Name: Un grand modèle animal pour les lésions rénales aiguës par occlusion bilatérale temporaire de l’artère rénale (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-02-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 2 s
Description: Découvrez un modèle porcin percutané d'ischémie-réperfusion rénale pour étudier la physiopathologie de l'insuffisance rénale aiguë. Cette approche minimalement invasive permet d'évaluer les mécanismes et thérapies potentielles.

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Nous tenons à remercier le Dr Arthur Nedder pour son aide et ses conseils. Ce travail a été soutenu par le Prix de l’innovation du président Richard A. et Susan F. Smith, Michael B. Klein and Family, la Sidman Family Foundation, la Michael B. Rukin Charitable Foundation, le Kenneth C. Griffin Charitable Research Fund et le Boston Investment Council.

Toutes les études in vivo ont été menées conformément aux lignes directrices des National Institutes of Health sur les soins et l’utilisation des animaux et ont été approuvées par le Comité de soins et d’utilisation des animaux du Boston Children’s Hospital (Protocole 18-06-3715). Tous les animaux ont reçu des soins sans cruauté conformément au Guide de soins et d’utilisation des animaux de laboratoire. La figure 1 montre la chronologie, y compris l’anesthésie, la préparation chirurgicale et les points de temps pour les mesures des résultats primaires de cette étude.
1. Induction, anesthésie et intubation
<ol><li>Pour éviter tout stress et inconfort inutiles, sédez les porcs par injection intramusculaire d’un mélange de tiletamine/zolazépam 4-6 mg/kg et de xylazine 1,1-2,2 mg/kg ainsi que d’isoflurane 3% à l’aide d’un masque facial.</li>
	<li>Canule de l’oreille pour obtenir un accès veineux avec une canule IV de 20 G après avoir désinfecté la zone avec de l’éthanol à 95%. Commencer une perfusion d’entretien (NaCl à 0,9 % à 5 mL/kg/h).</li>
	<li>Intuber le porc avec un tube endotrachéal (taille 7 pour les porcs pesant entre 40 et 50 kg) une fois que l’adéquation anesthésique est confirmée. Effectuez une ventilation par ballonnet avec une fréquence de 12 respirations / min et transportez le cochon au bloc opératoire.</li>
	<li>Placez l’animal sur la table d’opération en décubitus dorsal. Commencer immédiatement la ventilation mécanique à pression positive avec FiO2 0,50, 10 mL/kg de volume de marée, et une fréquence de 12 respirations/min sous capnographie continue.</li>
	<li>Placez un oxymètre de pouls sur l’oreille ou la lèvre inférieure pour une surveillance continue.</li>
	<li>Maintenir la normothermie (37 °C) à l’aide d’un tampon chauffé à l’air.</li>
	<li>Pour maintenir l’anesthésie générale, maintenez l’administration d’isoflurane à 0,5-4% par le tube endotrachéal. Tout au long de la procédure, surveillez en permanence l’ECG, la pression artérielle, la température et la capnographie pour mesurer la profondeur de l’anesthésie.</li>
	<li>Insérez un cathéter Foley pour vérifier l’état liquide de l’animal et surveiller la production d’urine en recueillant l’urine dans un sac de drainage. NOTE: Les porcs femelles sont préférés aux mâles en raison des caractéristiques anatomiques de leur urètre, ce qui facilite le cathétérisme.</li>
</ol>2. Préparation chirurgicale et accès vasculaire
<ol><li>Draper l’animal de manière stérile.</li>
	<li>Désinfectez la zone latérale droite du cou en appliquant de la bétadine, puis de l’éthanol à 95% pendant 3 fois.</li>
	<li>Effectuer une réduction pour le cathétérisme de l’artère carotide droite et de la veine jugulaire droite. Rétractez le muscle sternocleidomastoid latéralement et disséquez-le vers le bas à l’artère carotide droite et à la veine jugulaire droite.</li>
