Name: Microdissection laser de sous-régions de Glioma pour la caractérisation spatiale et moléculaire de l’hétérogénéité intratumorale, des oncostreams et de l’invasion (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-04-12T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 9 s
Description: Découvrez la microdissection laser pour isoler des sous-régions de gliome et analyser leur expression d'ARNm différentielle. Cette méthode préserve l'intégrité morphologique et l'ARN pour étudier l'hétérogénéité intratumorale.

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Les travaux ont été soutenus par les National Institutes of Health (NIH/NINDS) Subventions: R37-NS094804, R01-NS105556, R21-NS107894 à M.G.C.; (NIH/NINDS) Subventions R01-NS076991, R01-NS096756, R01-NS082311 à P.R.L.; (NIH/NIBI): R01-EB022563; (NIH/NCI) U01CA224160; le Département de neurochirurgie, le Rogel Cancer Center de l’Université du Michigan, la ChadTough Foundation et la Happy Hearts Foundation de Leah à M.G.C. et P.R.L. RNA Biomedicine Grant F046166 à M.G.C. National Institutes of Health, UL1 TR002240 pour le Michigan Institute for Clinical and Health Research (MICHR), Postdoctoral Translational Scholars Program (PTSP) Le projet F049768 à l’Institut forbes de recherche sur le cancer de l’Université du Michigan, un prix médecin-scientifique de la recherche pour prévenir la cécité, Inc. (RPB), accorde R01 EY022633 de l’ONI des NIH (AK) et une subvention sans restriction de la RPB au Département d’ophtalmologie et de sciences visuelles. Cette recherche a utilisé le Centre de recherche de la vision (P30 EY007003) et le Centre de recherche du Centre de cancérologie (P30 CA046592). AK est soutenu par le Prix De la recherche émergente Mme William Davidson de l’Institut de recherche médicale A. Alfred Taubman.

<ol><li>Reifenberger, G., Wirsching, H. G., Knobbe-Thomsen, C. B., Weller, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+the+molecular+genetics+of+gliomas+-+implications+for+classification+and+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Clinical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Advances in the molecular genetics of gliomas - implications for classification and therapy.</a> Nature Reviews Clinical Oncology. 14 (7), 434-452 (2017).</li>
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<li>Koschmann, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ATRX+loss+promotes+tumor+growth+and+impairs+nonhomologous+end+joining+DNA+repair+in+glioma%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">ATRX loss promotes tumor growth and impairs nonhomologous end joining DNA repair in glioma.</a> Science Translational Medicine. 8 (328), (2016).</li>
<li>Brat, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comprehensive%2C+Integrative+Genomic+Analysis+of+Diffuse+Lower-Grade+Gliomas%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Comprehensive, Integrative Genomic Analysis of Diffuse Lower-Grade Gliomas.</a> The New England Journal of Medicine. 372 (26), 2481-2498 (2015).</li>
<li>Datta, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+capture+microdissection%3A+Big+data+from+small+samples%5BTitle%5D)+AND+%22Histology+and+Histopathology%22%5BJournal%5D)">Laser capture microdissection: Big data from small samples.</a> Histology and Histopathology. 30 (11), 1255-1269 (2015).</li>
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</ol>

Tous les auteurs de cet article ne déclarent aucun conflit d’intérêts potentiel.

Comprendre les mécanismes moléculaires sous-jacents à l’hétérogénéité et à l’invasion du gliome sont d’une importance cruciale pour découvrir de nouvelles cibles thérapeutiques13. Dans ce manuscrit, nous décrivons une méthode détaillée et optimisée pour analyser le paysage moléculaire de l’hétérogénéité et de l’invasion du gliome à l’aide de la microdissection de capture laser (LMD) suivie d’une analyse transcriptomique.
La microdissection de capture de laser (LMD) peut...

