Name: Imagerie par cellules vivantes de l’activité transcriptionnelle lors de ruptures double brin d’ADN (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-09-20T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 7 s
Description: Découvrez l'imagerie en cellules vivantes pour observer la transcription à l'échelle moléculaire unique lors des ruptures double brin d'ADN dans des lignées cellulaires humaines. Cette méthode révèle la dynamique temporelle des réponses cellulaires au dommage génétique.

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Nous remercions RH Singer, J.A. Chao, T. Misteli, M. Carmo-Fonseca pour les dons de plasmides et de réactifs. Nous sommes également redevables au personnel de l’installation de bioimagerie iMM, A. Temudo, A. Nascimento et J. Rino, pour la lecture critique du manuscrit. Ce travail a été financé par PTDC/MED-OUT/32271/2017, PTDC/BIA-MOL/30438/2017 et PTDC/MED-OUT/4301/2020 de Fundação para a Ciência e a Tecnologia (FCT), Portugal et par LISBOA-01-0145-FEDER-007391, projet cofinancé par FEDER à travers POR Lisboa, Portugal 2020-Programa Operacional Regional de Lisboa, et FCT. Un financement a également été reçu du programme de recherche et d’innovation Horizon 2020 de l’UE (RiboMed 857119). M.A. est le récipiendaire de la bourse de doctorat FCT 2020.05899.BD.

1. Préparation et transfection de cellules pour la microscopie à cellules vivantes
<ol><li>Préparer une fiole de culture cellulaire de 25 cm2 de la lignée cellulaire rapporteure (EX2, EX2-AS ou PROM) avec 5 mL de DMEM pour obtenir une confluence de 80 à 90 % la veille de l’expérience de microscopie à cellules vivantes.</li>
	<li>Aspirer le milieu avec une pipette de la fiole de culture cellulaire de 25 cm2 et laver les cellules avec 2,5 mL de 1x PBS.</li>
	<li>Ajouter 1 mL de trypsine-EDTA (0,05%) et incuber à 37 °C pendant 2-3 min pour le détachement cellulaire.</li>
	<li>Après le détachement cellulaire, ajouter 4 mL de DMEM sans rouge phénol contenant un tampon HEPES, complété par 10 % (v/v) de sérum fœtal bovin dépouillé de charbon de bois, et remettre doucement les cellules en suspension.</li>
	<li>Plaquer 1 mL de la solution cellulaire dans un plat rond de 35 mm avec puits à fond de verre de 10 mm (diamètre n° 1.5) et homogénéiser. Conservez le plat rond de 35 mm dans un plat de culture cellulaire standard de 100 mm et incurez-le à 37 °C dans une atmosphère humidifiée avec 5 % de CO2.</li>
	<li>~6 h après l’ensemencement, transfecter les cellules dans la boîte à fond en verre. Pour chaque mélange de transfection, préparer deux solutions de la manière suivante:<ol>
<li>Dans un tube de microcentrifugation de 1,5 mL, préparer la solution A contenant 150 μL de milieu essentiel minimal (MEM) à sérum réduit, d’ADN plasmidique (tel que décrit dans le tableau 1) et 2,5 μg/μL d’ADN de réactif auxiliaire de transfection (voir tableau des matériaux).</li>
		<li>En parallèle, préparer la solution B, contenant 150 μL de MEM à sérum réduit et 1,5 μg/μL d’ADN d’un réactif de transfection à base de lipides (voir tableau des matériaux).</li>
		<li>Incuber les deux solutions à température ambiante (RT) pendant 5 min. Ensuite, ajoutez doucement la solution A à la solution B et incubez 20 min à TA.</li>
		<li>Pour transfecter les cellules, ajouter 300 μL de solution A+ B goutte à goutte à chaque plat et répartir doucement. Conservez le plat à fond en verre dans un plat de culture cellulaire standard de 100 mm et incurez-le à 37 °C dans une atmosphère humidifiée avec 5% de CO2.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparer un tube de microcentrifugation de 1,5 mL avec 200 μL de DMEM avec HEPES, sans rouge phénolique complété par 10 % (v/v) de sérum fœtal bovin dépouillé au charbon de bois et ajouter l’AT à une concentration de 7,5 x 10-7 M.</li>
</ol>2. Configuration expérimentale
<ol><li>Réglez la température de la grande chambre d’incubation du microscope en plexiglas et de la chambre d’incubation de l’étage supérieur à 37 °C à l’unité de commande commune. Réglez les conditions environnementales à l’intérieur de la chambre d’incubation de la scène à 5% de CO2 et 100% d’humidité. REMARQUE: La température de la cage du microscope et de l’incubateur de scène doit être réglée au moins 1 h avant le début de l’expérience pour permettre le chauffage de l’ensemble du système afin de minimiser les fluctuations de température. Démarrez toutes les autres unités de contrôle et d’exploitation du microscope en même temps.</li>
	<li>Induire la transcription des gènes rapporteurs en ajoutant de la doxycycline (0,5 μg/mL) au milieu de croissance et mélanger doucement en pipetant de haut en bas avec une micropipette de 200 μL ~1 h avant de commencer l’observation microscopique. REMARQUE: Gardez le plat à fond de verre avec les cellules transfectées à l’intérieur d’un plat de culture cellulaire standard de 100 mm pour une manipulation et un transport faciles de la culture cellulaire à la salle de microscope dans un récipient en polystyrène pour maintenir la température aussi stable que possible.</li>
	<li>Transportez les cellules au microscope au moins 30 minutes avant de commencer l’observation et, à l’arrivée, placez la parabole de 100 mm avec les cellules immédiatement à l’intérieur de la chambre d’incubation du grand microscope préchauffé.</li>
	<li>Placez le tube de microcentrifugation avec l’AT pré-dilué de l’étape 1.7. à l’intérieur de la grande chambre environnementale du microscope pour se réchauffer jusqu’à 37 °C.</li>
	<li>Remplacez le couvercle du plat inférieur en verre semblable à celui préparé précédemment par un trou de 3 mm de diamètre percé dans le couvercle (Figure 2A). REMARQUE: Le TA sera ajouté plus tard aux cellules à travers le petit trou dans le couvercle sans manipuler la parabole montée sur la scène du microscope.</li>
	<li>Sélectionnez l’objectif d’immersion dans l’huile 100x (objectif apochromatique, ouverture numérique 1,4) dans le panneau de commande du microscope. Appliquez une goutte d’huile d’immersion sur l’objectif.<ol>
<li>Placez la cuve à fond de verre avec les cellules à l’intérieur de la chambre d’incubation de l’étage du microscope et verrouillez-la en place. Fermez le couvercle de l’incubateur de scène et toutes les portes du boîtier du microscope.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Démarrez le logiciel d’utilisation et de contrôle du microscope, ouvrez la fenêtre Contrôle de la mise au point (Figure 2B), cliquez sur le volet Portée et, dans le volet Sélection des émissions , cliquez sur la case 100 % œil pour définir la trajectoire du faisceau oculaire pour une observation directe de l’échantillon à l’œil.<ol>
