Name: Reconstruction de circuit sanguin dans un modèle de transplantation de cœur de souris abdominale (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 37 s
Description: Découvrez une nouvelle technique chirurgicale de transplantation cardiaque abdominale hétérotopique chez la souris. Cette méthode améliore l'étude des réponses alloimmunitaires grâce à une reconstruction optimisée du circuit sanguin.

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Nous remercions la Dre Yun Xu pour son aide en tant qu’actrice de doublage, la Dre med Jianhua Peng pour son aide au montage vidéo et la Dre Annika Kuckhahn pour ses commentaires et son soutien. Ce travail a été soutenu en partie par la Fondation allemande pour la recherche (DFG) pour promouvoir les collaborations internationales (HO2581/4-1 à AH), et la Fondation nationale de la science de Chine (NSFC; #81760291 à FJ).

Toutes les expérimentations animales ont été menées conformément aux lignes directrices de la directive 2010/63/UE du Parlement européen sur la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques (approbation du comité éthique, #G1071/09).
NOTE: La préparation préliminaire, l’anesthésie, les soins postopératoires et le travail de surveillance sont les mêmes que ceux effectués dans les méthodes chirurgicales traditionnelles1,2,4. Les souris BALB/c ont servi de donneurs de coeur et C57BL/6J comme destinataires de greffe. Les souris ont été âgées de 8 à 12 semaines, pesaient environ 30 g à la transplantation et étaient logées dans des conditions standard.
1. Étapes préparatoires
<ol><li>Pour l’anesthésie, donnez à la souris de l’isoflurane inhalatif (2%) jusqu’à ce qu’ils s’endorment, suivis d’injections intrapéritonéales de kétamine (100 mg/kg) + xylazine (10 mg/kg) + acepromazine (2 mg/kg). Pour l’analgésie postopératoire, appliquer metamizol (200 mg/kg) p.o. et carprofène (5 mg/kg) s.c.. REMARQUE: L’application d’antibiotiques a été abstenue exprès car ces substances peuvent influencer les réponses immunologiques.</li>
	<li>Pour la chirurgie, utilisez un ensemble d’instruments microscopiques comprenant un micro-ciseaux, une micro-pince, un porte-aiguille et des pinces micro hémostatiques. Un stylo électrochirurgical est également nécessaire. Effectuez des sutures en utilisant des types de nylon 7/0er, 10/0er et 4/0er.</li>
	<li>Placez la souris dans une boîte pour l’inhalation d’isoflurane (2%) pendant 40-60 secondes. Déterminez la profondeur de l’anesthésie en serrant la patte avec une pince à épiler. S’il y a une absence totale de réponse à ce stimulus, passez à l’étape suivante.</li>
	<li>Une fois que la souris s’est endormie, pesez la souris.</li>
	<li>Appliquer une injection intrapéritonéale de kétamine (100 mg/kg) + xylazine (10 mg/kg) + acepromazine (2 mg/kg) sur la souris anesthésiée.</li>
	<li>Coupez la fourrure abdominale et placez la souris sur la table d’opération. Effectuez une désinfection à l’aide d’iodure de povidone pendant 3 fois, puis drapez correctement la souris à l’aide d’une serviette chirurgicale fenêtrée.</li>
</ol>2. Procédure d’opération du donateur
<ol><li>Utilisez des ciseaux pour couper la peau du cou au bas-ventre et décollez toute la couche de la peau jusqu’à la ligne médiane des deux aisselles.</li>
	<li>Utilisez des ciseaux pour couper les muscles de la paroi abdominale et déplacez doucement les viscères vers la gauche (du point de vue de l’opérateur). Enveloppez les viscères avec une gaze imbibée saline pour exposer en toute sécurité la veine cave inférieure.</li>
	<li>Utilisez une seringue de 1 mL pour injecter 0,4 mL de la solution d’héparine (contient 500 U d’héparine) lentement dans la veine cave inférieure et attendez 1 minute avant de retirer l’aiguille.</li>
	<li>Retirez l’aiguille et utilisez un micro-ciseaux pour couper à la fois la veine cave inférieure et l’aorte abdominale pour accélérer l’exsanguination.</li>
	<li>Utilisez des ciseaux pour ouvrir la cavité thoracique en effectuant une coupe en forme de U; exposer complètement le cœur, les poumons et tous les vaisseaux sanguins de la poitrine.<ol>
<li>Exposez l’aorte thoracique, coupez 1/2 de la lumière, puis coupez la veine pulmonaire pour faciliter l’irrigation et le drainage.</li>
		<li>Insérez un tube d’irrigation dans l’ouverture de l’aorte thoracique, injectez au moins 2 mL de solution de cardioplégie froide d’histidine-tryptophane-cétoglutarate à 4 °C (solution de Custodiol HTK)9 jusqu’à ce que l’écoulement de la veine pulmonaire soit complètement clair et que le cœur cesse complètement de battre.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Retirez le tube d’irrigation et détachez le sternum.</li>
	<li>Utilisez des micro-ciseaux pour enlever le thymus et pour enlever légèrement la graisse autour de l’arc aortique.</li>
	<li>Utilisez une pince droite et incurvée pour exposer et ligater le tronc de l’arteria pulmonalis (sur le côté droit de l’arc aortique) avec une suture 10/0.</li>
