Une méthode simple de section à sec pour l’obtention de la section résine de la taille d’une graine entière et de ses applications

La science de la morphologie et la qualité des cellules, des granules d’amidon et des corps protéiques du noyau déterminent le poids et la qualité des graines. Dans cette étude, nous présentons comme une population simple d’un noyau entier incorporé dans la résine blanche LR et établissons une méthode d’aspiration sèche simple des grains entiers. Nous choisissons la résine blanche LR comme support embarqué pour deux raisons majeures.

Tout d’abord, il est faible viscosité et forte perméabilité, conduisant à ses bonnes applications dans la préparation de cette puissante section de graines, en particulier pour les grains matures céréaliers avec un grand volume et une teneur élevée en amidon. Deuxièmement, l’échantillon incorporé dans la résine blanche LR peut être taché facilement avec de nombreux colorants chimiques pour montrer clairement la morphologie des échantillons sous la lumière avec microscope fluorescent. Les sections préparées peuvent être spécifiquement tachées pour montrer clairement les cellules, les granules d’amidon et les corps protéiques dans l’émergence du noyau entier, et les paramètres de morphologie peuvent également être analysés quantitativement.

La méthode contient des études. Ici, nous utilisons des grains de maïs matures avec un plus grand volume et une teneur élevée en amidon comme échantillon pour montrer les processus étape par étape. Pour commencer, clips grains dans une bouteille simple.

Ajouter environ 10 millimètres de glutaraldehyde tamponné au phosphate à 2,5 %. un pH de plus 7,2 et placez-le à 4 degrés centigrades pendant 48 heures pour les fixer tous les deux. Puis sortez ces grains et coupez-les longitudinellement ou transversalement, avec une épaisseur de deux à trois millimètres.

Vous avez besoin d’une lame tranchante à double face. Et fixez-les encore 48 heures. Ensuite, lavez vos échantillons trois fois avec environ 10 millimètres, donc tampon de phosphate de 0,1 M, pH 7,2 pendant 30 minutes à chaque fois.

Pour hydrater les échantillons étape par étape, trempez-les dans environ 10 millimètres de solution aqueuse à 30% d’éthanol pendant 30 minutes d’abord, et trempez-les successivement dans 10 millimètres, donc 50%70%90% une fois, et 100% trois fois. Pour infiltrer un échantillon étape par étape, récupérez-les successivement avec 10 millimètres de solution de résine blanche LR diluée avec de l’éthanol de 25%50%75% une fois, et 100% deux fois à quatre degrés centigrades pendant 12 heures à chaque fois. Avant d’intégrer, nous devons préparer les piédestaux pour les échantillons.

Ajouter 250 microlitres de résine blanche LR pure dans un tube de centrifugeuse de deux millimètres et le polymériser à six degrés centigrades pendant 48 heures. Ensuite, ajoutez successivement 500 microlitres de résine blanche LR pure et infiltrez l’échantillon dans le tube de centrifugeuse avec un piédestal. Après avoir redressé les échantillons avec une aiguille anatomique, mettre la résine à six degrés centigrades dans un four pendant 48 heures.

Sortez les grains incorporés du tube de centrifugeuse et découpez l’excès de résine autour d’un échantillon à l’aide d’une lame tranchante. Placez le bloc de résine dans le porte-échantillon de microton et coupez la résine superflue à la surface de l’échantillon et autour de l’échantillon avec la lame. Polir davantage la surface de l’échantillon enfin à l’aide d’un couteau en verre jusqu’à ce qu’une section complète puisse être formée.

Maintenant, il est temps de préparer cette section étonnante avec deux microns d’épaisseur. Avant de trancher, mettez un petit cuivre parlé de deux millimètres au-dessus du bord de la lame pour empêcher une section de curling. Au fur et à mesure que la section s’allonge, mettez un porte-parole sous la section pour l’appuyer.

Ensuite, ajoutez les 100 microlitres d’eau sur la glissière non prouvée et transférez soigneusement la section complète et ininterrompue à l’eau avec les gâteries. Chauffez-les et séchez-les à 50 degrés centigrades pour lisser la section ridée. Enfin, deux conseils importants ont besoin d’attention.

Tout d’abord, si la section s’effrite ou déchire, prolonger le temps pour chaque infiltration de résine de l’échantillon. Deuxièmement, si la section a quelques lignes parallèles au couteau, pincez le bloc d’échantillon étroitement. Si la section a quelques lignes verticales au couteau, s’il vous plaît utiliser un nouveau couteau.