<li>Dans le menu Jeu de filtres , basculez sur Ensemble de filtres oculaires, cliquez sur Brightfield, puis appuyez sur le bouton Ouvrir Brightfield .</li>
	</ol>
</li>
	<li>Déplacez l’objectif du microscope vers le plat inférieur en verre jusqu’à ce que l’huile touche le verre. Ensuite, regardez à travers les oculaires et concentrez-vous manuellement sur le plan des cellules. Désactivez le bouton Ouvrir brightfield .</li>
	<li>Laissez les cellules pendant 30 minutes avant de commencer les observations expérimentales pour s’adapter aux conditions environnementales et éviter la dérive focale pendant l’imagerie par gradients de température.</li>
	<li>Placez une micropipette de 200 μL et des embouts filtrants de 200 μL prêts à l’emploi à part à température ambiante.</li>
</ol>3. Acquisition d’images
<ol><li>Dans la fenêtre Contrôle de la mise au point du logiciel de contrôle du microscope, réglez l’intensité du laser sur 5 % et entrez une valeur de 50 ms pour le temps d’exposition (Figure 2B).</li>
	<li>Ouvrez la fenêtre Capture pour ajuster les paramètres permettant d’effectuer une acquisition d’image automatisée de time-lapses tridimensionnels (3D) (Figure 2C).</li>
	<li>Sélectionnez le type d’acquisition de capture 3D et définissez 12 à 16 tranches optiques séparées par 0,4 μm, cochez les cases Plage autour du courant et Retour à la position actuelle après la capture.</li>
	<li>Dans le volet Capture Timelapse , entrez une valeur de 120 pour le nombre de points temporels et de 30 s pour l’intervalle.</li>
	<li>Sélectionnez le jeu de filtres confocaux en fonction des étiquettes de protéines fluorescentes transfectées avec λ = 488 nm pour GFP, λ = 561 nm pour TagRFPt et λ = 640 nm pour iRFP713 et réglez le temps d’exposition pour chaque canal à 50 ms.</li>
	<li>Utilisez le paramètre Courant pour la puissance laser pour utiliser la valeur de 5 % sélectionnée dans la fenêtre De mise au point (Figure 2C).</li>
	<li>Dans la fenêtre Contrôle de la mise au point , accédez au volet Appareil photo , sélectionnez le contrôle d’affichage de l’image à l’échelle et choisissez le bouton Manuel pour configurer une plage fixe d’intensités d’image à afficher. Entrez les valeurs Low: 500 et High: 5000 (voir Figure 2B). REMARQUE : ce paramètre limite la plage dynamique de la capture de la caméra affichée dans la vue en direct pour sélectionner des cellules dans la même plage d’intensités de fluorescence (Figure 2D).</li>
	<li>Sélectionnez les cellules pour l’imagerie time-lapse 3D des sites de transcription lors de l’induction d’un DSB. Filtrez les cellules et sélectionnez trois champs de vision en fonction des conditions décrites dans la discussion.</li>
	<li>Focalisez chaque cellule sélectionnée précédemment située au centre du champ de vision avec le site de transcription dans le plan central de la pile Z. REMARQUE: Le centrage de la cellule et du site de transcription dans XYZ permet un certain mouvement de la cellule.</li>
	<li>Marquez chaque position XYZ dans le volet XY de la fenêtre Contrôle du focus en cliquant sur Point de consigne. REMARQUE: Revoyez les positions sélectionnées 2 à 3 fois au cours des 5 minutes suivantes pour confirmer la transcription continue des gènes rapporteurs et la stabilité positionnelle relative des positions des cellules dans les dimensions XYZ.</li>
	<li>Ajouter 200 μL de l’AT pré-dilué de l’étape 1.7. aux cellules, comme illustré à la figure 2F. REMARQUE: Prenez un soin extrême à ne pas toucher le plat à fond de verre ou le couvercle lors de l’ajout du TA pour éviter tout décalage par rapport aux positions XY marquées. Après l’induction DSB, vérifiez que les cellules sont centrées dans le champ de vision et que le site de transcription se trouve au centre du plan Z. La mise au point et la mise à jour de la position ne devraient pas prendre plus de 1 à 2 minutes.</li>
	<li>Démarrez l’imagerie de séries chronologiques 3D en cliquant sur Démarrer dans la fenêtre Capture .</li>
	<li>Enregistrez les données d’imagerie dans le format de données du logiciel de contrôle du microscope sur le disque dur de l’ordinateur de contrôle du microscope.</li>
</ol>4. Analyse des données
<ol><li>Ouvrez les données d’imagerie dans le logiciel de contrôle du microscope et exportez-les sous forme de fichiers au format TIFF 16 bits.</li>
	<li>Ouvrez les fichiers exportés avec le logiciel StaQtool21 . Sélectionnez le mode Single Spot 3D et chargez les fichiers image en appuyant sur OK. REMARQUE : La série chronologique sélectionnée s’ouvre dans la visionneuse Timelapse de projection maximale, montrant une projection d’intensité maximale de la pile z du premier point temporel (Figure 3A).</li>
	<li>Réglez l’affichage de l’intensité de l’image avec le curseur MAX vertical sur le côté gauche.</li>
	<li>Sélectionnez le point temporel à analyser à l’aide du curseur Horizontal Timepoint .</li>
	<li>Placez le curseur sur la position du site de transcription étiqueté pour marquer manuellement ou utilisez la fonction détection automatique et appuyez sur le site de transcription respectif si plusieurs objets ont été détectés.</li>
	<li>Utilisez la fonction Suivi automatique pour déterminer les positions XYZ du site de transcription au fil du temps. REMARQUE: Si une position donnée n’a pas été suivie correctement, sélectionnez le site de transcription manuellement conformément au manuel du logiciel StaQtool.</li>
	<li>Appuyez sur le bouton Auto pour effectuer le réglage de Gauss pour chaque point temporel et mesurer l’intensité totale de fluorescence (TFI). REMARQUE : Si l’activité transcriptionnelle cesse, l’outil de suivi reste à la dernière position où un objet à diffraction limitée (un site de transcription étiqueté) a été détecté. Si la cellule se déplace dans la direction XY après la disparition de l’étiquette du site de transcription, un repositionnement manuel du carré de recherche est nécessaire.</li>
	<li>Après avoir terminé le réglage de la valeur TFI pour chaque point temporel, appuyez sur le bouton Terminer le timelapse pour fermer le fichier image de série chronologique actuel et passer au fichier suivant. Remarque : Les valeurs TFI sont automatiquement exportées et enregistrées dans un fichier Excel.</li>
</ol>5. Mesures et analyses d’étalonnage par microscopie
<ol><li>Ensemencez les cellules dans des plats à fond de verre de 35 mm et transférez avec les protéines MS2 et PP7 marquées par fluorescence, comme décrit à la section 1. REMARQUE: Pour les mesures d’étalonnage, utilisez les mêmes lignées cellulaires de gène rapporteur décrites dans l’introduction.</li>
	<li>Ajouter 0,5 μg/mL de doxycycline au milieu de croissance des cellules 1 h avant de commencer l’acquisition de l’image microscopique.</li>
