Name: Modèle de douleur arthrosique induite par injection intra-articulaire de mono-iodoacétate chez le rat (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-20T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 9 s
Description: Découvrez la méthode d'injection intra-articulaire de mono-iodoacétate chez le rat pour modéliser la douleur arthrosique. Cette technique reproduisible permet d'évaluer les comportements liés à la douleur et les changements histopathologiques.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Cette étude a été financée par la Fondation provinciale des sciences naturelles du Zhejiang de Chine (subvention n° : LY17H270016), la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (subvention no : 81774331, 81873049 et 81673997) et le Zhejiang Provincial Science and Technology Project of Traditional Chinese Medicine of China (subvention no : 2013ZQ007 et 2016ZZ011).

Les procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvées par le Comité des normes médicales et de l’éthique de l’Université médicale chinoise du Zhejiang et sont conformes à la législation chinoise sur l’utilisation et les soins des animaux de laboratoire.
1. Injection intra-articulaire de mono-iodoacétate dans le genou
<ol><li>Après une semaine d’acclimatation, répartir de façon aléatoire et égale 40 rats Sprague-Dawley mâles pesant de 180 à 200 g (âgés de 4 à 5 semaines) en quatre groupes (n = 10 rats/groupe). REMARQUE : Les rats du groupe témoin recevront une injection intra-articulaire de 50 μL de solution saline, tandis que les rats des groupes expérimentaux seront traités avec 0,5, 1,5 ou 3 mg d’AIM dissous dans 50 μL de solution saline, respectivement.</li>
	<li>Le jour de l’injection, préparer fraîchement la solution de MIA dans une solution saline stérile (0,9% NaCl) à une concentration de 15, 30 et 60 mg / mL et une solution de pentobarbital à 10% dans une solution saline stérile (0,9% NaCl). ATTENTION: L’AIM a un effet extrêmement destructeur sur la muqueuse, les voies respiratoires supérieures, l’œil et la peau et d’autres tissus. Par conséquent, le masque et les gants sont recommandés lors de la préparation d’une solution.</li>
	<li>Anesthésier les rats par injection intrapéritonéale de kétamine à 60 mg/kg et de xylazine à 5 mg/kg (toutes deux préparées dans une solution saline). Serrez doucement les orteils du rat avec une pince à épiler pour confirmer l’anesthésie.</li>
	<li>Placez le rat avec le dos tourné vers le bas. Rasez le genou et essuyez la zone entourant l’articulation du genou avec de l’alcool.</li>
	<li>Maintenez le genou à un angle de 90° et révélez le tendon rotulien blanc sous la rotule. Appuyez sur le tendon rotulien avec le bout du doigt pour trouver l’espace sous la rotule.</li>
	<li>Choisissez la jonction de l’espace et du tendon rotulien latéral comme site d’injection. Ensuite, insérez l’aiguille de 26 G verticalement dans le site d’environ 5 mm. Aucune résistance ne doit être ressentie lorsque l’aiguille est dans l’espace articulaire. REMARQUE : Il est important de garder l’aiguille perpendiculaire au site d’injection.</li>
	<li>Injecter 50 μL de solution saline ou MIA dans la cavité articulaire. Retirez lentement l’aiguille et enroulez un morceau de gaze autour du site d’injection pour minimiser le reflux et les fuites. Après la récupération de l’anesthésie, retirez la gaze.</li>
	<li>Testez le comportement lié à la douleur 1, 7, 14, 21, 28 et 35 jours après les injections comme décrit dans la section 2.</li>
</ol>2. Évaluations comportementales
<ol><li>Seuil de retrait mécanique (MWT) NOTE: Le MWT a été mesuré par le test von Frey13 et l’observateur a été aveuglé par les injections que les animaux avaient reçues.<ol><li>Placez un rat dans une cage en plastique surélevée (17 cm x 11 cm x 13 cm) avec une base en treillis métallique suspendue à 50 cm au-dessus d’une table. Assurez-vous que l’environnement de test est silencieux et donnez au rat 30 minutes pour s’adapter à l’environnement.</li>
		<li>Appuyez perpendiculairement sur l’aiguille de von Frey sur la surface plantaire de la patte postérieure de chaque rat. Augmenter la pression graduellement (environ 20 g/s) et linéairement jusqu’à ce que la patte se lève ou se lèche de pattes.</li>
		<li>Utiliser une force inférieure au seuil précédent pour s’assurer que le seuil est la force de retrait minimale. Testez chaque rat plus de trois fois, à au moins 3−5 min d’intervalle.</li>
		<li>Notez la force minimale provoquant un réflexe de retrait de la patte. Faire la moyenne des données en tant que MWT des rats.</li>
	</ol></li>
	<li>Latence de retrait thermique (TWL) NOTE: Le TWL a été mesuré à l’aide de l’appareil d’essai plantaire (tableau des matériaux) et l’observateur a été aveuglé par les injections que les animaux avaient reçues.<ol><li>Placez une boîte en plexiglas (60 cm x 20 cm x 14 cm, divisée en 6 compartiments) sur une plaque de verre de 3 mm d’épaisseur et mettez des rats dans la boîte (un dans chaque compartiment). Assurez-vous que l’environnement est calme et que la température ambiante est constante.</li>
		<li>Donnez aux rats 30 minutes pour s’adapter à l’environnement de test.</li>
		<li>Calibrez le stimulus thermique via le radiomètre infrarouge. Réglez l’intensité infrarouge souhaitée à 70 unités.</li>
		<li>Placez l’émetteur/détecteur infrarouge sur le récipient directement sous le centre de la patte testée.</li>
		<li>Appuyez sur le bouton START . La minuterie démarre automatiquement. Le contrôleur éteindra automatiquement la lumière infrarouge et arrêtera complètement la minuterie dès que le mouvement de la patte se produit.</li>
		<li>Enregistrer le temps de réaction lors de l’apparition du retrait de la patte et du léchage de la patte. REMARQUE: Une réponse positive au test est considérée comme le retrait de la patte et le léchage de la patte. Si seul le retrait de la patte se produit, il doit être considéré comme un mouvement volontaire du rat plutôt que comme une réponse positive.</li>
		<li>Répétez le test plus de trois fois. Faire la moyenne des données en tant que TWL des rats. NOTA : Chaque exposition à la chaleur rayonnante ne doit pas dépasser 20 s. Les stimulations infrarouges sur la même patte postérieure doivent être espacées d’au moins 3 à 5 minutes.</li>
	</ol></li>
	<li>Analyses des profils de marche REMARQUE : Les analyses du profil de marche ont été mesurées à l’aide d’un système d’imagerie (Tableau des matériaux) et l’observateur a été mis en aveugle par les injections que les animaux avaient reçues.<ol><li>Ajustez la longueur du compartiment de marche en utilisant les boutons aux deux extrémités du compartiment de marche à une longueur appropriée pour les rats (p. ex. 61 cm).</li>
		<li>Placez un rat dans le compartiment de marche et entraînez les rats à faire des courses ininterrompues pendant au moins 5 cycles à une vitesse de 18 cm/s avant l’expérience formelle. REMARQUE: Lorsqu’un rat est placé pour la première fois dans le compartiment de marche, la vitesse peut être réglée à environ 20 cm / s et arrêtée lorsque vous courez environ 2 s. Réglez ensuite la vitesse sur 18 cm/s. Tapotez doucement le dos du rat avec la cloison, si le rat fait une pause ou se retire pendant la marche. Essayez de réduire progressivement la vitesse de 18 cm/s à 10 cm/s. Si le rat échoue finalement à effectuer le test, il est acceptable de choisir un autre rat pour le test.</li>
		<li>Augmentez lentement la vitesse du tapis roulant jusqu’à ce qu’il atteigne la vitesse cible (18 cm/s). Capturez au moins 5 s une vidéo du mouvement continu du rat avec la caméra vidéo numérique haute vitesse montée sous la ceinture transparente du tapis roulant.</li>
		<li>Testez chaque rat à au moins 5 minutes d’intervalle pour obtenir au moins trois courses ininterrompues.</li>
		<li>Dessinez un « cadre de sélection » pour définir la limite de l’image de marche animale dans le logiciel d’imagerie et entrez la vitesse d’exécution pour chaque vidéo. Sélectionnez les vidéos en tant que groupe et traitez les vidéos automatiquement par le logiciel. Après avoir traité les vidéos, le logiciel produira plusieurs feuilles de calcul pour signaler les indices de marche, y compris la position, le balancement, le freinage, la propulsion, la cadence, la séquence de pas, etc.</li>
		<li>Calculez la surface totale de la patte (cm2), la longueur moyenne de foulée (cm) et la longueur de foulée unitaire. NOTE: La surface totale des pattes est la moyenne de la surface totale de quatre pattes de chaque groupe de rats et la surface de la patte est définie comme la surface maximale de la patte en contact avec le tapis roulant pendant la phase de position du cycle de pas. La longueur de foulée est la distance entre les contacts initiaux de la même patte en une foulée complète. Longueur de foulée unitaire = longueur moyenne de foulée (cm)/longueur du corps (cm).</li>
	</ol></li>