	<li>Utilisez des micro pinces pour séparer la graisse et le tissu conjonctif attachés à l’IIVC, exposez et ligatez la veine cave supérieure (sur le côté gauche de l’arc aortique) avec une suture 7/0 et utilisez des micro-ciseaux pour la couper derrière la ligature.</li>
	<li>Faites une suture 7/0 autour de la base du cœur sous l’arc aortique, l’IIVC et les deux oreillettes. Ensuite, légiféez les branches de l’artère pulmonaire et les vaisseaux pulmonaires veineux.</li>
	<li>Utilisez des micro-ciseaux pour transecter l’arc aortique aussi distal que possible, les vaisseaux pulmonaires sous la ligature et l’IIVC près du diaphragme. Retirez le cœur de la poitrine.</li>
	<li>Placer le cœur du donneur explanté dans une solution de cardioplégie HTK froide à 4 °C et conserver temporairement.</li>
</ol>3. Procédure d’exploitation du bénéficiaire
REMARQUE: Les étapes initiales de l’opération sont similaires à celles précédemment montrées pour la souris donneuse, y compris l’anesthésie et la désinfection.
<ol><li>Effectuez la coupe de la peau abdominale de manière transversale, couvrez les organes abdominaux avec une gaze humide à l’aide d’une solution saline.</li>
	<li>Utilisez la micro-pince pour exposer la veine cave inférieure et l’aorte abdominale et les libérer du tissu adipeux environnant.</li>
	<li>Utilisez des micro pinces pour ligater ou électrocautériser les vaisseaux de branche latérale (latéraux ou sous la veine/ aorte) sous les vaisseaux rénaux.</li>
	<li>Utilisez une pince applicatrice de clips pour positionner deux pinces micro hémostatiques au niveau de la partie abdominale de la veine / aorte provenant de la droite, laissant une distance de plus de 1 cm pour l’aorte / veine afin d’assurer un espace pour la construction de l’anastomose entre elles.</li>
	<li>Utilisez des micro-ciseaux pour faire une incision dans l’aorte un peu plus près de la pince inférieure que de la pince supérieure. Vous pouvez également utiliser une aiguille de 30 G pour faire un petit trou et l’ouvrir avec des micro-ciseaux.</li>
	<li>Positionnez la souris récepteur de sorte que l’aorte soit face à l’opérateur avec la veine cave de l’autre côté. Ensuite, placez le cœur dans la cavité abdominale et couvrez-le d’un petit tampon de gaze humide.</li>
	<li>Utilisez une suture 10/0 pour adapter et coudre l’aorte donneuse à l’aorte réceptive en commençant caudalement, faites un nœud et procédez à une suture courante au sommet de l’incision (environ 4-5 points). Ensuite, retournez le cœur vers la droite (du point de vue du sujet), couvrez-le à nouveau et continuez la suture sur le côté gauche jusqu’à atteindre l’extrémité caudale et nouez-la.</li>
	<li>Utilisez un tube d’irrigation pour injecter au moins 0,5 mL de solution de cardioplégie HTK à 4 °C pour rincer l’IIVC du donneur.</li>
	<li>Utilisez des micro-ciseaux pour couper un trou rond sur la veine cave inférieure abdominale du receveur, qui devrait avoir la même taille que la lumière IIVC des donneurs. L’incision doit être située au-dessus de l’ouverture anastomotique aortique. Rendre l’incision veineuse plus grande que l’incision aortique.</li>
	<li>Utilisez une suture 10/0 pour coudre le donneur IIVC à la veine cave récepteur commençant caudalement. Attachez un nœud et effectuez une suture courante jusqu’à ce que le sommet de l’incision soit atteint. Utilisez cinq points de suture et continuez la suture sur la gauche. Enfin, attachez un nœud dans le coin de la queue et serrez soigneusement (veillez à ne pas tirer trop serré).</li>
	<li>Placez les petites parties de l’éponge hémostatique autour de la veine et des anastomoses aortiques.</li>
	<li>Utilisez une pince d’applicateur de clip pour enlever d’abord les pinces micro-hémostatiques inférieures, puis supérieures et rincez la cavité abdominale avec du chlorure de sodium à 0,9 % tempéré à 38,0 °C.</li>
	<li>Utilisez une micro pince pour enlever l’éponge hémostatique.</li>
	<li>Observez le rythme cardiaque du cœur transplanté.</li>
	<li>Utilisez une pince pour remettre les intestins dans la cavité abdominale et des sutures à deux couches (muscles abdominaux suivis de peau) pour fermer la plaie abdominale avec une suture 4/0.</li>
	<li>Mettez les souris dans une chambre de poste de travail de contrôle de l’oxygène et de la température (par exemple, INVIVO2-400) pour fournir un environnement chaud et riche en oxygène pour que les souris transplantées récupèrent, attendez que les souris se réveillent.</li>
	<li>Pour l’analgésie postopératoire, donnez directement metamizol 200 mg/kg par os après opération. Quatre et 16 heures après l’opération donner Metamizol 200 mg/kg par os+ Carprofène (5mg/kg) s.c. Dans le suivi ultérieur, donnez du carprofène (5 mg/kg) s.c aux souris transplantées toutes les 24 heures pendant trois jours consécutifs après l’opération.</li>
</ol>