	<li>Insérez une gaine d’angiographie 5F dans l’artère et la veine. Fixez-le avec une suture en soie 2-0.</li>
	<li>Insérez une gaine d’angiographie 5F utilisant la technique de Seldinger dans l’artère fémorale gauche.<ol>
<li>Pour effectuer la technique seldinger percer l’artère fémorale à l’aide d’une aiguille creuse. Insérez un fil de guidage à pointe souple à travers la lumière et avancez-le dans l’artère fémorale.</li>
		<li>Maintenez le fil de guidage sécurisé avec la main tout en retirant l’aiguille. Passez la gaine d’angiographie sur le fil de guidage dans l’artère fémorale et retirez le fil de guidage. Utilisez des conseils par ultrasons, si nécessaire.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Induction des dommages rénaux d’ischémie-reperfusion
<ol><li>Administrer 200 UI/kg d’héparine de sodium par voie intraveineuse pour obtenir une anticoagulation systémique (temps de coagulation activé cible (ACT) > 300 s).</li>
	<li>Effectuer une angiographie en injectant un agent de contraste iodé sous fluoroscopie pour identifier les artères rénales. REMARQUE: Pour réduire le risque de néphrotoxicité induite par le contraste, diluez l’agent de contraste iodé dans une solution 1:1 avec une solution saline normale. Tabulez la posologie pour tous les animaux afin d’assurer un dosage équivalent.</li>
	<li>Identifier les artères rénales, avancer manuellement le fil de guidage dans le cathéter de guidage.</li>
	<li>Placer le cathéter de guidage 5F JL4 dans l’artère rénale gauche à travers l’artère carotide droite (Figure 1A).</li>
	<li>Placer le deuxième cathéter de guidage 5F JL4 dans l’artère rénale droite à travers l’artère fémorale gauche(figure 1A).</li>
	<li>Utilisez les fils guides pour diriger un cathéter de dilatation de l’angioplastie transluminale percutanée (PTA) 5F dans chaque artère rénale. NOTE: Il est préférable de positionner le ballon au niveau de l’artère rénale proximale de manière à ce qu’aucune branche ou collatéral de l’artère rénale ne soit laissé patent après l’inflation du ballonnet.</li>
	<li>Placez chaque cathéter à ballonnet en place et connectez une conduite de pression à chaque cathéter.</li>
	<li>Vérifiez la présence de formes d’onde d’impulsion artérielle dans le moniteur de pression pour assurer le positionnement correct du cathéter.</li>
	<li>Gonflez chaque ballon et visez une pression d’environ 2,5 atm à l’intérieur du ballon(figure 1B).</li>
	<li>Pour confirmer l’arrêt du flux sanguin vers les reins, observez l’aplatissement de la forme d’onde de pouls à l’extrémité du cathéter à ballonnet.</li>
	<li>Injecter un produit de contraste iodé (dilution 1:1) et vérifier toute opacification des vaisseaux rénaux. REMARQUE: Il est également possible de remplir le ballon avec un agent de contraste iodé pour la visualisation du ballon gonflé. Cependant, cette méthode n’est pas aussi sensible que l’aplatissement de la forme d’onde d’impulsion pour confirmer l’occlusion des artères rénales.</li>
	<li>Après 60 min d’occlusion, dégonfler soigneusement et retirer les cathéters de ballonnet des artères rénales.</li>
	<li>Effectuer une angiographie (à l’aide d’un produit de contraste dilué 1:1) pour confirmer la perméabilité de l’artère rénale et l’établissement d’une ré-perfusion rénale(figure 1C).</li>
	<li>Retirez la gaine d’angiographie 5F de l’artère fémorale gauche.</li>
	<li>Appliquer une pression ferme sur le site du cathétérisme pendant 30 min.</li>
	<li>Inverser l’effet de l’héparine par l’administration de protamine (3 mg/kg) jusqu’à ce que l’ACT se normalise.</li>
	<li>Pour prélever de l’urine pendant la période postopératoire, fixez un tube au cathéter de Foley avec une suture de soie 2-0 à l’aide d’un point interrompu sur la peau.</li>