</ol>3. Analyses histopathologiques et immunohistochimiques
<ol><li>Euthanasier des rats par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique à raison de 150 mg/kg (préparé dans une solution saline). Réséquer immédiatement les articulations du genou pour les analyses histologiques.</li>
	<li>Fixez les joints dans du formol à 10% pendant 24 h, décalcifiez avec 10% d’EDTA dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) pendant 8 semaines, puis incorporez les joints dans de la paraffine. ATTENTION: Le formol peut causer une irritation des yeux, de la peau et des voies respiratoires. Il doit être manipulé dans une hotte.</li>
	<li>Couper les joints encastrés à la paraffine à 3 mm d’épaisseur avec un microtome et flotter dans un bain-marie à 40 °C contenant de l’eau distillée.</li>
	<li>Transférer les sections sur des lames de verre. Sécher les lames pendant la nuit et conserver les lames à température ambiante (RT) pour continuer la coloration suivante.</li>
	<li>Placer les lames dans un four à 60 °C pendant 4 h pour les déparaffiner.</li>
	<li>Immergez les diapositives successivement dans le xylène, le xylène, l’éthanol 100%, l’éthanol 100%, l’éthanol à 95%, l’éthanol à 80% et l’éthanol à 75% pendant 5 min, respectivement, à RT.</li>
	<li>Colorer les coupes avec de l’hématoxyline et de l’éosine (H & E), de la safranine-O (SO) et de l’hématoxyline bleue d’Alcian (ABH) ainsi que des anticorps contre le collagène de type II chez le rat (Col2), le collagène de type X (Col10) et la métalloprotéinase matricielle 13 (MMP13), comme décrit aux étapes 3.8 à 3.12.</li>
	<li>Coloration H&E<ol><li>Rincer les lames avec du H2O désionisé pendant 3 min. Colorer les lames avec de l’hématoxyline pendant 3−5 min.</li>
		<li>Rincer les lames avec duH2O3xdésionisé, 1 min chacune, jusqu’à ce qu’il ne reste plus d’hématoxyline à la surface.</li>
		<li>Teindre les lames avec de l’éosine pendant 30 s. Ensuite, rincer les lames avec duH2Odésionisé 3x, 1 min chacune, jusqu’à ce qu’il ne reste plus d’éosine à la surface.</li>
		<li>Immergez les lames dans de l’ammoniac à 0,1 % pendant 10−20 s. Ensuite, rincer les lames avec leH2Odésionisé 3x, 1 min chacune.</li>
		<li>Immerger les lames successivement dans 95% d’éthanol, 100% éthanol, xylène, xylène et xylène pendant 1 min, respectivement.</li>
		<li>Couvrir les lames par résine neutre.</li>
	</ol></li>
	<li>SO coloration<ol><li>Rincer les lames avec du H2O désionisé pendant 3 min. Colorer les lames avec de l’hématoxyline pendant 3−5 min.</li>
		<li>Différencier rapidement dans 1% d’alcool acide (environ 3 s). Ensuite, rincer les lames avec duH2O3x désionisé, 1 min chacune, jusqu’à ce qu’il ne reste plus d’hématoxyline à la surface.</li>
		<li>Glisser les lames avec la solution Fast Green (FCF) pendant 5 min. Ensuite, rincer les lames avec leH2Odésionisé 3x, 1 min chacune.</li>
		<li>Glisser de coloration avec SO pendant 1−2 min. Ensuite, rincer les lames avec leH2Odésionisé 3x, 1 min chacune.</li>
		<li>Rincer les lames avec de l’acide acétique à 1 % pendant 1 à 2 min pour éliminer le FCF résiduel. Rincer les lames avec du H2O désionisé pendant 1 min.</li>
		<li>Immerger les lames successivement dans 95% d’éthanol, 100% éthanol, xylène, xylène et xylène pendant 1 min, respectivement.</li>
		<li>Couvrir les lames par résine neutre.</li>
	</ol></li>
	<li>Coloration ABH<ol><li>Rincer les lames avec du H2O désionisé pendant 3 min. Plonger les lames dans de l’alcool acide à 1 % pendant 30 s et égoutter brièvement sur une serviette en papier (ne pas rincer).</li>
		<li>Immergez les diapositives dans ABH pendant 1 h. Ensuite, rincer les lames avec duH2O3x désionisé, 1 min chacune, jusqu’à ce qu’il ne reste plus d’ABH à la surface.</li>
		<li>Différencier rapidement dans 1% d’alcool acide (environ 3 s). Rincer les lames avec leH2O3xdésionisé, 1 min chacune.</li>
		<li>Immergez les lames dans de l’eau d’ammonium à 0,5 % pendant 15 s. Ensuite, rincer les lames avec leH2Odésionisé 3x, 1 min chacune.</li>
		<li>Immerger les lames dans de l’éthanol à 95% pendant 1 min. Immergez les lames dans une solution d’éosine/orange G pendant 1,5 min.</li>
		<li>Immerger les lames successivement dans 95% d’éthanol, 100% éthanol, xylène, xylène et xylène pendant 1 min, respectivement.</li>
		<li>Couvrir les lames par résine neutre.</li>
	</ol></li>
	<li>Examinez toutes les lames au microscope et notez statistiquement sur une échelle de 0 à 13 par observation en double aveugle, selon le système de notation14 de Mankin.</li>
	<li>Immunohistochimie<ol><li>Rincer les lames avec du H2O désionisé pendant 3 min.</li>
		<li>Immerger les lames dans du citrate de sodium 0,1 M et placer les lames dans un four à 60 °C pendant 4 h pour récupérer l’antigène.</li>
		<li>Immergez des diapositives dans du Triton X-100 à 0,3 % dans du PBS pendant 10 min. Ensuite, rincez les lames avec PBS 2x, 3 min chacune.</li>
		<li>Incuber des sections dans une solution à 3% H2O2 dans du méthanol à TA pendant 10 min pour bloquer l’activité endogène de la peroxydase. Rincer les lames avec du PBS 2x, 3 min chacune.</li>
		<li>Incuber des sections avec du sérum de chèvre à 5% dans du PBS pendant 30 minutes à TA pour bloquer toute liaison non spécifique. Rincer les lames avec du PBS 2x, 3 min chacune.</li>
		<li>Incuber des sections pendant une nuit à 4 °C avec 100 μL d’anticorps primaires dilués au PBS (1:1 000) contre le collagène de type II chez le rat (Col2), le collagène de type X (Col10) et la métalloprotéinase matricielle 13 (MMP13). Rincer les lames avec du PBS 2x, 3 min chacune.</li>
		<li>Incuber des sections avec 100 μL d’anticorps secondaire dilué au PBS (1:1 000) (secondaire anti-souris chèvre ou secondaire anti-souris chèvre) pendant 20 min à TA. Rincer les lames avec du PBS 2x, 3 min chacune.</li>
		<li>Incuber les sections avec 100 μL de solution de travail de 3,3′-diaminobenzidine (DAB). Surveillez la réaction pendant que la réaction chromogène rend les sites épitopiques bruns. ATTENTION : Le DAB est cancérigène. Portez toujours des gants et travaillez dans une cagoule lorsque vous travaillez avec DAB. REMARQUE: Le temps de développement des couleurs peut varier de quelques secondes à 10 min.</li>
		<li>Dès qu’une couleur brune se développe sur les sections, rincer les lames avec du H2O 2x désionisé, 3 min chacune.</li>
		<li>Immerger les lames dans l’hématoxyline pendant 1−2 min pour contre-teindre les lames. Ensuite, rincer les lames avec leH2Odésionisé 3x, 1 min chacune.</li>
		<li>Immerger les lames successivement dans 95% d’éthanol, 100% éthanol, xylène, xylène et xylène pendant 1 min, respectivement.</li>
		<li>Couvrir les lames par résine neutre.</li>
		<li>Observez la couleur de la coloration des anticorps dans les sections au microscope.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Hunter, D. J., Schofield, D., Callander, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+individual+and+socioeconomic+impact+of+osteoarthritis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Rheumatology%22%5BJournal%5D)">The individual and socioeconomic impact of osteoarthritis.</a> Nature Reviews Rheumatology. 10 (7), 437-441 (2014).</li>
<li>Neogi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+epidemiology+and+impact+of+pain+in+osteoarthritis%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoarthritis+and+Cartilage%22%5BJournal%5D)">The epidemiology and impact of pain in osteoarthritis.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 21 (9), 1145-1153 (2013).</li>
<li>Teeple, E., Jay, G. D., Elsaid, K. A., Fleming, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+osteoarthritis%3A+challenges+of+model+selection+and+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22AAPS+Journal%22%5BJournal%5D)">Animal models of osteoarthritis: challenges of model selection and analysis.</a> AAPS Journal. 15 (2), 438-446 (2013).</li>
<li>Woolf, A. D., Pfleger, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Burden+of+major+musculoskeletal+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Bulletin+of+the+World+Health+Organization%22%5BJournal%5D)">Burden of major musculoskeletal conditions.</a> Bulletin of the World Health Organization. 81 (9), 646-656 (2003).</li>
<li>Bijlsma, J. W., Berenbaum, F., Lafeber, F. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteoarthritis%3A+an+update+with+relevance+for+clinical+practice%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Osteoarthritis: an update with relevance for clinical practice.</a> Lancet. 377 (9783), 2115-2126 (2011).</li>
<li>McCoy, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+Models+of+Osteoarthritis%3A+Comparisons+and+Key+Considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Pathology%22%5BJournal%5D)">Animal Models of Osteoarthritis: Comparisons and Key Considerations.</a> Veterinary Pathology. 52 (5), 803-818 (2015).</li>