<ol><li>Corry, R., Winn, H., Russell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li>
<li>Habertheuer, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+tissue-specific+exosome+profiling+enables+noninvasive+monitoring+of+acute+rejection+in+mouse+allogeneic+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Donor tissue-specific exosome profiling enables noninvasive monitoring of acute rejection in mouse allogeneic heart transplantation.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 155 (6), 2479-2489 (2018).</li>
<li>Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Four+decades+of+vascularized+heterotopic+cardiac+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Investigative+Surgery%22%5BJournal%5D)">Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse.</a> Journal of Investigative Surgery. 26, 223-228 (2013).</li>
<li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+technique+for+blood+circuit+reconstruction+in+mouse+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Novel technique for blood circuit reconstruction in mouse heart transplantation model.</a> Microsurgery. 26, 594-598 (2006).</li>
<li>Alamran, F. G., Shahkolahi, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Total+arterial+anastomosis+heterotopic+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+Proceedings%22%5BJournal%5D)">Total arterial anastomosis heterotopic heart transplantation model.</a> Transplantation Proceedings. 45, 625-629 (2013).</li>
<li>Melanie, L., et al. Potential of Heterotopic Cardiac Transplantation in Mice as a Model for Elucidating Mechanisms of Graft Rejection. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMelanie%2C+L+%22Cardiac+Transplantation%22">Cardiac Transplantation</a>. Moffatt-Bruce, S. D., et al. , IntechOpen (2012).</li>
<li>Westhofen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+heterotopic+heart+transplantation+in+mice+as+a+small+animal+model+to+study+mechanical+unloading+-+Establishment+of+the+procedure%2C+perioperative+management+and+postoperative+scoring%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring.</a> PLoS One. 14 (4), 0214513(2019).</li>
<li>Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Modified+Method+for+Heterotopic+Mouse+Heart+Transplantion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion.</a> Journal of Visualized Experiments. (88), e51423(2014).</li>
<li>Mokbel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate+Solution+for+Donor+Heart+Preservation+Is+Safe+for+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate Solution for Donor Heart Preservation Is Safe for Transplantation.</a> Annals of Thoracic Surgery. 109 (3), 763-770 (2020).</li>
<li>Song, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+Suture+Technique+in+a+Mouse+Heart+Transplant+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Asian+Journal+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Modified Suture Technique in a Mouse Heart Transplant Model.</a> Asian Journal of Surgery. 34 (2), 86-91 (2011).</li>
<li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+graft+function+in+rodent+models+of+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation.</a> Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).</li>
<li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cold+storage+using+a+new+histidine-tryptophan-ketoglutarate-based+preservation+solution+in+isogeneic+cardiac+mouse+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22European+Heart+Journal%22%5BJournal%5D)">cold storage using a new histidine-tryptophan-ketoglutarate-based preservation solution in isogeneic cardiac mouse grafts.</a> European Heart Journal. 32 (4), 509-516 (2011).</li>
<li>Türk, T. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduction+of+chronic+graft+injury+with+a+new+HTK-based+preservation+solution+in+a+murine+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cryobiology%22%5BJournal%5D)">Reduction of chronic graft injury with a new HTK-based preservation solution in a murine heart transplantation model.</a> Cryobiology. 64 (3), 273-278 (2012).</li>
</ol>