Les gliomes sont les tumeurs primaires les plus agressives du système nerveux central. Ils sont très envahissants et hétérogènes1. L’analyse des composants cellulaires et moléculaires de la tumeur révélera de nouvelles cibles thérapeutiques.
Parmi les différentes méthodes actuellement disponibles, la microdissection de capture laser (LMD) du tissu tumoral congelé est une technique rentable et fiable qui permet l’isolement des zones anatomiques discrètes ou des populations cellulaires spécifiques des tissus tumoraux pour étudier leur profil moléculaire2,3. LMD permet l’analyse des profils d’expression des gènes de l’ARNm de certaines cellules individuelles ou structures multicellulaires4,5. LMD peut être utilisé pour acquérir des connaissances mécanistes approfondies sur les événements moléculaires qui ont lieu pendant la progression tumorale. Amélioration dans le traitement des tissus tumoraux est nécessaire pour obtenir une résolution optique optimale de la morphologie tissulaire et de la qualité de l’ARN6. Bien que la fixation du paraformaldéhyde soit la meilleure option pour l’analyse morphologique, la qualité de l’ARN est affectée et dégradée dans ces conditions, ce qui entraîne une mauvaise qualité d’ARN pour l’analyse ARN-seq. L’utilisation de sections de tissu congelé évite la formation de cristaux de glace, qui pourrait briser les membranes cellulaires et produire des trous dans les cellules, et reste la meilleure option pour l’analyse ARN-Seq7.
Ici, nous décrivons une méthode optimisée de fixation et de coloration de section pour traiter les tissus congelés de tumeur de cerveau de souris pour LMD. Pour empêcher la formation de cristaux de glace dans le tissu, nous avons perfusé les souris avec une solution de saccharose de 30%. Cette solution perturbe les interactions entre les molécules d’eau polaire et empêche la formation de cristaux de glace, préservant la morphologie tissulaire. La coloration des tissus est nécessaire pour différencier et obtenir une population spécifique de cellules ou des zones anatomiquement distinctes dans la tumeur. Il est essentiel de fixer et de tacher le tissu avec des colorants inoffensifs pour maintenir l’intégrité de l’ARN. Il a été précédemment montré que le tissu de coloration avec l’hématoxyline/eosine (H et E) détériore l’intégrité de l’ARN8. Nous avons fixé et taché le tissu d’intérêt avec l’éthanol, Cresyl violet 4% et eosin Y 0.5% solutions. La violette de cresyl est un colorant acidophile qui tache le noyau cellulaire avec une couleur bleu foncé. Eosin Y est un colorant basophile qui tache les composants de base des cellules, offrant une distinction entre le cytoplasme et d’autres structures cellulaires8. Les deux colorants sont solubles dans l’éthanol et ne détériorent pas la qualité de l’ARN. Pour éviter les lésions tissulaires et maintenir une haute résolution optique des structures cellulaires, nous avons monté les sections tissulaires avant LMD9.

<table><tbody><tr><td>Solution de détachement de cellules d’accutase</td><td>Biolegend</td><td>423201</td><td></td></tr><tr><td>Femelle humaine recombinante sans animaux</td><td>Peprotech</td><td>AF-100-15</td><td></td></tr><tr><td>Antibiotique-antimycosique (100X)</td><td>Gibco</td><td>15240062</td><td></td></tr><tr><td>B-27 Supplement (50X), sans sérum</td><td>Gibco</td><td>17504044</td><td></td></tr><tr><td>Buffer RLT</td><td>Qiagen</td><td>79216</td><td></td></tr><tr><td>Corning Tubes PCR</td><td>Sigma Aldrich</td><td>CLS6530</td><td></td></tr><tr><td>Cresyl Violet Acétate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C5042</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F12 - Dulbecco’s Modified Eagle Medium : Nutrient Mixture F-12</td><td>Gibco</td><td>11330057</td><td></td></tr><tr><td>Eosin Y</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E4009</td><td></td></tr><tr><td>HiSeq 4000</td><td>Illumina</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Système de microdissection laser (LMD)</td><td>Supplément Leica</td><td>LMD7000</td><td></td></tr><tr><td>N-2 (100X)</td><td>Gibco</td><td>17502048</td><td></td></tr><tr><td>Normocin - Réactif antimicrobien</td><td>Invivogen</td><td>ant-nr-1</td><td></td></tr><tr><td>Peel Away Disposable Embedding Moules</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>70182</td><td></td></tr><tr><td>PEN Membrane Lame de verre (2 &micro ; m)</td><td>Lieca</td><td>1150518</td><td></td></tr><tr><td>Pinpoint Solution</td><td>Zymo Research</td><td>D3001-1</td><td></td></tr><tr><td>Recombinant Human FGF-basic</td><td>Peprotech</td><td>100-18B-1MG</td><td></td></tr><tr><td>Research Cryostat</td><td>Leica</td><td>CM3050s</td><td></td></tr><tr><td>RNaseZap RNase Decontamination Solution</td><td>Fisher Scientific</td><td>AM9780</td><td></td></tr><tr><td>RNeasy Plus Micro Kit</td><td>Qiagen</td><td>74034</td><td></td></tr><tr><td>SMARTer Stranded Total RNA-Seq Kit v2 - Pico Input Mammalian</td><td>Takara Bio</td><td>634411</td><td></td></tr><tr><td>Tissue-Plus O.C.T. Compound</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-730-571</td><td></td></tr></tbody></table>