<li>O'Neill, T. W., Felson, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+Osteoarthritis+%28OA%29+Pain%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Osteoporosis+Reports%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of Osteoarthritis (OA) Pain.</a> Current Osteoporosis Reports. 16 (5), 611-616 (2018).</li>
<li>Kuyinu, E. L., Narayanan, G., Nair, L. S., Laurencin, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+osteoarthritis%3A+classification%2C+update%2C+and+measurement+of+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Surgery+and+Research%22%5BJournal%5D)">Animal models of osteoarthritis: classification, update, and measurement of outcomes.</a> Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 11, 19(2016).</li>
<li>Takahashi, I., Matsuzaki, T., Hoso, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+histopathological+developments+in+knee-joint+components+in+a+rat+model+of+osteoarthritis+induced+by+monosodium+iodoacetate%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physical+Therapy+Science%22%5BJournal%5D)">Long-term histopathological developments in knee-joint components in a rat model of osteoarthritis induced by monosodium iodoacetate.</a> Journal of Physical Therapy Science. 29 (4), 590-597 (2017).</li>
<li>Liu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ongoing+pain+in+the+MIA+model+of+osteoarthritis%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letters%22%5BJournal%5D)">Ongoing pain in the MIA model of osteoarthritis.</a> Neuroscience Letters. 493 (3), 72-75 (2011).</li>
<li>Combe, R., Bramwell, S., Field, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+monosodium+iodoacetate+model+of+osteoarthritis%3A+a+model+of+chronic+nociceptive+pain+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letters%22%5BJournal%5D)">The monosodium iodoacetate model of osteoarthritis: a model of chronic nociceptive pain in rats.</a> Neuroscience Letters. 370 (2-3), 236-240 (2004).</li>
<li>Pomonis, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+pharmacological+characterization+of+a+rat+model+of+osteoarthritis+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Development and pharmacological characterization of a rat model of osteoarthritis pain.</a> Pain. 114 (3), 339-346 (2005).</li>
<li>Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> Journal of Neuroscience Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li>
<li>Mankin, H. J., Dorfman, H., Lippiello, L., Zarins, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biochemical+and+metabolic+abnormalities+in+articular+cartilage+from+osteo-arthritic+human+hips.+II.+Correlation+of+morphology+with+biochemical+and+metabolic+data%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bone+and+Joint+Surgery%22%5BJournal%5D)">Biochemical and metabolic abnormalities in articular cartilage from osteo-arthritic human hips. II. Correlation of morphology with biochemical and metabolic data.</a> Journal of Bone and Joint Surgery. 53 (3), 523-537 (1971).</li>
<li>Yan, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chondroprotective+effects+of+platelet+lysate+towards+monoiodoacetate-induced+arthritis+by+suppression+of+TNF-%CE%B1-induced+activation+of+NF-%C4%B8B+pathway+in+chondrocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Aging%22%5BJournal%5D)">Chondroprotective effects of platelet lysate towards monoiodoacetate-induced arthritis by suppression of TNF-α-induced activation of NF-ĸB pathway in chondrocytes.</a> Aging. 11 (9), 2797-2811 (2019).</li>
<li>Yan, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intra-Articular+Injection+of+Extract+Attenuates+Pain+Behavior+and+Cartilage+Degeneration+in+Mono-Iodoacetate+Induced+Osteoarthritic+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Intra-Articular Injection of Extract Attenuates Pain Behavior and Cartilage Degeneration in Mono-Iodoacetate Induced Osteoarthritic Rats.</a> Frontiers in Pharmacology. 9, 1360(2018).</li>
<li>Wang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Agkistrodon+ameliorates+pain+response+and+prevents+cartilage+degradation+in+monosodium+iodoacetate-induced+osteoarthritic+rats+by+inhibiting+chondrocyte+hypertrophy+and+apoptosis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Ethnopharmacology%22%5BJournal%5D)">Agkistrodon ameliorates pain response and prevents cartilage degradation in monosodium iodoacetate-induced osteoarthritic rats by inhibiting chondrocyte hypertrophy and apoptosis.</a> Journal of Ethnopharmacology. 231, 545-554 (2019).</li>
<li>Yamada, E. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+monosodium+iodoacetate+dosage+to+induce+knee+osteoarthritis%3A+Relation+with+oxidative+stress+and+pain%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Rheumatic+Diseases%22%5BJournal%5D)">Evaluation of monosodium iodoacetate dosage to induce knee osteoarthritis: Relation with oxidative stress and pain.</a> International Journal of Rheumatic Diseases. 22 (3), 399-410 (2019).</li>
<li>Schuelert, N., McDougall, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+evidence+that+the+vasoactive+intestinal+peptide+receptor+antagonist+VIP6-28+reduces+nociception+in+an+animal+model+of+osteoarthritis%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoarthritis+and+Cartilage%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological evidence that the vasoactive intestinal peptide receptor antagonist VIP6-28 reduces nociception in an animal model of osteoarthritis.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 14 (11), 1155-1162 (2006).</li>
<li>Lee, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choline%2C+an+alpha7+nicotinic+acetylcholine+receptor+agonist%2C+alleviates+hyperalgesia+in+a+rat+osteoarthritis+model%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letters%22%5BJournal%5D)">Choline, an alpha7 nicotinic acetylcholine receptor agonist, alleviates hyperalgesia in a rat osteoarthritis model.</a> Neuroscience Letters. 548, 291-295 (2013).</li>
<li>Piesla, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abnormal+gait%2C+due+to+inflammation+but+not+nerve+injury%2C+reflects+enhanced+nociception+in+preclinical+pain+models%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Abnormal gait, due to inflammation but not nerve injury, reflects enhanced nociception in preclinical pain models.</a> Brain Research. 1295, 89-98 (2009).</li>
<li>Udo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monoiodoacetic+acid+induces+arthritis+and+synovitis+in+rats+in+a+dose-+and+time-dependent+manner%3A+proposed+model-specific+scoring+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoarthritis+and+Cartilage%22%5BJournal%5D)">Monoiodoacetic acid induces arthritis and synovitis in rats in a dose- and time-dependent manner: proposed model-specific scoring systems.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 24 (7), 1284-1291 (2016).</li>
<li>Guingamp, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mono-iodoacetate-induced+experimental+osteoarthritis%3A+a+dose-response+study+of+loss+of+mobility%2C+morphology%2C+and+biochemistry%5BTitle%5D)+AND+%22Arthritis+%26+Rheumatism%22%5BJournal%5D)">Mono-iodoacetate-induced experimental osteoarthritis: a dose-response study of loss of mobility, morphology, and biochemistry.</a> Arthritis & Rheumatism. 40 (9), 1670-1679 (1997).</li>
<li>Jeong, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eupatilin+Exerts+Antinociceptive+and+Chondroprotective+Properties+in+a+Rat+Model+of+Osteoarthritis+by+Downregulating+Oxidative+Damage+and+Catabolic+Activity+in+Chondrocytes%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Eupatilin Exerts Antinociceptive and Chondroprotective Properties in a Rat Model of Osteoarthritis by Downregulating Oxidative Damage and Catabolic Activity in Chondrocytes.</a> PLoS ONE. 10 (6), 0130882(2015).</li>
<li>Cook, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+cartilage+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Bone+%26+Joint+Research%22%5BJournal%5D)">Animal models of cartilage repair.</a> Bone & Joint Research. 3 (4), 89-94 (2014).</li>
<li>Little, C. B., Zaki, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+constitutes+an+%22animal+model+of+osteoarthritis%22--the+need+for+consensus%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoarthritis+and+Cartilage%22%5BJournal%5D)">What constitutes an "animal model of osteoarthritis"--the need for consensus.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 20 (4), 261-267 (2012).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le modèle de l’arthrose chez le rat induit par MIA est un modèle bien établi et largement utilisé. L’injection intra-articulaire d’AMI provoque initialement une inflammation sévère et aiguë, ce qui donne lieu à la phase plus longue et dégénérative de l’arthrose17,18. Dans cette recherche, nous avons mesuré la sensibilité nociceptive par MWT et TWL, et évalué les altérations de la démarche avec un système d’imagerie. Des rapports antérieurs ont révélé que l’inject...