La technique chirurgicale de la transplantation abdominale hétérotopique de coeur chez la souris est très provocante et ceci implique une restriction à l’utilisation répandue de ce modèle.
L’un des inconvénients de la technique conventionnelle est la longueur limite de l’artère pulmonaire (PA) du donneur. Il est généralement d’environ 2 mm de longueur, alors que la longueur de l’IIVC du cœur donneur utilisé dans notre modèle est généralement d’environ 1 cm(Figure 2).</stro...

La technique chirurgicale de transplantation cardiaque abdominale hétérotopique chez la souris représente un modèle standard pour la recherche en immunologie de transplantation1,2,3. Cependant, il est très difficile à réaliser et cela implique une restriction à l’utilisation généralisée de ce modèle4,5.
Dans la transplantation cardiaque traditionnelle de souris (THTx), l’aorte donneuse et l’aorte abdominale réceptrée sont anastomosées tandis que l’artère pulmonaire est anastomosée à la veine cave inférieure réceptible6,7,8.
Dans cette technique modifiée de transplantation cardiaque de souris, l’aorte donneuse est anastomosée à l’aorte abdominale récepteur et le donneur IIVC est anastomosé à la veine cave inférieure récepteur(3,4,6) (figure 2 et figure 3).

<table><tbody><tr><td>Aiguilles 30G</td><td>Braun</td><td>456300</td><td></td></tr><tr><td>acépromazine</td><td>CP Pharma</td><td>Tranquisol P</td><td></td></tr><tr><td>BALB/c AnNCrl souris</td><td>Charles River. Allemagne</td><td>pas de numéro de</td><td></td>catalogue</tr><tr><td>Bepanthen pommade oculaire</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 01578675</td><td></td></tr><tr><td>Bonn Micro Forceps</td><td>FST</td><td>11083-07</td><td></td></tr><tr><td>Boîte pour dispositif d’isolation et d’alimentation en oxygène</td><td>RUSKINN</td><td>INVIV</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J&nbsp ; souris</td><td>Charles River. Allemagne</td><td>pas de numéro</td><td></td>de catalogue</tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis</td><td>Rimadyl 50 mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>CATHETER-FEP 26G</td><td>TERUMO</td><td>Surflo-W</td><td></td></tr><tr><td>Clip Applicator Forceps Style</td><td>FST</td><td>18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Pince courbe</td><td>WPI</td><td>14114-G</td><td></td></tr><tr><td>custodiol/HTK</td><td>Dr. Franz K&ouml ; hler Chemie</td><td>no catalog numer</td><td></td></tr><tr><td>Cutasept désinfection cutanée</td><td>VWR</td><td>BODL980365</td><td></td></tr><tr><td>stylo électrochirurgical</td><td>Bovie</td><td>CHANGE-A-TIP Compresses</td><td></td></tr> de <tr><td>gaze, cotons-tiges</td><td>Lohmann-Rauscher</td><td>13353</td><td></td></tr><tr><td>Tapis chauffant</td><td>THERMO MAT PRO 30W</td><td>HTP-30</td><td></td></tr><tr><td>Éponge hémostatique</td><td>CuraSpon</td><td>J1276A</td><td></td></tr><tr><td>solution d’héparine</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 03029820</td><td></td></tr><tr><td>Glacière</td><td>PETZ</td><td>Non Numéro de catalogue disponible</td><td></td></tr><tr><td>Dispositif d’anesthésie par inhalation</td><td>GROPPLER</td><td>BKGM 0616</td><td></td></tr><tr><td>Dispositif d’isolation et d’alimentation en oxygène</td><td>RUSKINN</td><td>INVIV</td><td></td></tr><tr><td>isoflurane</td><td>CP Pharma</td><td>Isofluran CP 1 ml/ml</td><td></td></tr><tr><td>de kétamine</td><td>Zoetis</td><td>no catalog numer</td><td></td></tr><tr><td>metamizole</td><td>WDT</td><td>no catalog numer</td><td></td></tr><tr><td>Micro ciseaux</td><td>FST</td><td>15000-00,15000-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro Serrefine ( Clamp ) Coudé / 16 mm</td><td>FST</td><td>18055-06</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Leica</td><td>LEICAMZ6</td><td></td></tr><tr><td>Microscope light</td><td>SCHOTT</td><td>KL2500LED</td><td></td></tr><tr><td>Saline solution (NaCl 0.9 %)</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 06178437</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux</td><td>Peha Instruments</td><td>991083/4</td><td></td></tr><tr><td>petite boîte de Pétri</td><td>Sarstedt</td><td>833900</td><td></td></tr><tr><td>Pince droite</td><td>WPI</td><td>14113-G</td><td></td></tr><tr><td>Ruban chirurgical</td><td>BSN</td><td>4120</td><td></td></tr><tr><td>Pince à suture - 10 cm</td><td>FST</td><td>18025-10</td><td></td></tr><tr><td>Sutures(10-0)</td><td>Medtronic</td><td>N2540</td><td></td></tr><tr><td>Sutures(4-0)</td><td>ETHILON</td><td>V4940H</td><td></td></tr><tr><td>Sutures(7-0)</td><td>ETHILON</td><td>1647H</td><td></td></tr><tr><td>Seringue (0,3 mL)</td><td></td>BD <td>324826</td><td></td></tr><tr><td>seringue (1 mL)</td><td>BD</td><td>320801</td><td></td></tr><tr><td>xylazine</td><td>Bayer</td><td>Rompun</td><td></td></tr></tbody></table>