Pour observer la morphologie des cellules, des granules d’amidon et des corps protéiques, nous pouvons tacher les sections avec l’éclaircisseur fluorescent 28, la solution d’iode, et coomassie bleu brillant R250 respectivement. Pour d’autres taches spécifiques, basez-la sur la recherche sur la proposition. Ici, nous utilisons la solution d’iode pour tacher les granules d’amidon à titre d’exemple.

Ajouter 40 microlitres de solution d’iode pour immerger la section. Et gardez-le dans le bocal pendant une minute. Et ensuite couvrir l’échantillon avec un manchon de couverture.

Et effacer la solution agent excédentaire autour d’elle. Observez et photographiez immédiatement l’échantillon sous un microscope allumé équipé d’une caméra de vidéosurveillance. Nous pouvons traiter et analyser quantitativement les images photographiées pour la zone, l’accès long ou court, et la rondeur des cellules, des granules d’amidon, et des corps de protéine dans différentes régions pour le noyau utilisant le logiciel d’analyse de morphologie.

Nous établissons une méthode simple de sectionment sec pour retenir des sections entières de taille de noyau dans la résine blanche de LR. La méthode peut préparer des sections transversales et longitudinales de l’ensemble du noyau avec deux microns. ou par exemple, la graine entière mature de colza oléagineux peut être sectionnée transversalement et longitudienment.

Les sections d’un noyau entier mature de maïs avec un plus grand volume peuvent également être préparées avec succès. En outre, le noyau en développement, le noyau cuit et le noyau germé peuvent également être étudiés à l’aide de la méthode. Les sections préparées de grains entiers ont les applications ci-dessous.

Tout d’abord, les sections du noyau entier peuvent être utilisées pour observer la structure tissulaire des graines. Par exemple, les sections de l’embryon entier de colza oléaillé avec de la safranine peuvent clairement montrer qu’il s’agit d’un radical, hyper occasionnel, intérieur et externe Les sections du noyau entier peuvent être utilisées pour observer et analyser la morphologie des cellules. Par exemple, les sections transversales de l’embryon entier de colza oléagineuse sont tachées d’un égayer fluorescent 28, et les huiles cellulaires sont tachées spécifiquement.

La micromorphologie des cellules dans n’importe quelle région de l’embryon entier peut être affichée à un grossissement élevé. Les paramètres de morphologie des cellules parenchymales peuvent être analysés quantitativement à l’aide d’un logiciel d’analyse morphologique et montrer certaines différences dans diverses régions de l’embryon. Les sections transversales du noyau entier de maïs teintées d’égayer fluorescent 28 peuvent également présenter comme morphologie des cellules, et les paramètres de morphologie des cellules sont différents dans diverses régions de l’endosperme.

des sections de grains entiers peuvent être tachées de solution d’iode pour montrer sa morphologie des granules d’amidon, par exemple, les sections transversales et longitudinales des grains de maïs tachés d’iode peuvent montrer clairement sa morphologie des granules d’amidon. Les granules d’amidon dans diverses régions montrent la morphologie, la taille, et la quantité sensiblement différentes dans les cellules d’endosperme. Ainsi, l’analyse quantitative des paramètres morphologiques des granules d’amidon montre qu’ils sont significativement différents dans diverses régions pour l’endosperme.

Les sections peuvent être utilisées pour observer et analyser la morphologie des corps protéiques. Par exemple, la protéine amidon est teintée de bleu à l’aide de Coomassie bleu brillant R250. La distribution spatiale de protéines d’amidon dans l’embryon entier de colza oléaillé peut être observée dans son grossissement faible, et la micro structure peut être exposée clairement à un grossissement élevé.

En outre, l’indice d’erreur de nombres et les paramètres de morphologie des corps protéiques dans les régions choisies peuvent également être analysés quantitativement. Cette technique fournit la première et simple préparation de sections de résine de grains entiers à partir de graines en développement et matures. Les applications sectionnelles dans la structure tissulaire du noyau entier, puis l’étude de la morphologie des cellules, granules d’amidon, et les corps protéiques dans différentes régions d’un noyau entier.

Les images acquises peuvent être analysées quantitativement pour montrer les paramètres de morphologie des cellules, des granules d’amidon et des corps protéiques et les comparer davantage dans différentes régions du noyau entier.