L’arthrose est la maladie articulaire la plus répandue dans le monde, touchant environ 10 à 12 % des populations chez les adultes1. L’articulation la plus généralement touchée est le genou, et l’arthrose a une incidence plus élevée chez les personnes âgées, en particulier les femmes2. En tant que maladie chronique, l’arthrose se développe progressivement au fil des décennies en insuffisance articulaire avec des symptômes tels que la perte de cartilage, l’inflammation synoviale, l’ostéophytose, la diminution de la fonction et la douleur chronique3. Selon l’Organisation mondiale de la santé (OMS), l’arthrose est la quatrième maladie la plus répandue chez les femmes et la huitième maladie la plus répandue chez les hommes. D’ici 2020, l’arthrose pourrait devenir la quatrième maladie la plus invalidante chez l’homme4. Cependant, les thérapies actuellement disponibles de l’arthrose ne traitent que les symptômes et prolongent le temps jusqu’à la chirurgie de remplacement articulaire5.
L’arthrose spontanée chez les patients humains prend souvent beaucoup de temps à produire des symptômes cliniques tels que des douleurs articulaires6. Dans les premiers stades de l’arthrose, la douleur est généralement intermittente et devient plus fréquente et plus sévère à mesure que la maladie progresse, ce qui en fait la plainte prédominante des patients7. Par conséquent, des modèles animaux extensifs pour la douleur arthrose ont été développés au cours du dernier demi-siècle pour promouvoir le traitement de soulagement de la douleur. Les modèles OA ont classiquement été divisés en modèles spontanés et induits. Les modèles spontanés comprennent des modèles naturels et des modèles génétiquement modifiés, qui peuvent simuler plus précisément l’évolution de l’arthrose primaire chez l’homme8. Les modèles induits peuvent généralement être divisés en deux catégories : 1) arthrose post-traumatique induite par une intervention chirurgicale ou un autre traumatisme; ou 2) injection intra-articulaire de substances chondrotoxiques ou pro-inflammatoires3. Ces modèles jettent les bases de l’étude physiopathologique de l’arthrose et contribuent grandement au développement de médicaments pour réduire la douleur et augmenter la fonction.
Récemment, l’inducteur le plus largement utilisé pour la modélisation de l’arthrose est le mono-iodoacétate (MIA). MIA, un inhibiteur de la glycéraldéhyde-3-phosphate déshydrogénase, peut provoquer des modifications de la matrice cartilagineuse, une dégradation, une perte de cartilage, une synovite et d’autres modifications, similaires aux modifications pathologiques de l’arthrosehumaine 9. Il a été noté que l’injection intra-articulaire d’AIM induisait une douleur continue 28 jours après l’administration de l’AIM, ce qui indique que le modèle d’AIM peut être utile pour étudier la douleur nociceptive chronique10,11,12. Dans cette étude, des rats Sprague-Dawley mâles ont reçu des injections intra-articulaires de 0,5, 1,5 ou 3 mg d’AMI dans les articulations du genou. La gravité des douleurs articulaires induites par l’AMI a été mesurée par l’évaluation de la sensibilité mécanique et thermique 1, 7, 14, 21, 28 et 35 jours après les injections. Sur cette base, 1,5 mg d’AIM a été choisi comme concentration finale pour évaluer les profils de démarche et les changements histologiques 28 jours après les injections.