	<li>Laissez les gaines d’angiographie dans l’artère carotide droite et la veine jugulaire droite en place et fixez-les avec une suture de soie 2-0 à l’aide d’un point interrompu pour permettre le prélèvement sanguin tout au long de l’étude.</li>
	<li>Fermez l’incision du cou avec une suture de soie 2-0 à l’aide d’un point continu en 2 couches.</li>
	<li>Administrer de la bupivacaïne (3 mg/kg) au site d’incision afin de minimiser la douleur.</li>
	<li>Continuer d’hydrater l’animal avec 0,9 % de NaCl à 5 mL/kg/h pendant un total de 2 h suivant la fin de l’ischémie.</li>
	<li>Placez un timbre de fentanyl (25-50 μg/h) sur le dos de l’animal pour minimiser la douleur postopératoire.</li>
	<li>Administrer une injection intramusculaire de buprénorphine (0,005-0,1 mg/kg) pour minimiser la douleur postopératoire.</li>
	<li>Surveillez l’animal et maintenez-le sur ventilation mécanique jusqu’à ce qu’il se réveiller.</li>
</ol>4. Rétablissement des animaux
<ol><li>Après le réveil, logez l’animal dans une pièce à température contrôlée.</li>
	<li>Continuez à tourner l’animal d’un côté latéral à l’autre jusqu’à ce qu’il retrouve la pleine conscience et la capacité de se damoler.</li>
	<li>Fournir de l’eau et de la nourriture ad libitum.</li>
</ol>5. Évaluation fonctionnelle
<ol><li>Prélever le sang et les échantillons d’urine selon le protocole souhaité. REMARQUE: Dans cette étude, les points de temps suivants ont été désignés : ligne de base (1 h suivant le déclenchement du protocole d’hydratation et avant occlusion des artères rénales), fin de l’ischémie, et ré-perfusion (2 h, 6 h, 24 h).</li>
	<li>Prélever les échantillons de sang artériel et veineux. Conservez-les dans des vacutainers enduits d’héparine de lithium ou d’EDTA pour une analyse ultérieure. REMARQUE: Prélever le sang directement des cathéters de l’artère carotide et de la veine jugulaire.</li>
	<li>Prélever les échantillons d’urine du cathéter de Foley et les entreposer dans des tubes de 15 mL aux fins d’analyse. REMARQUE: Recueillir l’urine du sac de drainage relié au cathéter de Foley.</li>
	<li>Pour déterminer la production d’urine, videz le sac de drainage et collectez l’urine pendant 1 h. REMARQUE: Pour le point de temps de 6 h auquel un sac de drainage n’est pas connecté au cathéter de Foley, fermez le tube connecté au cathéter de Foley pendant 30 min, puis collectez l’urine avec une seringue de 60 mL pour déterminer la sortie d’urine.</li>
</ol>6. Euthanasie
<ol><li>Après la fin de la période de reperfusion, effectuer une anesthésie et surveiller comme décrit ci-dessus.</li>
	<li>Poursuivre l’hydratation avec 0,9 % de NaCl à 5 mL/kg/h.</li>
	<li>Utilisez les cathéters artériels et veineux pour le prélèvement sanguin et le cathéter Foley pour déterminer la production d’urine. Prélever les échantillons finaux de sang et d’urine et calculer le rendement urinaire.</li>
	<li>Effectuer une incision de laparotomie de la ligne médiane de 15 cm à l’aide d’une lame de taille 10 du xiphoïde jusqu’au milieu du bassin.</li>
	<li>Utilisez un rétracteur latéral droit pour rétracter la peau abdominale.</li>
	<li>Disséquer les attachements péritonéaux latéraux du mur abdominal pour exposer le retroperitoneum droit et gauche.</li>
	<li>Identifier et disséquer brutalement les artères rénales et les veines.</li>
	<li>Ligate les artères rénales et les veines avec une suture de soie 2-0 et effectuer des néphrectomies bilatérales pour recueillir des spécimens entiers de tissu pour l’analyse histologique et métabolique.</li>
	<li>Euthanasier l’animal avec la méthode d’euthanasie préférée (p. ex. exsanguination, pentobarbital)</li>
</ol>