microdissection laser de sous-régions de glioma pour la caractérisation spatiale et moléculaire de l’hétérogénéité intratumorale, des oncostreams et de l’invasion

Laser Capture Microdissection of Glioma Subregions for Spatial and Molecular Characterization of Intratumoral Heterogeneity, Oncostreams, and Invasion

Les gliomes sont des tumeurs cérébrales primaires caractérisées par leur invasivité et leur hétérogénéité. Des modèles histologiques spécifiques tels que les pseudopalisades, la prolifération microvasculaire, la transformation mésenchymale et la nécrose caractérisent l’hétérogénéité histologique des gliomes de haute qualité. Notre laboratoire a démontré que la présence de densités élevées de cellules mésenchymales, nommées oncostreams, corrèlent avec la malignité de tumeur. Nous avons développé une approche unique pour comprendre les mécanismes qui sous-tendent la croissance et l’invasion du gliome. Ici, nous décrivons un protocole complet qui utilise la microdissection de capture de laser (LMD) et le séquençage d’ARN pour analyser l’expression différentiele d’ARNm des structures multicellulaires intra-tumorales (c.-à-d. les secteurs mésenchymal ou les secteurs de l’invasion de tumeur). Cette méthode maintient une bonne histologie tissulaire et l’intégrité de l’ARN. La perfusion, la congélation, l’intégration, la section et la coloration ont été optimisées pour préserver la morphologie et obtenir des échantillons de microdissection laser de haute qualité. Les résultats indiquent que la perfusion de souris porteuses de gliome utilisant 30% de saccharose fournit une bonne morphologie et la qualité d’ARN. En outre, les sections de tumeur de coloration avec 4% de violette de Cresyl et 0.5% d’éosine a comme conséquence la bonne coloration nucléaire et cellulaire, tout en préservant l’intégrité d’ARN. La méthode décrite est sensible et hautement reproductible et elle peut être employée pour étudier la morphologie de tumeur dans divers modèles de tumeur. En résumé, nous décrivons une méthode complète pour effectuer LMD qui préserve la morphologie et la qualité d’ARN pour le séquençage pour étudier les dispositifs moléculaires des structures multicellulaires hétérogènes dans les tumeurs solides.

Notre laboratoire a généré un modèle de souris génétiquement modifié (GEMM) à l’aide du système de transposase de beauté endormie(figure 1A). Ce système intègre des altérations génétiques spécifiques dans le génome des cellules progénitrices neurales chez les souris néonatales. Ces cellules progénitrices altérées forment des tumeurs endogènes de glioma. Les séquences plasmides utilisées pour générer les tumeurs étaient : (1) pT2C-LucPGK-SB100...

La microdissection laser (LMD) est une technique sensible et hautement reproductible qui peut être utilisée pour découvrir des voies qui médité glioma hétérogénéité et invasion. Ici, nous décrivons un protocole optimisé pour isoler les zones discrètes du tissu de gliome utilisant le LMD laser suivi de l’analyse transcriptomique.

Microdissection laser de sous-régions de Glioma pour la caractérisation spatiale et moléculaire de l’hétérogénéité intratumorale, des oncostreams et de l’invasion

Gliomas are primary brain tumors characterized by their invasiveness and heterogeneity. Specific histological patterns such as pseudopalisades, ...