<table><tbody><tr><td>Anticorps anti-collagène II</td><td>Abcam(UK)</td><td>34712</td><td>Anticorps primaire pour l’immunohistochimie (IHC)</td></tr><tr><td>Anticorps anti-collagène X (Col10)</td><td>Abcam(UK)</td><td>49945</td><td>Anticorps primaire pour IHC</td></tr><tr><td>DigiGait Imaging System</td><td>Mouse Specifics (Boston, MA, USA)</td><td></td><td>Équipement pour l’analyse des schémas de marche</td></tr><tr><td>Eosin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>861006</td><td>Le colorant pour l’HE coloration</td></tr><tr><td>Fast Green FCF</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F7252</td><td>Le colorant pour coloration SO</td></tr><tr><td>Anticorps anti-souris de chèvre</td><td>ZSGQ-BIO (Pékin, Chine)</td><td>PV-9002</td><td>Anticorps secondaire pour IHC</td></tr><tr><td>Anticorps anti-lapin de chèvre</td><td>ZSGQ-BIO (Pékin, Chine)</td><td>PV-9001</td><td>Anticorps secondaire pour</td></tr><tr><td>IHC Hématoxyline</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3163</td><td>Le colorant pour coloration HE</td></tr><tr><td>MIA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I4386-10G</td><td>poudre</td></tr><tr><td>MMP13</td><td>Cell Signaling Technology, Inc. (Danvers, MA, USA)</td><td>69926</td><td>Anticorps primaire pour IHC</td></tr><tr><td>Centre modulaire d’enrobage tissulaire</td><td>Thermo Fisher Scientific (USA)</td><td>EC 350</td><td>Produire des blocs de paraffine.</td></tr><tr><td>Appareil de test plantaire</td><td>UgoBasile (Italie)</td><td>37370</td><td>Équipement pour le test TWL</td></tr><tr><td>Kit de réactifs PrimeScript RT (Perfect Real Time)</td><td>TaKaRa Biotechnology Co. Ltd. (Dalian, Chine)</td><td>RR037A</td><td>Extraire l’ARN total de cellules cultivées</td></tr><tr><td>Microtomes rotatifs et coulissants</td><td>Thermo Fisher Scientific (USA)</td><td>HM325</td><td>Coupes précises de paraffine.</td></tr><tr><td>Safranin-O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S2255</td><td>Le colorant pour la coloration SO</td></tr><tr><td>Tissue-Tek VIP 5 Jr</td><td>Sakura (Japon)</td><td></td><td>Processeur d’infiltration sous vide</td></tr></tbody></table>