	<li>Montez la cuve en verre à l’intérieur de la chambre d’incubation de l’étage du microscope et préparez l’acquisition de l’image comme précédemment (voir la section 2). REMARQUE: Le couvercle d’origine du plat inférieur en verre n’est pas remplacé pour les expériences d’étalonnage.</li>
	<li>Utilisez les mêmes paramètres d’intensité et d’exposition laser que ceux décrits au point 3.1.</li>
	<li>Définissez les paramètres de capture pour les séries chronologiques 2D (désélectionnez l’option 3D dans le volet Type de capture ) et définissez 120 points temporels à des intervalles de 500 ms dans le panneau Capture timelapse (Figure 2C). REMARQUE: Ce paramètre d’acquisition d’image entraînera des séries chronologiques dans un seul plan optique à des intervalles très courts.</li>
	<li>Acquérez des dizaines de séries chronologiques d’étalonnage à partir de plusieurs positions pour générer des ensembles de données permettant de compter plusieurs centaines de transcriptions uniques de mesures TFI.</li>
	<li>Pour l’analyse de la série chronologique d’étalonnage, convertissez les fichiers en fichiers au format TIFF 16 bits conformément au point 4.1.</li>
	<li>Ouvrez les fichiers exportés avec le logiciel StaQtool21 (Figure 3). Appuyez sur le bouton Sélectionner le fichier LOG , choisissez le fichier journal de la série chronologique 2D respective acquise comme décrit au point 4.2.</li>
	<li>Cochez la case Multiple Spots 2D et appuyez sur le bouton GO pour charger la série chronologique dans le logiciel d’analyse.</li>
	<li>Dans la fenêtre de la visionneuse Timelapse (Figure 3A), dans le PSF FWHM, le champ de saisie insère la valeur calculée pour le système de microscope et l’objectif comme décrit21.</li>
	<li>Pour démarrer le processus d’analyse, appuyez sur le bouton Détection automatique pour détecter tous les objets à diffraction limitée pour le point de temps actuel affiché. Ensuite, cliquez sur AutoFit pour effectuer le raccord gaussien afin de déterminer la valeur TFI pour chaque objet (Figure 3A).</li>
	<li>Vous pouvez également pointer le curseur sur un objet à diffraction limitée et cliquer pour le sélectionner (un cercle vert dans un carré blanc apparaît), puis appuyez sur le bouton Ajustement gaussien pour la sélection manuelle et la procédure de montage Gauss. REMARQUE : Le dernier mode est recommandé pour exclure les objets non comptés, tels que les sites de transcription lumineux avec plusieurs transcriptions naissantes présentes dans le même noyau.</li>
	<li>Appuyez sur le bouton Terminer le timelapse pour terminer l’étape précédente. Remarque : Les résultats sont automatiquement enregistrés dans un format de fichier Microsoft Excel dans le même dossier que le fichier image.</li>
	<li>Démarrez le module Distributions TFI et W pour plusieurs endroits en appuyant sur le bouton correspondant (Figure 3B).</li>
	<li>Chargez des fichiers Excel via le bouton Ajouter un fichier et démarrez l’analyse TFI en appuyant sur le bouton Aller. REMARQUE: La sortie est la valeur TFI moyenne déterminée à partir de plusieurs TFI à transcriptions uniques mesurées.</li>
	<li>Commencez l’analyse W en insérant le PSF FWHM précédemment utilisé au point 5.10. et appuyez sur le bouton Aller en utilisant la valeur par défaut de la Corbeille. REMARQUE: Le paramètre W est le contrôle de la qualité pour les mesures TFI à transcription unique afin de se conformer à la valeur PSF FWHM correcte pour le système de microscope utilisé.</li>
</ol>6. Fusion des données et de l’étalonnage
<ol><li>Entrez les valeurs TFI de la série chronologique obtenues à partir de la feuille Excel enregistrée au point 4.8. dans une nouvelle feuille Excel et diviser chaque valeur de point temporel par le TFI moyen pour les relevés de notes uniques obtenus au point 5.15. REMARQUE : Pour normaliser ce processus, des formulaires de modèle Excel préparés sur mesure ont été utilisés.</li>
</ol>

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<li>Boulant, S., Kural, C., Zeeh, J. C., Ubelmann, F., Kirchhausen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Actin+dynamics+counteract+membrane+tension+during+clathrin-mediated+endocytosis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Actin dynamics counteract membrane tension during clathrin-mediated endocytosis.</a> Nature Cell Biology. 13 (9), 1124-1131 (2011).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Les conflits entre les processus biologiques essentiels tels que la réplication, la transcription, les dommages à l’ADN et la réparation de l’ADN ont été identifiés comme une source critique d’instabilité du génome22. Ces études ont également conduit à la découverte de la transcription sur les sites de dommages à l’ADN et ont attribué un rôle fonctionnel aux transcriptions induites par la rupture dans la régulation des processus de réparation des dommages à l’ADN23. Les nouveaux outils et le protocole décrits ici permettent d’approfondir la dynamique de transcription de l’ARN Pol II dans les DSB. Un point critique de ce protocole est la génération de lignées cellulaires qui contiennent une seule copie du gène rapporteur intégré dans le génome. Cette caractéristique clé élimine le bruit créé par la transcription de plusieurs gènes rapporteurs intégrés à plusieurs copies dans un seul locus génomique et permet la collecte de paramètres cinétiques de la dynamique de transcription et de transcriptions d’ARN individuelles. Une exigence technique cruciale pour observer la transcription des intégrations de gènes rapporteurs uniques est la disponibilité d’un système de microscope qui permet la détection de transcriptions d’ARN uniques marquées avec le système MS2 ou PP7 dans des cellules vivantes4,12. Ici, la microscopie à cellules vivantes est réalisée sur un système confocal Spinning Disk monté sur un microscope inversé, équipé de lasers à semi-conducteurs de 100 mW couplés à un filtre accordable acoustique-optique comme décrit ailleurs24. De plus, pour étudier la transcription à un seul DSB à l’aide des rapporteurs, les cellules individuelles doivent être surveillées attentivement pour atteindre la résolution temporelle la plus élevée, ce qui nécessite des cellules d’imagerie pendant plusieurs heures, ce qui en fait un test à faible débit. Pourtant, nous observons plusieurs cellules en parallèle avec le positionnement contrôlé par un étage de microscope piézo-piloté. Afin d’assurer des conditions environnementales optimales pour l’observation des cellules vivantes pendant des heures, le corps du microscope, y compris l’étage de l’échantillon, est placé à l’intérieur d’une chambre environnementale en plexiglas. De plus, une chambre d’incubation à étage fermé est montée sur l’étage du microscope et connectée à des contrôleurs d’alimentation en CO2 et en humidité.