Ce protocole utilise la microdissection laser et le séquençage de l’ARN pour analyser l’expression différentielle de l’ARNm de l’hétérogénéité intratumorale, comme les zones d’accumulation de cellules mésenchymales ou les zones d’invasion tumorale. Cette méthode a été optimisée pour préserver l’histologie des tissus de bonne qualité et l’intégrité de l’ARN afin de faciliter l’acquisition d’échantillons de microdissection laser de haute qualité. Cette méthode est sensible et hautement reproductible.Il peut être utilisé pour étudier la morphologie tumorale et l’hétérogénéité dans divers modèles tumoraux. La microdissection au laser du tissu gelé de tumeur de cerveau est une technique rentable et fiable pour l’isolement des secteurs anatomiques discrets des populations cellulaires des tissus de tumeur pour étudier leurs profils moléculaires. LMD peut être utilisé pour acquérir des connaissances mécanistes approfondies sur les événements moléculaires qui ont lieu au cours de la progression tumorale, et pourrait révéler de nouvelles cibles thérapeutiques.Une bioluminescence in vivo de la charge tumorale de la souris atteint un signal entre une fois 10 à six et une fois 10 au 7ème photons. Rincer la solution oxygénée de tyrode par le système circulatoire de la souris tumeur-roulement euthanasiée jusqu’à ce que le foie et les poumons aient été complètement dégagés du sang. Continuer à perfuser l’animal avec une solution de saccharose à 30 % dissoute dans la solution tyrode pendant 15 minutes supplémentaires.Pour évaluer le succès de la perfusion, confirmez que le cou, la queue et les jambes sont rigides à la fin de la circulation. Puis récoltez le cerveau selon les protocoles standard et stockez le cerveau pendant la nuit dans la solution fraîche de saccharose de 30%. Pour préparer la cryopréservation, remplissez un bocal d’isopentane-2-méthylbutane froid et placez le bocal dans un récipient rempli d’azote liquide.Pendant que le solvant refroidit, épongez le cerveau à sec sur un morceau de papier filtre et placez le cerveau dans un Cryomold étiqueté. Soigneusement à environ cinq millilitres de température optimale de coupe moyenne au centre du Cryomold et placer le cerveau dans le moule dans l’orientation désirée. À l’aide de forceps propres, placez rapidement le Cryomold dans l’isopentane-2-méthylbutane réfrigéré pendant 30 à 40 secondes.Une fois que le milieu de coupe s’est solidifié, transférez le Cryomold sur de la glace sèche et enveloppez le Cryomold et enroulez le tissu cérébral congelé dans du papier d’aluminium pour un stockage de moins 80 degrés Celsius. Pour acquérir des sections congelées de tissu de tumeur de cerveau, réglez d’abord la température d’un cryostat entre moins 20 et moins 24 degrés Celsius, et placez le bloc d’échantillon dans la chambre de cryostat pendant 30 à 60 minutes. Pendant que l’échantillon est en équilibre, nettoyez la chambre et le porte-couteau avec 100 % d’éthanol et vaporisez les brosses de section avec la solution de nettoyage RNase.Lorsque l’échantillon est prêt, retirez le moule et utilisez un milieu de coupe frais pour fixer le bloc de tissu congelé au disque du spécimen du cryostat. Placez le bloc dans le support du disque et alignez le bloc avec la lame du couteau. Acquérir 10 sections de micromètres du cerveau à l’aide de l’une des brosses sans arnse pour aplatir et décharger soigneusement les morceaux de tissu sur la surface de coupe.Pour monter les sections de tissu cérébral sur les glissières, appuyez en douceur sur le côté chargé positivement d’une glissière en verre PEN sans RNase étiquetée sur la section et placez la glissière dans une boîte de rangement à l’intérieur de la chambre. Lorsque toutes les diapositives ont été recueillies, placez la boîte de stockage à moins 80 degrés Celsius. Pour dissoudre le milieu de coupe avant la microsection laser, submergez les glissières en immersions séquentielles d’éthanol descendant de 30 secondes suivies d’une coloration de solution violette cristalline pendant 20 secondes et de cinq secondes dans la solution Y d’éosine de 0,5 %.