modèle de douleur arthrosique induite par injection intra-articulaire de mono-iodoacétate chez le rat

Osteoarthritis Pain Model Induced by Intra-Articular Injection of Mono-Iodoacetate in Rats

Les modèles animaux actuels de l’arthrose (OA) peuvent être divisés en modèles spontanés et modèles induits, qui visent tous deux à simuler les changements physiopathologiques de l’arthrose humaine. Cependant, en tant que symptôme principal au stade avancé de l’arthrose, la douleur affecte la vie quotidienne des patients et il n’existe pas beaucoup de modèles disponibles. Le modèle induit par le mono-iodoacétate (MIA) est le modèle de douleur arthrose le plus largement utilisé, principalement utilisé chez les rongeurs. MIA est un inhibiteur de la glycéraldéhyde-3-phosphate déshydrogénase, qui provoque la mort des chondrocytes, la dégénérescence du cartilage, l’ostéophyte et des changements mesurables dans le comportement animal. En outre, des changements d’expression de la métalloprotéinase matricielle (MMP) et des cytokines pro-inflammatoires (IL1 β et TNF α) peuvent être détectés dans le modèle induit par l’AIM. Ces changements sont cohérents avec les conditions physiopathologiques de l’arthrose chez l’homme, ce qui indique que l’AMI peut induire un modèle mesurable et efficace de la douleur arthrose. Cette étude vise à décrire la méthodologie de l’injection intra-articulaire d’AMI chez le rat et à discuter des comportements liés à la douleur et des changements histopathologiques qui en résultent.