La première étape critique du protocole est la sélection des régions d’intérêt avec des cellules pour l’imagerie. Chaque position XY marquée pour l’imagerie doit contenir une ou plusieurs cellules montrant une transfection avec les protéines fluorescentes de liaison de la boucle souche de l’ARN selon le gène rapporteur et le schéma de transfection décrits à la section 1, tableau 1, ainsi qu’à la figure 2D, E. De plus, les cellules doivent présenter des sites de transcription marqués brillants qui doivent être co-transfectés avec la construction I-SceI-GR-iRFP713, et la protéine doit être localisée initialement dans le cytoplasme (Figure 2D et E).
Les cellules doivent présenter un niveau d’intensité de fluorescence de protéine MS2 et/ou PP7 non liée marquée par fluorescence suffisamment faible pour détecter les transcriptions marquées unique sur le niveau de fluorescence de fond. Dans le même temps, un niveau d’intensité de fluorescence robuste des protéines MS2 et/ou PP7 marquées par fluorescence est nécessaire pour permettre l’imagerie pendant au moins 60 minutes sans perdre trop de fluorescence en raison d’un certain blanchiment qui se produit. L'« affichage d’image à l’échelle » avec une plage fixe comme décrit à la section 3.7 est utilisé pour permettre une sélection standardisée des cellules en fonction de leur niveau d’intensité de fluorescence.
Une deuxième étape critique du protocole consiste à ajouter l’AT aux cellules sur des positions XY prédéterminées à travers le petit trou dans le couvercle de la boîte inférieure en verre. Toute manipulation de la boîte de fond en verre entraînerait un déplacement de la position XY marquée des cellules et doit être évitée. Par conséquent, la manipulation prudente de la micropipette tout en ajoutant l’AT dilué dans le milieu de croissance cellulaire est vitale pour l’observation réussie des cellules présélectionnées, comme le montre la figure 2F. L’adaptation de différents systèmes pour ajouter des médicaments aux cellules montées sur une scène de microscope, comme un système de perfusion, nécessiterait une chambre d’incubation séparée avec des ouvertures d’entrée et de sortie du tube et une pompe ou un système d’injection pour administrer les médicaments. D’autres méthodes telles que les glissières de canal avec des surfaces inférieures en forme de couvercle entraînent une diffusion lente des médicaments administrés dans le canal et provoquent un délai supplémentaire entre l’ajout et l’effet du médicament. Enfin, le pipetage imprudent dans une ouverture de glissière de canal peut également modifier la position de l’échantillon. Par conséquent, le système actuel avec un trou percé sur mesure dans le couvercle d’un plat à fond de verre est simple à adapter, peu coûteux et adapté à l’administration de différents milieux de croissance, médicaments et composants. Le petit diamètre du trou et l’atmosphère humidifiée dans la chambre d’incubation de l’étage empêchent également le dessèchement du milieu cellulaire.
Une troisième étape critique de ce protocole est l’analyse des données, qui nécessite une inspection manuelle des moments où la transcription cesse en raison de l’induction d’un DSB. Le moment de la fin de la transcription est indiqué en libérant les dernières transcriptions du site précédemment marqué de la transcription du gène rapporteur. De même, les événements d’initiation de transcription induite par rupture doivent être inspectés avec soin pour détecter les événements de transcription individuels avec le rapport signal/bruit relativement faible des ARNm marqués par fluorescence unique.
La dynamique de réparation du DSB induit ajoute une couche supplémentaire de complexité aux analyses des données générées à l’aide de ces rapporteurs, les limitant aux premières minutes immédiatement après l’induction du DSB. La nature transgénique des gènes rapporteurs et la nature riche en répétition des réseaux de boucles souches MS2 et PP7 peuvent assembler un paysage de chromatine unique, interférant avec l’établissement de programmes de transcription putatifs stables induits par la rupture. Néanmoins, par rapport à l’irradiation ionisante ou UV, l’induction médiée par I-SceI d’un DSB dans les gènes rapporteurs est un système beaucoup plus robuste pour étudier la transcription au niveau des DSB individuels.
Différents systèmes d’endonucléases tels que I-CreI, I-PpoI ou AsiSI qui ont ou n’ont pas de sites de reconnaissance supplémentaires dans le génome humain peuvent être combinés avec les systèmes de gènes rapporteurs actuels pour une plus grande efficacité possible de la génération de DSB. Cependant, ils nécessitent d’abord l’introduction du site de reconnaissance de l’endonucléase dans les gènes rapporteurs. Deuxièmement, ils peuvent avoir une variabilité similaire sur le moment et l’induction de l’efficacité d’un DSB dans des cellules individuelles. D’autre part, l’insertion de copies en tandem de sites de reconnaissance d’endonucléase peut augmenter l’efficacité de l’induction DSB. De plus, tester les systèmes de gènes rapporteurs présentés dans différentes lignées cellulaires permettrait de comparer la dynamique de transcription sur les sites DSB entre différents arrière-plans cellulaires et la disponibilité de différentes voies de réparation des dommages à l’ADN telles que les cellules cancéreuses, les cellules primaires et les cellules différenciées non cycliques. Cependant, la construction des gènes rapporteurs pour qu’ils soient compatibles avec le système Flp/FRT limite actuellement l’intégration dans les lignées cellulaires hôtes Flp/FRT disponibles.