<ol><li>Ali Pour, P., Kenney, M. C., Kheradvar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioenergetics+consequences+of+mitochondrial+transplantation+in+cardiomyocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Heart+Association%22%5BJournal%5D)">Bioenergetics consequences of mitochondrial transplantation in cardiomyocytes.</a> Journal of the American Heart Association. 9 (7), 014501(2020).</li>
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<li>Grossini, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Levosimendan+Protection+against+Kidney+Ischemia%2FReperfusion+Injuries+in+Anesthetized+Pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology+and+Experimental+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">Levosimendan Protection against Kidney Ischemia/Reperfusion Injuries in Anesthetized Pigs.</a> Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 342 (2), 376-388 (2012).</li>
<li>Laskey, W. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Volume-to-creatinine+clearance+ratio.+A+pharmacokinetically+based+risk+factor+for+prediction+of+early+creatinine+increase+after+percutaneous+coronary+intervention%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Volume-to-creatinine clearance ratio. A pharmacokinetically based risk factor for prediction of early creatinine increase after percutaneous coronary intervention.</a> Journal of the American College of Cardiology. 50 (7), 584-590 (2007).</li>
</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier concurrent.

L’IRA est un trouble clinique courant affectant jusqu’à 50% des patients adultes hospitalisés dans le monde6,12. Un modèle animal cliniquement pertinent est nécessaire pour étudier plus avant la pathophysiologie de la maladie et des cibles thérapeutiques potentielles. Bien qu’il existe plusieurs modèles murins reproduisant l’IRA, ceux-ci n’imitent pas complètement leurs scénarios cliniques respectifs et l’anatomie du rein humain. Cette étude propose un modèle por...

Les lésions rénales aiguës (IRA) sont une affection couramment diagnostiquée chez les patients chirurgicaux associés à une morbidité et une mortalité significatives1,2. Les données disponibles montrent que l’IRA peut affecter même la moitié de tous les patients hospitalisés dans le monde et conduit à un taux de mortalité de 50% chez les patients de l’unité de soins intensifs1,3. Malgré sa forte prévalence, la thérapie actuelle d’AKI reste limitée aux stratégies préventives, telles que la gestion fluide et la dialyse. Par conséquent, il y a un intérêt continu pour l’exploration des thérapies alternatives pour AKI4,5,6.
L’IRA est typiquement classée en pré-rénale, intrinsèque, et post-rénale basée sur son étiologie4,5,6. La majorité des patients chirurgicaux atteints d’IRA sont associés à des causes pré-rénales dues à une hypovolémie, entraînant une lésion d’ischémie-ré-perfusion (IRI) des reins2. Médicalement, la production d’urine diminue, et les niveaux de créatinine augmentent en raison de la fonction rénale diminuée. Le rein est un organe à taux métabolique élevé et sensible à l’ischémie. Un grand modèle animal hautement reproductible d’IRI rénal est nécessaire pour obtenir une meilleure compréhension de la physiopathologie de l’IRA et de ses approches thérapeutiques potentielles5.
Pour imiter le scénario clinique du hypoperfusion de rein peri-operatively, un modèle d’occlusion bilatérale d’artère rénale est jugé approprié. Les modèles précédemment décrits impliquant une occlusion unilatérale de l’artère rénale avec ou sans résection du rein controlatéral ne fournissent pas une applicabilité clinique suffisante7,8. Bien que ces modèles soient suffisants pour causer l’IRA, ils ne ressemblent pas à des scénarios cliniques réels, ni en termes de type ni de durée de blessure.
Le but de ce document est de présenter un modèle porcin d’occlusion temporaire bilatérale percutanée des artères rénales par l’occlusion de ballon-cathéter sous l’angiographie. L’occlusion bilatérale de l’artère rénale imite le scénario clinique de l’hypoperfusion rénale, suivie du retrait ultérieur du ballonnet pour la ré-perfusion9,10. Les étapes techniques sont décrites, y compris le cathétérisme, le guidage du cathéter, l’angiographie et la surveillance hémodynamique. Cette méthode tient compte non seulement d’une occlusion fortement commandée et réplicable des artères rénales, mais l’approche percutanée minimise l’impact de la réponse inflammatoire en limitant la quantité d’insulte au corps comparée à une approche ouverte.