À la fin de l’incubation de l’éosine Y, utiliser du papier filtre pour bloquer les glissières sèches et déshydrater les glissières dans des immersions d’éthanol ascendantes séquentielles. Après l’immersion de 60 secondes dans l’éthanol, rincer les glissières dans un contenant de xylène pendant trois minutes. Ensuite, séchez les glissières sur une surface exempte de RNase à température ambiante pendant 10 secondes avant de monter les échantillons dans un milieu de montage préparé avec de l’eau sans RNase.Après 10 à 20 secondes, transférez les diapositives sur la plate-forme de microdissection du microscope. Pour la microdissection de capture laser, allumez la puissance avant d’allumer le laser. Ensuite, allumez le contrôleur de microscope dans l’ordinateur et démarrez le logiciel de microdissection de capture laser.Dans le panneau microscope control, sélectionnez le grossissement 10 fois. Sous contrôle laser, définissez les paramètres laser pour la dissection des tissus et sélectionnez une fréquence laser de 120 hertz et un courant laser de 100% pour une microdissection laser précise, réglez la vitesse à 10 et réglez l’ouverture à 10 micromètres. Réglez ensuite la puissance à 53.Chargez le collecteur de tissus qui capturera le tissu suivant la section et cliquez sur le deuxième bouton Déchargement. Remplacez le collecteur vide par des tubes à tête plate PCR sans DNase et Rnase contenant 30 microlitres de tampon de lyse par tube. Retournez le collecteur à la machine et cliquez continuer à procéder.Chargez le spécimen traité sur le microscope et cliquez sur Déchargez dans le logiciel de microdissection laser. Montez l’échantillon sur le support de la glissière et placez le porte-diapositives sur la scène. Cliquez continuer à procéder et sélectionnez Dessiner Cut dans la fenêtre Formes coupées.Utilisez les commandes au microscope pour trouver le domaine d’intérêt et dessiner un aperçu autour de la région d’intérêt. Sélectionnez ensuite un tube collecteur de destination et cliquez sur Démarrer la coupe pour procéder à la microdissection tissulaire. Lorsque tous les domaines d’intérêt ont été disséqués, transférez les tubes collecteurs du support sur de la glace sèche jusqu’à ce qu’ils soient traités en aval.Pour acquérir des tissus avec une morphologie supérieure et l’intégrité de l’ARN, diverses approches de perfusion ont été évaluées. Pour disséquer les zones d’intérêt, il est nécessaire de tacher les tissus avec des colorants inoffensifs pour l’ARN. La perfusion suivante des souris tumorales avec la solution de tyrode et le saccharose de 30%suivi d’une incubation de nuit dans 30% de saccharose a comme résultat la conservation de la morphologie et de l’intégrité d’ARN du tissu de souris.Bien que la fixation des tissus paraformaldéhyde entraîne une morphologie tissulaire de haute qualité, l’intégrité de l’ARN est affectée négativement. D’autres approches telles que l’utilisation d’une solution tyrode incubation, ou la solution tyrode plus 30% incubations de solution saccharose n’affectent pas la qualité de l’ARN, mais une résolution réduite dans la morphologie tissulaire est observée. Si les tissus ne sont pas montés avec le milieu de montage, les sections deviennent déshydratées et la morphologie se détériore tandis que le montage des échantillons de tissu avec le milieu de montage de 15% dissous dans l’eau maintient une morphologie tissulaire de haute qualité.L’imagerie au microscope de microdissection de capture au laser permet la sélection du tissu tumoral pour la dissection. Cette sélection de la région d’intérêt permet ensuite la dissection des zones d’intérêt dans chaque échantillon de tissu pour l’analyse de l’intégrité de l’ARN. Le maintien d’une morphologie de tissu tumoral de haute qualité et de l’intégrité de l’ARN est essentiel.La solution tyrode et la perfusion de saccharose de 30% avec la conservation du jour au lendemain dans 30% saccharose améliore considérablement la morphologie de tissu pour LMD. La fixation rapide de lyoma, la coloration et le montage avec la solution de GAN est étape critique pour préserver la qualité d’ARN et empêcher des fissures de se former dans le tissu. Nous recommandons de sectionner au moins 2,5 fois 10 à la tumeur totale de micromètres carrés par zone de tissu pour obtenir des quantités appropriées d’ARN pour le contrôle de qualité d’ARN et l’analyse transcriptomique.LMD permet l’analyse des voies de signalisation moléculaires qui régulent l’hétérogénéité et l’invasion du gliome qui pourraient révéler de nouvelles cibles potentielles pour le développement translationnel futur dans les modèles précliniques de gliome.