En plus des applications basées sur la microscopie, les gènes rapporteurs actuels peuvent également être combinés avec des tests biochimiques, tels que l’immunoprécipitation de la chromatine, pour étudier le recrutement de facteurs de réparation ou de transcription de l’ADN dans un seul DSB ou pour évaluer l’occupation des nucléosomes, les modifications des histones et l’état de la chromatine autour du site DSB. En outre, une combinaison avec différents systèmes de rapporteurs permettrait d’étudier les liens fonctionnels entre les dommages à l’ADN et des processus tels que l’organisation du génome ou la réplication de l’ADN.

Les cassures double brin d’ADN (DSB) sont des lésions toxiques de l’ADN qui perturbent le fonctionnement cellulaire et contribuent à l’apparition de plusieurs maladies et au vieillissement1. Les mutations résultant de la réparation inexacte des DSB ont un impact sur l’expression des gènes et jettent les bases du déclin fonctionnel de la cellule. L’opinion émergente selon laquelle les DSB entraînent une transcription induite par la rupture de novo au site de la lésion2,3,4,5,6,7 suggère que les DSB peuvent également affecter la fonction cellulaire par le biais d’ARN induits par la rupture. Plusieurs études récentes indiquent que les DSB sont suffisants pour initier une transcription programmée (p. ex., aux gènes inductibles au stimulus) et non planifiée (p. ex., aux promoteurs non canoniques)4,5,7. Cependant, malgré plusieurs études explorant les liens entre les dommages à l’ADN et la transcription, le domaine était encore à la traîne dans sa capacité à fournir une caractérisation précise (c’est-à-dire une seule molécule) des événements transcriptionnels sur les sites de rupture de l’ADN. Une raison importante à cela était le manque d’outils expérimentaux appropriés. L’irradiation cellulaire (rayons γ, rayons X, ions lourds) et les traitements médicamenteux (p. ex. inhibiteurs de la topoisomérase ou agents intercalants) manquent de précision spatiale et induisent des lésions de l’ADN autres que les DSB, y compris des cassures monobrins et des adduits d’ADN8. Les endonucléases, telles que I-PpoI et AsiSI, génèrent des DSB spécifiques au locus, mais n’ont pas été combinées avec un système permettant la visualisation simultanée de la transcription sur cellules vivantes à un seul locus avec une grande précision temporelle8. Pour contourner cette limitation, notre laboratoire a été le fer de lance du développement d’un ensemble de rapporteurs de pointe qui visualisent directement la transcription avec une résolution à molécule unique lors de l’induction contrôlée d’un DSB4 unique. Ici, nous décrivons ces rapporteurs, fournissons un protocole détaillé pour l’imagerie de la transcription sur cellules vivantes dans les DSB et montrons des données révélant l’initiation de la transcription à un seul DSB.
Les systèmes de gènes rapporteurs utilisés dans ce protocole sont basés sur le gène rapporteur IgM de souris bien caractérisé et contiennent les exons M1 et M2 de la forme membranaire (μm) de l’IgM μ chaîne lourde9,10,11. Un intron hybride sépare les deux exons avec le puissant adénovirus majeur à transcription tardive (AdML) PY tractus12. L’expression des gènes rapporteurs est contrôlée par le promoteur du cytomégalovirus humain (CMV), dans lequel deux copies en tandem de la séquence de l’opérateur Tet (TetO) ont été insérées. Les gènes rapporteurs sont chacun insérés dans un vecteur plasmidique contenant un site de cible de recombinaison Flp (FRT) et insérés dans un site cible FRT spécifique dans le génome d’une lignée cellulaire hôte HEK293. Cette lignée cellulaire exprime également de manière constitutive la protéine répressrice Tet pour réguler l’expression du gène rapporteur via la présence ou l’absence de tétracycline/doxycycline. Pour permettre la visualisation de la transcription du gène rapporteur, 24 répétitions en tandem de la séquence de boucle de tige MS2 et 24 répétitions en tandem de la séquence de boucle de tige PP7 ont été insérées à différentes positions par rapport au site de début de la transcription et à la structure exon/intron du gène rapporteur. Les boucles de tige de l’ARN MS2/PP7 se forment lors de la transcription et sont spécifiquement liées par des protéines de couche MS2/PP7 exprimées ectopiquement marquées avec des protéines fluorescentes vertes et rouges, une stratégie largement utilisée avant la transcription par imagerie13,14,15. De plus, une seule copie de la séquence de reconnaissance de 18 pb a été insérée pour l’endonucléase I-SceI qui est directement flanquée des réseaux de séquences tige-boucle de l’ARN dans les gènes rapporteurs. Des techniques de clonage standard ont été utilisées pour générer tous les plasmides, le fragment contenant la boucle souche I-SceI-24xMS2 du gène rapporteur PROP a été synthétisé par un service commercial de synthèse de gènes.
Le gène rapporteur DSB promoteur-proximal (PROP) a été construit en insérant le site de coupe I-SceI 45 paires de bases (pb) en aval du site de début de transcription putative dans l’exon I, suivi de 149 pb jusqu’au début de la cassette tige-boucle MS2 24x, conçue de novo avec deux séquences alternées non identiques tige-boucle16 et cinq séquences d’espacement non répétitives de 20 pb pour réduire la redondance. Le réseau tige-boucle MS2 est suivi de 72 pb jusqu’au début de l’intron de 1844 pb et de l’exon II de 1085 pb jusqu’au site de clivage et de polyadénylation. L’exon II code une protéine fluorescente cyan (CFP) fusionnée à une séquence de ciblage peroxysomale (PTS) C-terminale à partir de l’acyl CoA oxydase peroxysomale humaine pour permettre un dépistage indépendant de l’expression du gène rapporteur (Figure 1A).
Le gène rapporteur DSB de l’exon II (EX2) est constitué d’un exon I de 167 bp suivi de l’intron et de l’exon II codant pour le CFP-PTS. Plus en aval, à une distance de 169 pb, une cassette contenant 24 boucles de tige MS2 a été insérée, suivie d’une séquence de liaison de 84 pb avec un site I-SceI au centre, suivie de 24 boucles de tige PP7 et de 221 pb jusqu’au site de clivage et de polyadénylation17 (Figure 1B).