Avec cette méthodologie, nous avons établi un modèle de douleur arthrose chez le rat et détecté les changements qui en résultent. MWT et TWL reflétaient respectivement l’allodynie mécanique et l’hyperalgésie thermique. Comme le montre la figure 1, l’AIM a induit une allodynie mécanique et une hyperalgésie thermique présentes de manière dose-dépendante. Remarquablement, la diminution de MWT a atteint un pic de 21 jours à 28 jours, puis a rebondi, suggérant que la réparation articulaire peut s...

Cette étude décrit la méthode d’injection intra-articulaire de mono-iodoacétate chez le rat et discute des comportements liés à la douleur et des changements histopathologiques qui en résultent, qui fournissent des références pour des applications futures.

Modèle de douleur arthrosique induite par injection intra-articulaire de mono-iodoacétate chez le rat

The current animal models of osteoarthritis (OA) can be divided into spontaneous models and induced models, both of which aim to simulate the ...

L’injection intra-articulaire de l’IM provoque des changements mesurables dans le comportement lié à la douleur, ce qui joue un rôle important dans l’évaluation du succès de la modélisation de la procédure reproductible et rapide. De plus, la dose accélérée sont contre-étiquetée tombe petits ainsi que les mammifères légers. Et la démonstration de la procédure sera faite par Zuxiang Chen, un étudiant diplômé de notre laboratoire.Placez le rat anesthésié en position couchée et retirez la fourrure d’un genou. Désinfectez la peau exposée avec de l’alcool et positionnez le genou à un angle de 90 degrés pour révéler le tendon rotulien blanc sous la rotule. Appliquez une pression sur le tendon rotulien du bout du doigt pour trouver l’espace sous la rotule.Et en tenant l’aiguille perpendiculairement à l’articulation, insérez une aiguille de calibre 26 dans la jonction de l’espace et du tendon rotulien latéral. Lorsque l’aiguille est en place, injectez 50 microlitres de solution MIA dans la cavité articulaire avant de rétracter lentement l’aiguille. Enroulez ensuite un morceau de gaze autour du site d’injection pour minimiser le reflux et les fuites.À 1, 7, 14, 21, 28 et 35 jours après l’injection, placez un rat injecté dans un plastique surélevé de 17 x 11 sur 13 centimètres avec une base en treillis métallique suspendue à 50 centimètres au-dessus d’une table, dans un environnement calme Donnez au rat 30 minutes pour s’adapter à l’environnement avant d’appuyer sur une aiguille de Von Frey perpendiculairement sur la surface de la jardinière d’une patte arrière. Augmenter la pression progressivement et linéairement jusqu’à ce que la patte se lève ou se lèche. Lorsque le retrait de la patte se produit, utilisez une force inférieure au seuil précédent pour vous assurer que le seuil est la force de retrait minimale.Lorsque chaque rat a été testé au moins quatre fois, à au moins trois à cinq minutes d’intervalle, notez la force minimale déclenchant un réflexe de retrait de la patte et calculez la moyenne des données comme le MWT des rats. Pour tester le TWL, placez un rat injecté dans chaque compartiment d’une boîte en plexiglas de 60 x 20 x 14 centimètres. Installez-vous sur une plaque de verre de trois millimètres d’épaisseur dans une pièce calme à température constante et donnez aux rats 30 minutes pour s’adapter à l’environnement de test.À la fin de la période d’orientation, calibrez le stimulus thermique à l’aide d’un radiomètre infrarouge et réglez l’intensité infrarouge souhaitée sur 70 unités. Placez le détecteur d’émetteur infrarouge sur le récipient directement sous le centre de la patte testée et appuyez sur Démarrer. La minuterie démarrera automatiquement.Dès qu’un mouvement de la patte se produit, le contrôleur éteint automatiquement la lumière infrarouge et arrête la minuterie. Notez le temps de réaction lorsque le retrait et le léchage des pattes sont observés. Après avoir répété le test au moins quatre fois pour chaque rat, faites la moyenne des données sous forme de TWL des rats.Pour évaluer le modèle de porte des rats traités au MIA, utilisez d’abord les boutons aux deux extrémités d’un compartiment de marche pour ajuster la longueur du compartiment à 61 centimètres. Ensuite, placez un rat dans le compartiment de marche et entraînez-le à faire des courses ininterrompues pendant au moins cinq cycles de pas à une vitesse de 18 centimètres par seconde. Lorsque le rat a été dressé, capturez des vidéos d’au moins cinq secondes du mouvement continu de chaque rat avec une caméra vidéo numérique à haute vitesse montée sous la ceinture transparente du tapis roulant.Après avoir capturé au moins trois courses ininterrompues à cinq minutes d’intervalle, dessinez un cadre englobant pour définir la limite de l’image de l’animal marchant dans le logiciel d’imagerie et entrez la vitesse de course pour chaque vidéo. Lancez ensuite l’analyse automatique par le logiciel. Après le traitement, le logiciel produira plusieurs feuilles de calcul indiquant les indices de porte, y compris la position, l’oscillation, le freinage, la propulsion, la cadence et la séquence de pas.La MIA induit une allodynie mécanique et une hyperalgésie thermique de manière dose-dépendante. Remarquablement, la diminution de la MWT atteint un pic de 21 jours à 28 jours avant de rebondir, ce qui suggère qu’une réparation articulaire peut se produire à ce stade. Notez que le MWT du groupe MIA de trois milligrammes est toujours à un niveau bas à ces points de temps.La variation de TWL est à peu près cohérente avec celle observée pour le MWT. À 1,5 milligramme d’AIM, les niveaux des paramètres de marche, y compris la surface totale de la patte et l’unité d’amplitude de foulée, sont considérablement réduits dans le groupe AIM. Après 28 jours, ce qui suggère que l’AIM induit des douleurs articulaires liées à l’arthrose chez les rats.L’analyse histopathologique par Makin Scoring révèle une dégénérescence claire du cartilage, une perturbation du collagène et une désorganisation matricielle dans le groupe MIA. De plus, le traitement avec 1,5 milligramme de MIA induit une régulation à la hausse significative de MMP 13 et de collagène de type 10 et une régulation à la baisse significative du collagène de type 2. Il est important de trouver la bonne jonction.Aucune résistance ne doit être remplie lorsque l’aiguille atteint l’espace attriculaire. Cette technique a permis de produire un modèle de douleur OA stable et reproductible, contribuant ainsi de manière importante au développement de médicaments pour réduire la douleur et augmenter la fonction. Un autre côté de l’IM a un effet extrêmement objectif sur la membrane de la grêle et le masque et les gants doivent toujours être portés lors de la préparation de cette solution.