reconstruction de circuit sanguin dans un modèle de transplantation de cœur de souris abdominale

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

La technique chirurgicale de transplantation cardiaque abdominale hétérotopique chez la souris est un modèle standard pour la recherche en immunologie de transplantation. Ici, la technique établie pour une reconstruction modifiée de circuit de sang dans un modèle abdominal heterotopic de transplantation de coeur est présentée. Cette méthode utilise la veine cave inférieure intrathoracique (IIVC) au lieu de l’artère pulmonaire du cœur donneur pour l’anastomose à la veine cave inférieure du receveur. Il facilite et améliore les taux de réussite de la transplantation cardiaque abdominale chez la souris.

Ici, une technique modifiée de transplantation abdominale heterotopic de coeur chez les souris qui a été précédemment développée dans notre laboratoire et s’est avérée utile pour les 16 dernières années est présentée. Précédemment, on l’a rapporté que dans l’ensemble 40 cas de veine cave à veine cave (groupe V-V) comparé à 40 cas de l’artère pulmonaire traditionnelle à la veine cave (groupe P-V) procédure d’anastomose4 (tableau 1)l’anastomose de navire a pris 20.8±1.3 min dans le ...

Une technique originale pour la reconstruction de circuit de sang dans un modèle abdominal heterotopic de transplantation de coeur de souris est démontrée.

Reconstruction de circuit sanguin dans un modèle de transplantation de cœur de souris abdominale