Enfin, le gène rapporteur DSB de l’exon II avec marquage de transcription antisens (EX2AS) est basé sur la transcription du gène de l’ubiquitine B humaine (UBB) UBB-201 et contient deux exons et un intron. L’exon I a une longueur totale de 1534 bp avec une insertion inverse de la séquence tige-boucle MS2 24x. Par conséquent, la séquence correcte de l’ARN de la boucle souche MS2 sera transcrite dans une direction antisens en ce qui concerne la transcription sensorielle du gène rapporteur du promoteur CMV. L’intron a une longueur de 490 pb, suivi de l’exon II avec le site I-SceI , et une région codante a été insérée pour deux sous-unités d’ubiquitine dans le cadre. En aval du gène UBB se trouve une séquence qui forme une boucle de tige PP7 24x lors de la transcription du gène rapporteur dans une direction de sens (Figure 1C).
La transfection transitoire d’une construction inductible de l’endonucléase I-SceI de localisation permet la création contrôlée d’un DSB au site de reconnaissance inséré dans chaque gène rapporteur18. L’endonucléase I-SceI est fusionnée dans le cadre avec le domaine de liaison au ligand du récepteur des glucocorticoïdes et une protéine fluorescente rouge lointain iRFP713. Cette construction est cytoplasmique en l’absence d’acétonide de triamcinolone (TA) mais migre rapidement dans le noyau lors de l’ajout de TA au milieu de croissance des cellules (Figure 1D). L’induction des DSB par le système I-SceI est robuste, comme démontré précédemment18,19,20. La transcription du gène rapporteur peut être surveillée en parallèle en visualisant les systèmes de boucle souche d’ARN marqués par fluorescence MS2 et PP7.

<table><tbody><tr><td>Lasers à semi-conducteurs 100 mW Coherent</td><td>Inc., Santa Clara, CA, États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>3i Marianas SDC Système de disque rotatif confocal</td><td>Intelligent Imaging Innovations Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Caméra EMCCD refroidie à l’air Evolve 512</td><td>Photometrics, Tucson, AZ États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscope inversé Axio Observer Z1</td><td>Carl Zeiss MicroImaging, Allemagne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Blasticidin</td><td>InvivoGen</td><td>ant-bl-1</td><td></td></tr> sérum <tr><td>fœtal bovin dénudé de charbon de bois</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F6765-500 ML</td><td></td></tr><tr><td>CO2 module S</td><td>PeCon GmbH, Erbach, Allemagne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CSU-X1 Unité de disque rotatif confocal</td><td>Yokogawa Electric, Tokyo, Japon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Gibco</td><td>41966029</td><td></td></tr><tr><td>DMEM avec Hepes no PhenolRed</td><td>Gibco</td><td>21063-029</td><td></td></tr><tr><td>Doxicyclin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D9891</td><td>pour l’induction de l’expression du gène rapporteur ; une solution mère de 0,5 mg/ml a été utilisée à une dillution de 1:1000 dans milieu de croissance cellulaire</td></tr><tr><td>FBS</td><td>Gibco</td><td>10270106</td><td></td></tr><tr><td>Flp-In T-REx 293 lignée cellulaire</td><td>Thermo Fischer Scientific Invitrogen</td><td>R75007</td><td></td></tr><tr><td>I-SceI-24x MS2</td> stem loop sequence <td>GeneArt, Thermo Fischer Scientific</td><td></td><td>fragment d’ADN synthétisé sur mesure contenant une seule séquence de reconnaissance I-SceI et 24 séquences de boucle de tige MS2 en tandem</td></tr><tr><td>Dispositif de chauffage Humidité 2000</td><td>PeCon GmbH, Erbach, Allemagne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hygromycin B</td><td>Roche</td><td>10843555001</td><td></td></tr><tr><td>Huile d’immersion Immersol 518 F</td><td>Carl Zeiss MicroImaging Inc.)</td><td>444960-0000-000</td><td></td></tr><tr><td>L-glutamine</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>25030081</td><td></td></tr><tr><td>Lipofectamin 3000 réactif auxiliaire P3000</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>L3000001</td><td>réactif auxiliaire de transfection</td></tr><tr><td>Lipofectamine 3000 Thermo</td><td>Fisher Scientific</td><td>L3000001</td><td>réactif de transfection à base de lipides</td></tr><tr><td>MatTek Plat de 35 mm, fond en verre n° 1,5</td><td>MatTek Corporation, Ashland, MA, États-Unis</td><td>P35G-1.5-10-C</td><td></td></tr><tr><td>Chambre d’incubation de microscope</td><td>PeCon GmbH, Erbach, Allemagne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pcDNA5/FRT/TO</td><td>Thermo Fischer Scientific Invitrogen</td><td>V652020</td><td></td></tr><tr><td>plasmide pOG44</td><td>Thermo Fischer Scientific Invitrogen</td><td>V600520</td><td></td></tr><tr><td>SlideBook 6.0 Software</td><td>Intelligent Imaging Innovations Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>chambre d’incubation de scène PeCon P-Set 2000</td><td>PeCon GmbH, Erbach, Allemagne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>StaQtool Software</td><td>iMM-JLA Lisbonne, Portugal</td><td></td><td>disponible chez : https://imm.medicina.ulisboa.pt/facility/bioimaging/lib/exe/fetch.php?media=STaQTool_setup.zip</td></tr><tr><td>acétonide de triamcinolone (TA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T6501</td><td>glucocorticoïde synthétique ; induit la migration du récepteur des glucocorticoïdes du cytoplasme vers le noyau</td></tr><tr><td>Trypsine/Solution EDTA (TE)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>R001100</td><td></td></tr></tbody></table>

imagerie par cellules vivantes de l’activité transcriptionnelle lors de ruptures double brin d’adn

Live-Cell Imaging of Transcriptional Activity at DNA Double-Strand Breaks

Les cassures double brin d’ADN (DSB) sont le type de dommage à l’ADN le plus grave. Malgré les conséquences catastrophiques sur l’intégrité du génome, il reste jusqu’à présent insaisissable comment les DSB affectent la transcription. Cela s’explique notamment par le manque d’outils appropriés pour surveiller simultanément la transcription et l’induction d’un DSB génique avec une résolution temporelle et spatiale suffisante. Ce travail décrit un ensemble de nouveaux rapporteurs qui visualisent directement la transcription dans les cellules vivantes immédiatement après l’induction d’un DSB dans le modèle d’ADN. Les boucles de tige de l’ARN bactériophage sont utilisées pour surveiller la transcription avec une sensibilité à une seule molécule. Pour cibler le DSB sur une région génétique spécifique, les gènes rapporteurs sont conçus pour contenir une seule séquence de reconnaissance de l’endonucléase I-SceI, autrement absente du génome humain. Une seule copie de chaque gène rapporteur a été intégrée dans le génome des lignées cellulaires humaines. Ce système expérimental permet la détection de molécules d’ARN uniques générées par la transcription canonique des gènes ou par l’initiation de la transcription induite par la rupture de l’ADN. Ces rapporteurs offrent une occasion sans précédent d’interpréter les interactions réciproques entre la transcription et les dommages à l’ADN et de révéler des aspects jusqu’ici peu appréciés de la transcription induite par la rupture de l’ADN.