<table><tbody><tr><td>Chlorure de sodium injectable à 0,9 %, USP, 100 ml récipient en plastique viaflex</td><td>Baxter</td><td>2B1302</td><td>Pour l’hydratation animale</td></tr><tr><td>Agent de contraste 100,0ml média d’injection btl ioversal 74</td><td> %CARDINAL HEALTH</td><td>133311</td><td>Pour visualiser le système vasculaire</td></tr><tr><td>Bard Bardia Système fermé Sac de drainage urinaire</td><td>BARD Inc</td><td>802001</td><td>Pour le prélèvement d’urine</td></tr><tr><td>BD Vacutainer K2 EDTA</td><td>BD</td><td>367841</td><td>Pour le stockage d’échantillons de sang</td></tr><tr><td>BD Vacutainer Héparine</td><td>de lithium BD</td><td>366667</td><td>Pour le stockage d’échantillons de sang</td></tr><tr><td>Bétadine</td><td>Henry Schein</td><td>6906950</td><td>Pour la désinfection de la peau</td></tr><tr><td>Bookwalker retractor</td><td>Codman</td><td></td><td>Pour la rétraction cutanée</td></tr><tr><td>Bupivacaïne 0,25 %</td><td>Hospira</td><td>Administrer au site d’incision</td><td></td> pour l’analgésie</tr><tr><td>Buprénorphine SR</td><td>Zoo Pharm</td><td></td><td>10mg/ml flacon, Dose : 0,2mg/kg SC</td></tr><tr><td>Cath angio 5.0 Fr x100.0 cm 0.038 in JR4</td><td>MERIT MEDICAL SYSTEM INC</td><td>7523-21</td><td>Pour l’identification des artères rénales</td></tr><tr><td>Tube endotrachéal à ballonnet</td><td>Emdamed</td><td></td><td>Pour établir une voie respiratoire sécurisée pendant la durée de l’opération</td></tr><tr><td>ECG Medtronics- Physiocontrol LifePak 20 Moniteur de saturation en oxygène</td><td>GE Healthcare Madison </td><td></td> WI <td>Pour la surveillance de la saturation en oxygène</td></tr><tr><td>Encore 26 gonfleur</td><td>BOSTON SCIENTIFIC 710113</td><td></td><td>Pour gonfler les cathéters à ballonnet</td></tr><tr><td>Éthanol 95 % (alcool éthylique)</td><td>Henry Schein</td><td></td><td>Pour la désinfection de la peau</td></tr><tr><td>Patch de fentanyl</td><td>Mylan</td><td></td><td>Dose : 25-50mcg / hr, TD</td></tr><tr><td>Gold silicone coated Foley</td><td>TELEFLEX MEDICAL INC</td><td></td> 180730160 <td>Pour l’urine collection</td></tr><tr><td>Héparine sodique</td><td>LEO Pharma A/S</td><td></td><td>Dose : 200 UI/kg IV</td></tr><tr><td>Appareil à ultrasons i33</td><td>Phillips</td><td></td><td>Utiliser le guidage échographique pour le cathétrisation fémorale si nécessaire</td></tr><tr><td>Fil guide de diagnostic Inqwire - 0,035 » (0,89 mm) - 260 cm (102 ») - 1,5 mm embout en J</td><td>MERIT MEDICAL SYSTEM INC</td><td>6609-33</td><td>Pour guider les cathéters à ballonnet vers les artères rénales</td></tr><tr><td>Cathéter intraveineux, taille 20 gauge</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>Inc SC-360097</td><td>Pour l’administration de fluides</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Patterson Veterinary Supply, Inc.</td><td>21283620</td><td>Dose : 3 %, INH</td></tr><tr><td>Metzenbaum blunt incurvé 14,5 cm - 5(3/4)"</td><td>Rudolf Medical</td><td>RU-1311-14M</td><td>Pour la dissection et la coupe des tissus</td></tr><tr><td>Kit de transducteur jetable néonatal avec dispositif de rinçage 30ml/h et robinets d’arrêt doubles à 4 voies pour une surveillance continue</td><td>Argon Medical</td><td>041588505A</td><td>Pour la mesure de pression</td></tr><tr><td>Cathéter de dilatation Powerflex pro PTA 6 x 20 mm - longueur de la tige (135cm)</td><td>CARDINAL HEALTH</td><td>4400602X</td><td>Pour l’occlusion des artères rénales Lignes de surveillance de la</td></tr><tr><td>pression mll/mll - 12" clair, mll/mll</td><td>Smiths Medical</td><td>B1571/MX571</td><td>Pour la mesure de la pression</td></tr><tr><td>Pack de procédure</td><td>Molnlycke Health Care</td><td>97027809</td><td>Champ chirurgical, compresses de gaze, seringues, bécher, etc</td></tr>. <tr><td>Protamine</td><td>Henry Schein</td><td>1044148</td><td>Pour l’inversion de l’héparine</td></tr><tr><td>Lame de scalpel - taille #10</td><td>Cardinal Health (Allegiance)</td><td>32295-010</td><td>Pour les incisions cutanées</td></tr><tr><td>Stopcock iv 4 way lrg bore rotg male ll adptr strl</td><td>Peoplesoft</td><td>1550</td><td>Pour connecter les tubes</td></tr><tr><td>Écarteur latéral droit</td><td>Codman</td><td></td><td>Pour la rétraction de la peau</td></tr><tr><td>Suture perma hnd 18in 2-0 tresse soie blk</td><td>CARDINAL HEALTH 1</td><td>A185H</td><td>Pour suturer le site d’incision et la sécurisation cathéters</td></tr><tr><td>Seringue injection de contraste 10ml fixe mâle luer rouge</td><td>MERIT MEDICAL SYSTEM INC</td><td>MSS111-R</td><td>Pour administrer l’agent de contraste</td></tr><tr><td>Seringue médicale 60ml ll plst strl ltx free disp</td><td>CARDINAL HEALTH 1</td><td>BF309653</td><td>Pour le prélèvement d’urine et le rinçage de l’angiocath</td></tr><tr><td>Tilzolan (tilétamine/zolazépam)</td><td>Patterson Veterinary Supply, Inc.</td><td>07-893-1467</td><td>Dose : 4-6 mg/kg, IM</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Putney, INC</td><td></td><td>Dose : 1,1-2,2 mg/kg, IM</td></tr></tbody></table>