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

La transplantation cardiaque chez la souris est un modèle précieux pour l’étude de la réponse alloimmune Ici, nous introduisons une nouvelle technique chirurgicale de transplantation cardiaque abdominale hétérotopique chez la souris. Dans la transplantation traditionnelle de coeur de souris l’aorte de distributeur et l’aorte abdominale réceptrée sont anastomosed. L’artère pulmonaire est anastomosed à la veine cave inférieure réceptrée.Dans cette nouvelle transplantation cardiaque de souris. L’aorte de distributeur est anastomosed à l’aorte abdominale réceptrice et la veine cave inférieure intrathoracique de distributeur est anastomosed à la veine cave inférieure réceptrice. Maintenant, nous commençons la démonstration expérimentale.Après avoir mis la souris dans la boîte pour l’inhalation d’isoflurane et l’anesthésie, peser la souris. Selon le poids de la souris, pour donner une injection intrapéritonéale de kétamine xylazine acépromacine pour anesthésier la souris. Fixer et désinfecter la souris sur la table d’opération lorsque l’anesthésie a effectué.Coupez la peau du cou au bas-ventre. Coupez les muscles de la paroi abdominale et retirez doucement les viscères vers la gauche. Ensuite, exposez la veine cave inférieure.Injectez 0,4 millilitre de la solution d’héparine lentement dans la veine cave inférieure et attendez une minute avant de retirer l’aiguille. Retirez l’aiguille et coupez à la fois la veine cave inférieure et l’aorte abdominale avec des ciseaux pour accélérer l’exsanguination. Ouvrez la cavité thoracique en effectuant une coupe en forme de U.Exposez complètement le cœur, les poumons et tous les vaisseaux sanguins de la poitrine. Exposer l’aorte thoracique. Couper la moitié de la lumière.Insérez le tube d’irrigation dans l’ouverture de l’aorte thoracique. Couper la veine pulmonaire pour faciliter l’irrigation et le drainage. Injecter au moins deux millimètres de solution HTK à quatre degrés.Le cœur cesse complètement de battre jusqu’à ce que l’écoulement de la veine pulmonaire soit complètement clair. Retirez le tube d’irrigation et détachez le sternum. Retirez le thymus.Dépouillez légèrement la graisse autour de l’arc aortique. Exposez et lilassez le tronc d’arteria pulmonalis avec une suture zéro 10. Séparez le fait et le tissu conjonctif attachés sur la veine cave inférieure intrathoracique Exposez et liguez la veine cave supérieure avec sept sutures nulles et coupez-la derrière la ligature.Faites une suture à sept zéro autour de la base du cœur sous l’arc aortique. Veine cave inférieure et les deux oreillettes, puis ligate les branches de l’artère pulmonaire et les vaisseaux pulmonaires veineux. Transectez l’arc aortique aussi distal que possible, mais assurez-vous d’avoir une lumière claire sans les ouvertures des branches latérales.Les vaisseaux de poumon sous la ligature et la veine cave inférieure intrathoracique près du diaphragme. Maintenant, retirez le cœur de la poitrine. Placer le cœur du donneur explanté dans une solution de HDK froide à 4 degrés et conserver temporairement.Assurez-vous de ne pas prolonger un temps d’ischémie froide de plus de 60 minutes. Maintenant, nous commençons à démontrer le fonctionnement des récepteurs. Les étapes initiales de l’opération sont similaires à celles précédemment montrées pour la souris donneuse, y compris l’anesthésie et la stérilisation.Peau abdominale coupée de manière transversale. Après la dissection intestinale, couvrir les organes abdominaux avec une gaze humide en utilisant une solution saline. Exposez la veine cave inférieure et l’aorte abdominale et libérez-les du tissu adipeux environnant.Si nécessaire, ligatez ou électrocautériser les vaisseaux de branche latérale sous les vaisseaux rénaux. Insérez la première pince micro hémostatique de la droite dans la partie supérieure du cerveau et de l’aorte sous les vaisseaux rénaux. Insérez la deuxième pince micro hémostatique à partir de la droite dans la partie inférieure du cerveau et de l’aorte.Il y a plus d’un centimètre pour l’aorte et l’espace veineux pour l’anastomose entre deux pinces hémostatiques. Faites une incision dans l’aorte, un peu plus près de la pince inférieure que de la pince supérieure. En outre, vous pouvez utiliser une aiguille 30G pour faire un petit trou et l’ouvrir avec des micro ciseaux.Placez le cœur dans la cavité abdominale. L’aorte en vision et la veine cave de l’autre côté et la recouvrir d’un petit tampon de gaze humide. Adaptez et cousez l’aorte donneuse à l’aorte réceptreuse, en commençant caudalement.Faites un nœud et procédez à une suture courante au sommet de cette incision, environ quatre à cinq points de suture. Ensuite, retournez le cœur vers la droite, couvrez-le à nouveau et continuez la suture sur le côté gauche jusqu’à atteindre l’extrémité caudale et nouez-la. Utilisez des micro-ciseaux pour couper un trou rond sur la veine cave inférieure abdominale du receveur, qui devrait avoir la même taille de la lumière intrathoracique de la veine cave inférieure du donneur.L’incision devrait être située crânienne à l’anastomose aortique prévue. Rendre l’incision veineuse plus grande que l’incision aortique. Flush donor' veine cave inférieure intrathoracique de s.Coudre la veine cave inférieure intrathoracique de distributeur à la veine cave réceptrice commençant caudalement. Attachez un nœud et effectuez une suture courante jusqu’à ce que le sommet de l’incision soit atteint. Utilisez cinq points de suture et continuez la suture sur la gauche.Enfin, attachez un nœud dans un coin arrière et serrez soigneusement. Veillez à ne pas tirer trop serré. Posez de petites parties de l’éponge hémostatique autour de la veine et de l’anastomose aortique.Retirez d’abord les pinces micro-hémostatiques inférieures puis supérieures et rincez la cavité abdominale avec du chlorure de sodium chaud à 0,9%. Enlevez l’éponge hémostatique. Observez le rythme cardiaque du cœur transplanté.Si tout est correct, le cœur recommencera à se contracter. Remettez les intestins dans la cavité abdominale et fermez-la avec quatre sutures nulles. Fournir un environnement chaud et riche en oxygène pour que les souris transplantées se rétablissent.Dans nos travaux de recherche précédents, nous avons rendu compte d’une comparaison de 40 cas globaux de veine cave à la veine cave contre 40 cas de l’artère pulmonaire traditionnelle au procédé d’anastomose de veine cave. Le temps d’opération pour l’anastomose de navire dans une veine cave au groupe de veine cave était sensiblement plus court comparé à l’artère pulmonaire conventionnelle au groupe de veine cave. La technique chirurgicale de transplantation cardiaque abdominale hétérotopique chez la souris représente un modèle standard pour la recherche en immunologie de transplantation.Cette technique originale pour la reconstruction de circuit de sang présentée ici facilite la transplantation abdominale de coeur chez la souris. Et cela s’appelle concomitant à une réduction de l’ischémie chaude et du temps de réapparition du cœur greffé, améliorant ainsi le taux de réussite de ce modèle.

