner un bloc FFPE qui a environ 50 à 70% de ses tissus composés de villosités chorioniques. Pour les blocs qui n’ont pas la quantité idéale de villosités chorioniques, enrichir pour les villosités chorioniques que la section est effectuée.Pour ce faire, identifiez quel côté des sections fraîchement coupées contient des villosités plus chorioniques selon sa diapositive H&E correspondante. Ensuite, utilisez une lame pour couper l’autre moitié qui doit être jetée afin d’enrichir pour les villosités chorioniques. Pour effectuer la section du meilleur bloc FFPE possible, coupez quatre sections de 50 microns d’épaisseur à l’aide d’une microtome.Dans le cas où un bloc de FFPE idéal n’est pas disponible, visez à maintenir le rapport des villosités chorioniques au tissu maternel néanmoins. Par exemple, si seulement 30% du bloc est composé de villosités chorioniques, tandis que le reste a des tissus maternels, puis enlever au moins la moitié de la section qui contient les tissus maternels, et utiliser plus de sections pour compenser. Placer les sections dans des tubes de 15 mL étiquetés.Pour la déparaffinisation et la réhydratation, travailler dans un capot de fumée pour ajouter chaque réaccente et attendre la période de temps appropriée telle que compilée dans le protocole de texte. Ensuite, retirez le réaccente par aspiration sous vide à l’avec une pipette Pasteur. Ensuite, ajoutez une solution de citrate de quatre degrés Celsius aux tubes de 15 mL.Après avoir placé dans un bain d’eau de 80 degrés Celsius pendant deux heures, laissez la solution refroidir à la température ambiante. Retirez la solution de citrate par aspiration sous vide. Ajouter six millilitres de 1x PBS, vortex, et attendre une à deux minutes pour permettre aux tissus de se déposer au fond.Si nécessaire, centrifuger les échantillons à 1000 RPM pendant 30 secondes. Retirez le 1X PBS par aspiration sous vide. Maintenant, ajoutez un mL de solution de pepsine préchauffée et placez-le dans un bain sec de 37 degrés Celsius pendant 30 minutes.Vortex toutes les 10 minutes. Préparer la solution propidium iodure ribonuclease A dans les 10 dernières minutes de cette incubation. Ajouter un autre six mL de 1x PBS, vortex, et attendre une à deux minutes pour permettre aux tissus de se déposer au fond.Encore une fois, retirez le 1x PBS par aspiration sous vide. Ajouter 550 microlitres de la solution propidium iodée ribonuclease A, et placer les échantillons dans un bain sec de 37 degrés Celsius pendant 30 minutes. Utilisez des forceps pour placer un morceau de cinq cm sur cinq cm de maille de filtration de 48 microns dans la partie supérieure des tubes de fond ronds en polystyrène pour une utilisation avec le cytomètre d’écoulement.Filtrer la solution en pipetant le liquide à travers le maillage et dans le tube. Les échantillons sont maintenant prêts à être exécutés sur le cytomètre d’écoulement. Gardez-les enveloppés dans du papier d’aluminium jusqu’à ce qu’ils soient prêts à être exécutés.Enfin, effectuez la cytométrie du débit et l’analyse des données décrites dans le protocole texte. Le génotypage microsatellite d’une taupe hydatidiforme partielle, avec l’ADN du patient et de son partenaire, révèle que la taupe du patient est dissimique triploïde. Le premier marqueur montre deux pics dans le produit de la conception.Le premier pic provient de la mère, puisque seule la mère a un pic de cette taille. Suivant le même raisonnement, le deuxième pic provient du père puisqu’il partage le même allèle. Remarquez comment le deuxième pic est beaucoup plus élevé que le premier, indiquant qu’il y a probablement deux doses du même allèle paternel dans ce pic.La contamination maternelle est très minime dans ce produit de la conception parce qu’elle affiche un pic très minuscule à la position du deuxième allèle maternel. Le deuxième marqueur montre trois pics dans le produit de la conception. Deux de ces pics proviennent du père, et un de la mère.Les troisième et quatrième marqueurs sont similaires au premier marqueur, et montrent également deux allèles provenant du père, et un de la mère. Puisque chacun des quatre marqueurs montrent uniformément trois allèles, deux provenant du père et un de la mère, on peut conclure que ce produit de conception est triploïde dispermic et confirme le diagnostic de taupe partielle. Pour l’interprétation des résultats du génotypage, il est important d’être conscient du niveau de contamination basé sur les notes prises pendant les étapes de nettoyage.Dans certains cas, nous ne sommes pas en mesure de parvenir à une conclusion en suivant ces deux méthodes. Dans de tels cas, nous utilisons d’autres méthodes telles que FISH, pour découvrir les vrais génotypes. Le génotypage microsatellite a permis un diagnostic molaire précis et a ouvert la voie à une meilleure compréhension des génotypes associés aux diverses caractéristiques des grains de beauté hydatidiformes.