osteoarthritis-pain-model-induced-intra-articular-injection-mono

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Osteoarthritis (OA), ou d'une maladie dégénérative des articulations, est une condition débilitante associée à la douleur qui reste partiellement contrôlée par des analgésiques disponibles. Les modèles animaux sont développés pour améliorer notre compréhension des mécanismes de la douleur liée OA. Nous décrivons ici la méthodologie pour le modèle monoïodacétate de la douleur arthrose chez la souris.

Le modèle monoïodacétate de douleur arthrosique chez la souris

Nous avons développé une mesure évoquée de la douleur arthritique et elle couplée avec une méthode normalisée de mesure de la douleur spontanée dans différents modèles murins d’arthrite induite chimiquement. Ces mesures sont sensible et reproductible pour différents types de douleurs articulaires.

Spontanés et évoqués de mesure de la douleur dans les modèles murins de la douleur de l’articulation du genou

Dans ce protocole, un modèle d’arthrose du genou a été préparé en utilisant la méthode Videman modifiée, et les procédures opératoires et les précautions de l’acupotomie sont détaillées. L’efficacité de l’acupotomie a été démontrée en testant les propriétés mécaniques du quadriceps fémoral et du tendon et les propriétés mécaniques et morphologiques du cartilage.

Application de l’acupotomie dans un modèle d’arthrose du genou chez le lapin

Ce protocole décrit les méthodes d’intervention de Tuina dans le modèle d’arthrose du genou (KOA) induit par l’injection de monoiodoacétate de sodium chez le rat, qui fournit une référence pour l’application de Tuina dans des modèles animaux KOA. Ce protocole étudie également le mécanisme efficace du Tuina pour le KOA, et les résultats aideront à promouvoir son application.

Intervention de Tuina dans le modèle d’arthrose du genou induit par injection de monoiodoacétate de sodium chez le rat

Ce protocole décrit comment la mesure de la force de morsure et du seuil de retrait de la tête peut capturer le comportement de la douleur dans la douleur inflammatoire de l’articulation temporo-mandibulaire (ATM) induite par l’adjuvant de Freund complet (CFA).

Mesure de la douleur de l’articulation temporo-mandibulaire par force de morsure et tests de filament de Von Frey chez la souris

Le protocole décrit comment mesurer l’hyperalgésie du genou chez la souris. Nous montrons des exemples dans des modèles murins de douleurs aiguës au genou ainsi que dans des modèles d’arthrose (OA).

Évaluation de l’hyperalgésie du genou chez la souris à l’aide de la mesure de l’application de pression

Grâce à la simplicité de la chirurgie et le résultat robuste du comportement, de constriction chronique du nerf sciatique est l'un des modèles animaux pré-éminents de la douleur neuropathique. Dans les 24 heures suivant la chirurgie, hypersensibilité à la douleur est établi et peut être mesurée quantitativement l'aide d'un von Frey esthésiomètre (essais mécaniques) et le compteur analgésie plantaire (essai thermique).

Constriction chronique du nerf sciatique et les essais hypersensibilité à la douleur chez le rat

Création décollements de rétine expérimentales avec une hauteur reproductible et durable de détachement, et sans hémorragie sous-rétinienne, est important pour l'étude de la physiopathologie des photorécepteurs perte de cellules dans la maladie de la rétine et l'évaluation des interventions thérapeutiques potentielles. Ici, nous rapportons une telle méthode en détail.

Décollement de la rétine modèle chez les rongeurs par injection sous-rétinienne de hyaluronate de sodium

Nous présentons une méthode pour induire une pression intraoculaire élevée (PIO), en injectant des microsphères magnétiques dans l’œil du rat, pour modéliser le glaucome. Cela conduit à de fortes augmentations de pression et à une mort neuronale étendue. Ce protocole est facile à réaliser, ne nécessite pas d’injections répétées et produit des augmentations stables et durables de la PIO.

Glaucome Expérimental induite par l&#39;injection oculaire de microsphères magnétiques

Hypertension oculaire chronique est induite en appliquant une suture de circumlimbal chez les rats et les souris, conduisant à une détérioration fonctionnelle et structurelle des cellules ganglionnaires rétiniennes conformes de glaucome.

Un modèle de glaucome induit par la Suture Circumlimbal chez le rat et la souris

Découvrez la méthode d'injection intra-articulaire de mono-iodoacétate chez le rat pour modéliser la douleur arthrosique. Cette technique reproduisible permet d'évaluer les comportements liés à la douleur et les changements histopathologiques.

Modèle de douleur arthrosique induite par injection intra-articulaire de mono-iodoacétate chez le rat

Explorer plus de vidéos