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Le modèle de souris transplantation cardiaque hétérotopique a été prouvée par de nombreux chercheurs d'être une méthode importante pour étudier les mécanismes de rejet et de la réponse immunitaire. Cependant, les techniques impliquées sont toujours difficiles. En modifiant les techniques standard, nous avons eu du succès avec plus de 1000 greffes.

Transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris

Le modèle de transplantation cardiaque col de l'utérus de souris est bien adapté pour immunologique ainsi que des études de lésions d'ischémie reperfusion. Nous avons modifié la procédure en utilisant une technique de manchette non-suture et effectué plus de 1.000 transplantations réussies avec cette approche.  Ici, nous fournissons des détails supplémentaires de cette technique pour compléter la vidéo.

Murin col de l&#39;utérus Cœur, la transplantation en utilisant une technique de modification de manchette

Une technique est démontrée pour la procédure microchirurgicale pour la transplantation hétérotopique de cœurs chez la souris, y compris des méthodes simplifiées pour le prélèvement du donneur et l’anastomose des vaisseaux receveurs.

Une méthode modifiée de Heterotopic souris coeur la transplantation

Le manuscrit décrit les étapes nécessaires pour effectuer la transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris.

Murin de transplantation cardiaque hétérotopique Technique

La technique du brassard raccourcit et facilite le modèle de transplantation cardiaque cervicale hétérotopique chez la souris en évitant les anastomoses de suture techniquement difficiles des petits vaisseaux. Les détails techniques présentés dans cet article vidéo devraient permettre aux chercheurs d’établir ce modèle dans leurs laboratoires.

Heterotopic col de l&#39;utérus chez la souris Transplantation cardiaque

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A Novel Microsurgical Modèle pour Heterotopic, en bloc de la paroi thoracique, Thymus, et Transplantation cardiaque chez la souris

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Les modèles de transplantation cardiaque de souris représentent des outils de recherche précieux pour étudier l’immunologie de la transplantation. Le présent protocole détaille la transplantation cardiaque cervicale hétérotopique chez la souris qui implique la mise en place de brassards sur l’artère carotide commune du receveur et le tronc de l’artère pulmonaire du donneur pour permettre le flux sanguin laminaire.

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