un grand modèle animal pour les lésions rénales aiguës par occlusion bilatérale temporaire de l’artère rénale

A Large Animal Model for Acute Kidney Injury by Temporary Bilateral Renal Artery Occlusion

Les lésions rénales aiguës (IRA) sont associées à un risque plus élevé de morbidité et de mortalité postopératoires. Les dommages d’ischémie-ré-perfusion (IRI) sont la cause la plus commune d’AKI. Pour imiter ce scénario clinique, cette étude présente un grand modèle animal hautement reproductible d’IRI rénal chez les porcs utilisant l’occlusion bilatérale percutanée temporaire de ballon-cathéter des artères rénales. Les artères rénales sont occlues pendant la minute 60 en introduisant les ballon-cathéters par l’artère fémorale et carotide et en les avançant dans la partie proximale des artères. Le contraste iodé est injecté dans l’aorte pour évaluer toute opacification des vaisseaux rénaux et confirmer le succès de l’occlusion artérielle. Ceci est encore confirmé par l’aplatissement de la forme d’onde d’impulsion à l’extrémité des cathéters de ballonnet. Les ballonnets sont dégonflés et enlevés après la minute 60 de l’occlusion bilatérale d’artère rénale, et on permet aux animaux pour récupérer pendant 24 h. À la fin de l’étude, la créatinine plasmatique et l’azote uréique dans le sang augmentent considérablement, tandis que le DFGe et la production d’urine diminuent considérablement. Le besoin de contraste iodé est minime et n’affecte pas la fonction rénale. L’occlusion bilatérale d’artère rénale imite mieux le scénario clinique du hypoperfusion rénal perioperative, et l’approche percutanée réduit au minimum l’impact de la réponse inflammatoire et du risque d’infection vus avec une approche ouverte, telle qu’une laparotomie. La capacité de créer et de reproduire ce modèle porcin cliniquement pertinent facilite l’application clinique aux humains.