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Nous présentons une méthode robuste, rentable et flexible pour mesurer les changements dans le nombre d’hépatocytes et le stratagème nucléaire dans des échantillons de tissus fixes/cryoconservés qui ne nécessitent pas de cytométrie d’écoulement. Notre approche fournit une signature puissante à l’échelle de l’échantillon de cytologie hépatique idéale pour suivre la progression des lésions hépatiques et des maladies.

Une méthode in situ à haut débit pour l’estimation de la ploidy nucléaire hépatocyte chez les souris

Les marqueurs épigénétiques sont utilisés pour le sous-tétrage des globules blancs (WBC) par la quantification des modèles de méthylation de l’ADN. Ce protocole présente une méthode de réaction en chaîne de polymérase de gouttelette multiplexe (mdPCR) utilisant un dispositif microfluidique thermoplastique d’élastomère (TPE) pour la génération de gouttelettes permettant une quantification cible précise et multiplexe spécifique à la méthylation des nombres différentiels WBC.

Méthylation Spécifique Multiplex Droplet PCR à l’aide de polymer Droplet Generator Device for Hematological Diagnostics

La combinaison de préparations de halo d’ADN avec l’hybridation in situ par fluorescence permet une analyse à haute résolution des interactions génomiques avec le nucléosquelette. Le génome attaché conduit à des signaux fluorescents hybridés situés dans les noyaux extraits résiduels, tandis que le génome non attaché est dans le halo d’ADN entourant les noyaux résiduels.

Hybridation in situ par fluorescence sur des préparations de halo d’ADN pour révéler des chromosomes entiers, des télomères et des loci de gènes

Le présent protocole fournit une solution pratique qui permet de mesurer l’apoptose, le potentiel de la membrane mitochondriale et les dommages à l’ADN dans les spermatozoïdes humains avec un seul cytomètre.

Analyse par cytométrie en flux de biomarqueurs pour la détection des défauts fonctionnels des spermatozoïdes humains

Nous présentons ici un protocole pour mesurer le nombre absolu de copies d’ADN mitochondrial (mt) et les niveaux d’hétéroplasmie de délétion de l’ADNmt dans des cellules individuelles.

Mesure du nombre de copies d’ADN mitochondrial unicellulaire et de l’hétéroplasmie à l’aide d’une réaction en chaîne par gouttelettes numériques par polymérase

Les tests de pyroséquençage permettent le génotypage robuste et rapide des polymorphismes mononucléotidiques de l’ADN mitochondrial dans des cellules ou des tissus hétéroplasmiques.

Génotypage de polymorphismes mononucléotidiques dans le génome mitochondrial par pyroséquençage

Ce protocole fournit un guide étape par étape pour la conception d’un panel d’anticorps d’immunofluorescence multiplex pour l’imagerie basée sur un code-barres d’ADN des tissus murins de mélanome FFPE. Nous décrivons également un pipeline d’analyse d’images utilisant des outils open-source pour générer des informations protéomiques spatiales sur le microenvironnement immunitaire de la tumeur du mélanome murin.

Imagerie par immunofluorescence multiplex basée sur un code-barres d’ADN pour analyser des échantillons FFPE provenant d’un mélanome murin génétiquement reprogrammé

Découvrez le génotypage microsatellite et la cytométrie en flux pour le diagnostic des moles hydatiformes sur tissus FFPE. Ces protocoles minimisent la contamination maternelle et améliorent la précision diagnostique.

Génotypage de lADN microsatellite et cytométrie des flux Analyses des tissus Hydatidiform Hydradins intégrés paraffins fixés à la formaline (Vidéo) | JoVE Journal

Génotypage de l'ADN microsatellite et cytométrie des flux Analyses des tissus Hydatidiform Hydradins intégrés paraffins fixés à la formaline

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