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La vidéo décrit la dissection laser du modèle de co-culture organotypique 3D avec une précision au micron. Dans les modèles organotypiques 3D, les constituants stromaux tels que les fibroblastes sont co-cultivés en 3 dimensions avec des cellules épithéliales cancéreuses. Le modèle 3D sert d’outil expérimental qui permet d’étudier l’invasion et les interactions cancer-stroma dans des conditions quasi physiologiques.

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Source : Parker, J. J., et al. Un modèle de culture de coupe organotypique de glioblastome humain pour l’étude de la migration des cellules tumorales et des effets spécifiques au patient des médicaments anti-invasifs. J. Vis. Exp. (2017)Cette vidéo présente l’imagerie de coupes de tissu de glioblastome exprimant la protéine fluorescente verte (GFP) par microscopie confocale. Des images haute résolution sont capturées à intervalles réguliers pour suivre le mouvement et la direction des cellules...

Imagerie de la migration des cellules tumorales dans le tissu du glioblastome à l’aide de la microscopie confocale à balayage time-lapse

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Les effets des inhibiteurs migrastatiques sur la migration de cellules cancéreuses de glioma dans les essais tridimensionnels (3D) d'invasion utilisant un inhibiteur de l'histone deacetylase (HDAC) sont caractérisés par la microscopie confocale à haute résolution.

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La dysrégulation protéomique joue un rôle important dans la propagation des gliomes infiltrant de manière diffuse, mais plusieurs protéines pertinentes restent non identifiées. Le traitement spatial numérique (DSP) offre une approche efficace et à haut débit pour caractériser l’expression différentielle des protéines candidates qui peuvent contribuer à l’invasion et à la migration des gliomes infiltrants.

Profilage spatial numérique pour la caractérisation du microenvironnement dans le gliome à infiltration diffuse de type adulte

Nous rapportons une technique permettant l’imagerie en direct de la dynamique des microtubules dans les cellules de glioblastome (GBM) envahissant un tissu cérébral de vertébrés. Le couplage de l’injection orthotopique de cellules GBM marquées par fluorescence dans un cerveau de poisson-zèbre transparent avec une imagerie intravitale à haute résolution permet de mesurer la dynamique du cytosquelette lors de l’invasion in situ du cancer.

Imagerie en direct de la dynamique des microtubules dans les cellules de glioblastome envahissant le cerveau du poisson zèbre

Ce protocole décrit un flux de travail à haut débit pour la segmentation basée sur l’intelligence artificielle des régions d’intérêt confirmées par la pathologie à partir d’images de coupes de tissus minces et colorées pour l’enrichissement des populations cellulaires résolues par histologie à l’aide de la microdissection laser. Cette stratégie comprend un nouvel algorithme permettant le transfert de démarcations désignant des populations cellulaires d’intérêt directement aux microscopes laser.

Microdissection laser industrialisée guidée par l’intelligence artificielle pour l’analyse protéomique à micro-échelle du microenvironnement tumoral

La microdissection par capture laser des tissus de fibrose sous-muqueuse buccale permet d’extraire avec précision des cellules des régions histologiques d’intérêt pour l’analyse de données multi-omiques avec des informations morphologiques et spatiales.

Isolement de cellules avec des informations morphologiques et spatiales à partir d’échantillons de fibrose sous-muqueuse buccale par microdissection par capture laser

Nous présentons un modèle de migration 3D du glioblastome utilisant des gliomasphères magnétiques dérivées du patient générées à partir de tumeurs nouvellement diagnostiquées et récurrentes. Cette plateforme permet de visualiser la dynamique migratoire spécifique au patient et d’évaluer l’efficacité thérapeutique. Le test peut être multiplexé après migration afin d’évaluer la localisation et les schémas d’expression des protéines.

Essai de migration du glioblastome 3D reproductible avec localisation sphéroïde médiée par nanoparticules magnétiques dans des conditions hypoxiques

Découvrez la microdissection laser pour isoler des sous-régions de gliome et analyser leur expression d'ARNm différentielle. Cette méthode préserve l'intégrité morphologique et l'ARN pour étudier l'hétérogénéité intratumorale.

Microdissection laser de sous-régions de Glioma pour la caractérisation spatiale et moléculaire de l’hétérogénéité intratumorale, des oncostreams et de l’invasion (Vidéo) | JoVE Journal

Microdissection laser de sous-régions de Glioma pour la caractérisation spatiale et moléculaire de l’hétérogénéité intratumorale, des oncostreams et de l’invasion

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