Analyse fonctionnelle Les résultats représentatifs de cette étude proviennent de 6 animaux et les données présentées sont moyennes ±'erreur type de la moyenne. La fonction rénale est évaluée en déterminant la production d’urine, le taux de filtration glomérulaire estimé (DFGe), la créatine de plasma, et l’azote d’urée de sang (BUN). Les biomarqueurs de la fonction rénale sont évalués à l’aide d’un analyseur chimique portable. Le DFGe est calculé selon la formule suivante : DFGe = 1,879 × p.c.1,09...

Cette étude présente un grand modèle animal fortement reproductible des dommages rénaux d’ischémie-ré-perfusion dans les porcs utilisant l’occlusion bilatérale percutanée provisoire de ballon-cathéter des artères rénales pendant la minute 60 et la ré-perfusion pendant 24 h.

Un grand modèle animal pour les lésions rénales aiguës par occlusion bilatérale temporaire de l’artère rénale

Acute kidney injury (AKI) is associated with higher risk for morbidity and mortality post-operatively. Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the most ...

Cette étude décrit un grand modèle animal reproductible des dommages rénaux de ré-perfusion d’ischémie, qui peuvent être utilisés pour étudier la pathophysiologie des dommages rénaux aigus, et pour explorer des modalités thérapeutiques potentielles. Cette méthode est hautement reproductible et minimise l’impact de la réponse inflammatoire en limitant la quantité d’insultes au corps par rapport à une approche ouverte. Ce modèle préclinique imite des scénarios cliniques, tels que la transplantation rénale, l’hypoperfusion rénale suivant le choc cardiogénique, les procédures de transcatheter ayant pour résultat l’ischémie rénale, et les procédures cardio-vasculaires avec des temps cardio-circulatoires prolongés d’arrêt.Pour commencer, désinfectez la zone latérale droite du cou en appliquant de la bétadine, puis de l’éthanol à 95% trois fois. Draper l’animal de manière stérile. Effectuer une réduction pour le cathétérisme de l’artère carotide droite et de la veine jugulaire droite.Rétractez le muscle sternocleidomastoid latéralement, et disséquez-le vers le bas à l’artère carotide droite et à la veine jugulaire droite. Insérez une gaine d’angiographie 5F dans l’artère et la veine. Fixez-le avec une suture en soie 2-0.Insérez une gaine d’angiographie 5F utilisant la technique de Seldinger dans l’artère fémorale gauche en perforant l’artère avec une aiguille creuse. Insérez un fil de guidage à pointe molle à travers la lumière et avancez-le dans l’artère fémorale. Maintenez le fil de guidage bien rangé d’une main tout en retirant l’aiguille.Passez la gaine d’angiographie sur le fil de guidage dans l’artère fémorale et retirez le fil de guidage en utilisant le guidage par ultrasons si nécessaire. Administrer par voie intraveineuse 200 UI par kilogramme d’héparine de sodium pour obtenir une anticoagulation systémique. Pour effectuer une angiographie, injecter un agent de contraste iodé sous fluoroscopie pour identifier les artères rénales.Identifiez les artères rénales et avancez manuellement le fil de guidage dans le cathéter de guidage. Placez le cathéter de guidage 5F JL4 dans l’artère rénale gauche par l’artère carotide droite. Placez le deuxième cathéter de guidage 5F JL4 dans l’artère rénale droite par l’artère fémorale gauche.Utilisez les fils guides pour diriger une angioplastie transluminale percutanée 5F, ou un cathéter de dilatation PTA, dans chaque artère rénale. Placez chaque cathéter à ballonnet en place et raccordez une conduite de pression à chaque cathéter. Vérifiez la présence de formes d’ondes de pouls artérielles dans le moniteur de pression pour assurer le positionnement correct du cathéter.Gonflez chaque ballon et visez une pression d’environ 2,5 pression atmosphérique à l’intérieur du ballon. Pour confirmer l’arrêt du flux sanguin vers les reins, observez l’aplatissement de la forme d’onde du pouls à l’extrémité du cathéter à ballonnet. Injecter un produit de contraste iodé dans une dilution 1:1 avec une solution saline et vérifier toute opacification des vaisseaux rénaux.Après 60 minutes d’occlusion, dégonfler soigneusement et retirer les cathéters à ballonnet des artères rénales. Effectuer une angiographie à l’aide d’un opacénique dilué 1:1 pour confirmer la perméabilité de l’artère rénale et l’établissement de la ré-perfusion rénale. Retirez la gaine d’angiographie 5F de l’artère fémorale gauche.Appliquer de la pression sur le site du cathétérisme pendant 30 minutes. Inverser l’effet de l’héparine par l’administration de trois milligrammes par kilogramme de protamine jusqu’à la normalisation du temps de coagulation actif. Pour prélever de l’urine pendant la période postopératoire, fixez un tube au cathéter de Foley avec une suture de soie 2-0 à l’aide d’un point interrompu sur la peau.Pour le prélèvement sanguin, laissez les gaines d’angiographie dans l’artère carotide droite et la veine jugulaire droite en place, et fixez-les avec une suture de soie 2-0. administrer trois milligrammes par kilogramme de bupivacaïne au site d’incision pour minimiser la douleur. Continuer d’hydrater l’animal avec 0,9 chlorure de sodium pendant un total de deux heures après la fin de l’ischémie.Fermez l’incision du cou avec une suture de soie 2-0 à l’aide d’un point interrompu en deux couches. Placez un timbre de fentanyl de 25 à 50 microgrammes par heure sur le dos de l’animal pour minimiser la douleur postopératoire, et surveillez l’animal sous ventilation mécanique jusqu’à ce qu’il se réveille. Prélever les échantillons finaux de sang et d’urine et calculer le rendement urinaire.Effectuer une incision de laparotomie médiane à l’aide d’une lame de taille 10 du xiphoïde jusqu’au milieu du bassin. Utilisez un rétracteur latéral droit pour rétracter la peau abdominale. Disséquer les attachements péritonéaux latéraux du mur abdominal pour exposer le retroperitoneum droit et gauche.Identifier et disséquer brutalement les artères rénales et les veines. Ligate les artères rénales et les veines avec une suture de soie 2-0 et exécutez des néphrectomies bilatérales pour recueillir des spécimens de tissu entier pour l’analyse histologique et métabolique. La fonction rénale a été évaluée en déterminant le rendement d’urine, l’eGFR, la créatine de plasma, et le BUN.Après 60 minutes d’occlusion bilatérale d’artère rénale, le rendement d’urine a été sensiblement diminué et est resté de cette façon à six et 24 heures suivant la ré-perfusion. De même, on a observé une diminution significative de l’eGFR, qui a chuté de la ligne de base par rapport à la fin de l’ischémie à deux heures, six heures, et 24 heures de ré-perfusion. La créatinine de plasma a été sensiblement augmentée à deux, six, et 24 heures de ré-perfusion comparée à la ligne de base.BUN a été augmenté par rapport à la ligne de base à six et 24 heures de ré-perfusion. Des secteurs nécrotiques et hémorragiques évidents ont été inégalement distribués dans les deux reins à la fin des 60 minutes de l’ischémie rénale bilatérale et des 24 heures de la ré-perfusion. Masson' la souillure trichrome de s a indiqué la nécrose coagulative confluente, qui a été située aux tubules proximaux du cortex rénal.Des sections encastrées dans le plastique ont également été évaluées. Tous masson' des glissières trichromes de s ont été évaluées pour la nécrose de cellules, la perte de bordure de brosse, la formation de fonte, et la dilatation de tubule. La nécrose tubulaire aiguë, ou marquant d’ATN, a montré des dommages significatifs au cortex rénal et à la médulle.Lors de l’exécution de ce protocole, vérifiez le positionnement des sites de ballon sur la proximité de RC, et occluez totalement l’écoulement vers le rein. Assurez-vous qu’il ne se pante pas dans cette eau. Après ce procédé, des sondes endovascular d’écoulement de cathéter peuvent être insérées dans les artères rénales pour évaluer le flux sanguin rénal, ou des biopsies rénales peuvent être exécutées pour évaluer des dommages rénaux de tissu.

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L&#39;utilisation d&#39;un système de suspension de poids pour les Occlusion de l&#39;artère rénale isolée

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