Les lignées cellulaires abritant les gènes rapporteurs décrits à la figure 1A-C permettent l’étude de la dynamique de transcription à un seul DSB dans des cellules vivantes. Les chiffres de la figure 1A-C sous chaque représentation graphique du gène rapporteur indiquent la longueur en paires de kilobases (kbp). Le CMV indique le promoteur du cytomégalovirus, TetO est les séquences de l’opérateur Tet, le pA met en évidence le clivage 3' et le site de polyadénylation à l’extrémité du gène. CFP-PTS est la protéine fluorescente cyan codée fusionnée à un signal de ciblage peroxysomal, et 2UBB est l’unité tandem ubiquitine B humaine codée. En suivant le protocole et les procédures d’analyse décrits ci-dessus, il est possible d’obtenir des graphiques affichant le nombre de transcriptions de gènes rapporteurs marquées par fluorescence au fil du temps, avec une résolution temporelle de secondes sur des périodes allant jusqu’à quelques heures (Figure 4A-D). Le graphique de la figure 4A montre l’évolution temporelle des valeurs TFI d’un site de transcription du gène rapporteur PROM marqué par l’accumulation de molécules MS2-GFP sur les transcriptions naissantes. Ce graphique particulier représente une expérience de contrôle sans addition d’AT; par conséquent, aucun DSB n’est induit. La transcription se poursuit avec des pics en rafale et 2 à 8 transcriptions à la fois sur toute la période d’observation de 60 min. Des résultats similaires ont été obtenus pour les gènes rapporteurs EX2 et EX2-AS (données non présentées ici)4. L’induction d’un seul DSB dans les gènes rapporteurs (à l’aide de I-SceI-GR-iRFP) permet d’étudier l’impact du DSB sur la transcription en cours du gène rapporteur et le suivi des événements de transcription émergeant du site DSB, à savoir la transcription induite par rupture (Figure 4B-D).
La dynamique de la transcription induite par la rupture de l’ADN dépend de l’emplacement du DSB dans le gène L’induction d’un seul DSB par I-SceI-GR-iRFP dans le gène rapporteur avec un site de reconnaissance I-SceI promoteur-proximal conduit à un silence transcriptionnel du gène rapporteur après environ 11 minutes après l’ajout d’AT, et la transcription n’est pas restaurée dans la période d’observation de 60 minutes (Figure 4B). Lors de l’observation de la transcription du gène rapporteur EX2, la suppression complète de la transcription canonique pilotée par le promoteur a été détectée par une perte complète simultanée des signaux MS2-GFP et PP7-RFP environ 30 minutes après l’ajout de TA. Cependant, dans les 10 minutes, la transcription redémarre, comme le révèlent les pics de fluorescence PP7-RFP réapparaissants. La récupération complète du signal PP7-RFP (et non de la fluorescence MS2-GFP) montre une initiation de transcription induite par rupture (Figure 4C). La transcription induite par la rupture n’est pas stable sur de longues périodes; il semble éclater et faible intensité maximale, ce qui indique que seules quelques transcriptions induites par la rupture ont été initiées à partir du site DSB.
Le gène rapporteur EX2AS, qui contient un réseau de boucles souches PP7 24x dans l’exon II en aval du site I-SceI pour détecter la transcription sensorielle, montre que la transcription canonique pilotée par le promoteur se termine dans le gène rapporteur EX2AS environ 25 minutes après l’ajout de TA. Elle est ensuite remplacée par une transcription induite par la rupture antisens, comme le révèle l’accumulation de la protéine MS2-GFP se liant à l’ARN généré par les séquences de boucles souches MS2 antisens (Figure 4D). L’activité transcriptionnelle antisens était absente avant l’interruption de la transcription sensorielle due à l’induction du DSB et montre dans cet exemple que plusieurs transcriptions ont été initiées à partir du site de rupture en 15 minutes environ. Les données représentatives obtenues ici montrent que les DSB ont des effets différents sur la transcription en fonction de leur emplacement dans le gène, comme cela a été récemment rapporté4. Les données révèlent également une variabilité de cellule à cellule dans le moment de l’induction du DSB par I-SceI-GR-iRFP, qui varie de 12 à 30 minutes après l’ajout d’AT. De plus, la détection de transcriptions individuelles permet de découvrir des différences de cellule à cellule et de site de rupture vers l’intensité de l’activité transcriptionnelle induite par la rupture. La transcription induite par la rupture n’est détectée qu’au niveau des DSB dans le gène. Il est absent aux DSB promoteur-proximaux, où la transcription canonique cesse sur un DSB pour la période d’observation restante.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62968/62968fig1v2.jpg"> Figure 1 : Gènes rapporteurs et système pour induire des cassures double brin d’ADN. La représentation schématique en (A) à (C) montre la structure des trois gènes rapporteurs utilisés pour étudier la transcription lors de l’induction d’une rupture double brin d’ADN. Le gène rapporteur avec le site I-SceI promoteur-proximal dans le premier exon (PROM) flanqué en aval d’un réseau de séquences MS2-SL (MS2-SL) de 24x est représenté en (A). Le gène rapporteur avec le site I-SceI dans le deuxième exon (EX2) flanqué en amont d’une séquence tige-boucle MS2 24x et en aval par un réseau 24x boucle tige PP7 (PP7-SL) est indiqué en (B). Le gène rapporteur avec le site I-SceI situé dans l’exon II avec une insertion anti-parallèle de la séquence tige-boucle MS2 24x en amont du site I-SceI pour détecter la transcription antisens (EX2-AS) est indiqué en (C). La fonction de la construction de la protéine de fusion I-SceI-GR-iRFP est représentée en (D) par un affichage graphique et des images correspondantes de cellules vivantes ci-dessous. Lors de l’expression transitoire de la construction (couleur rouge) dans les lignées cellulaires du gène rapporteur, la protéine est exclusivement cytoplasmique, ce qui empêche un clivage prématuré du site cible par l’endonucléase I-SceI. Lors de l’ajout de TA, la protéine de fusion commence à migrer dans le noyau cellulaire (indiquée par une ligne pointillée) et commence à s’accumuler entre 5 et 15 minutes. Scalebar = 10 μm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62968/62968fig1v2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62968/62968fig2v2.jpg"> Figure 2 : Sélection de cellules pour l’imagerie time-lapse 3D des sites de transcription. La photo en (A) montre un plat à fond de verre de 35 mm utilisé pour l’imagerie des cellules vivantes, avec un couvercle modifié sur mesure, dans lequel un trou de 3 mm de diamètre a été percé pour ajouter directement le TA dilué dans le milieu de croissance. L’emplacement du trou est marqué d’un cercle rouge. Le panneau en (B) montre une capture d’écran de la fenêtre « Focus » du logiciel de contrôle du microscope pour configurer le temps d’exposition en direct, le réglage du filtre, l’intensité laser et l’affichage de l’image à l’échelle pour filtrer les cellules pour l’imagerie time-lapse ultérieure en (C), la capture d’écran de la fenêtre « Capture » correspondante pour ajuster tous les paramètres pour l’acquisition en accéléré 3D des cellules vivantes. Les paramètres spécifiques des volets Filtre, Type de capture, Capture en accéléré et Capture 3D sont décrits dans la section 3. Dans la vue présentée ici, les paramètres sont ajustés pour acquérir un time-lapse 3D de la lignée de gène rapporteur PROM transfectée avec les constructions MS2-GFP et I-SceI-GR-iRFP pour la transcription d’imagerie lors de l’induction d’une rupture double brin d’ADN dans la région promoteur-proximale du gène rapporteur. L’image en (D) est fusionnée pour les canaux GFP et iRFP et montre un champ de vision vu à travers le système de microscope, avec plusieurs cellules de la lignée cellulaire du gène rapporteur 293-PROM. Les cellules ont été co-transfectées avec la construction de la protéine de couche MS2 de dimère tandem fusionnée à une séquence de localisation nucléaire, deux protéines fluorescentes vertes (GFP-MS2CP) et la construction I-SceI-GR-iRFP. Plusieurs cellules montrent l’expression de la construction GFP-MS2CP, mettant ainsi en évidence les noyaux et la construction I-SceI-GR-iRFP mettant en évidence le cytoplasme. Le carré pointillé indique la région agrandie indiquée dans (E). Pour l’imagerie time-lapse 3D, les cellules sont sélectionnées en fonction des exigences conférées dans la discussion, telles que la cellule avec le noyau le plus grand dans la région agrandie en (D). Cette cellule est transfectée avec les deux constructions fluorescentes et montre un site de transcription marqué brillant (pointe de flèche) en accumulant le GFP-MS2CP sur des pré-ARNm du gène rapporteur transcrit de novo (image de gauche). Le milieu de croissance des cellules ne contient pas d’AT; par conséquent, la construction I-SceI-GR-iRFP est exclusivement cytoplasmique (image de droite). En (F), la parabole inférieure en verre est montée dans la chambre d’incubation de l’étage du microscope pour les expériences d’imagerie time-lapse 3D et équipée du couvercle personnalisé contenant le trou de chargement TA. La pointe de la micropipette de 200 μL est soigneusement insérée dans le trou pour appliquer l’AT dilué sur le milieu de croissance des cellules. Scalebar = 10 μm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62968/62968fig2v2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62968/62968fig3v2.jpg"> Figure 3 : Logiciel d’acquisition et d’analyse d’images. Le panneau en (A) montre une capture d’écran de l’outil STaQTool: Spot tracking and quantification. L’image montre un exemple de série chronologique de la lignée cellulaire du gène rapporteur PROM avec un site de transcription marqué d’un cercle vert / carré blanc dans l’affichage de projection d’intensité maximale au centre. Les fenêtres sur le côté droit affichent une vue agrandie du spot du site de transcription sélectionné, le tracé de surface d’intensité ombré 3D correspondant avec la grille d’ajustement gaussienne 2D pour le point temporel actuel ainsi que des tracés de la position Z du site de transcription dans la pile z, la largeur d’ajustement gaussienne (W) et la mesure TFI au fil du temps. L’image microscopique en (B) montre un plan optique unique zoomé d’un noyau d’une lignée cellulaire du gène rapporteur PROM transfecté avec MS2-GFP. L’image représente un point unique d’une série chronologique d’étalonnage 2D avec 120 points temporels. Le noyau montre plusieurs transcriptions marquées par fluorescence apparaissant comme des objets limités par diffraction dans le nucléoplasme (marqués par des carrés blancs). Le panneau latéral droit montre une capture d’écran de l’outil TFI et W Distributions dans le STaQTool pour analyser plusieurs points dans les acquisitions time-lapse 2D. Dans cet exemple d’analyse, l’outil a détecté 408 taches à diffraction limitée représentant des transcriptions de gènes rapporteurs marquées avec MS2-GFP qui diffusent dans le nucléoplasme. Les graphiques de droite affichent les histogrammes de distribution de largeur d’ajustement TFI et gaussien des objets et les courbes d’ajustement gaussiennes. Les valeurs moyennes TFI et W dérivées de la position du pic central de la courbe d’ajustement gaussienne et des intervalles de confiance calculés sont affichées dans le volet respectif. Scalebar = 10 μm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62968/62968fig3v2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62968/62968fig4v2.jpg"> Figure 4 : Résultats représentatifs de la détection de la transcription sur les sites de cassures double brin d’ADN. Les graphiques de (A) à (D) représentent la courbe TFI calibrée d’un site de transcription au fil du temps. Les valeurs TFI sont converties en transcriptions en utilisant la TFI moyenne des transcriptions uniques mesurées dans les expériences d’étalonnage pour la construction du gène rapporteur respectif et la protéine MS2 ou PP7 de liaison de la boucle souche de l’ARN marquée par fluorescence utilisée dans l’expérience respective. Dans (A), un graphique d’une expérience de contrôle utilisant le gène rapporteur PROM sans addition TA est montré. Les transcriptions étiquetées MS2-GFP indiquent une activité transcriptionnelle continue pendant toute la période d’observation. Le graphique en (B) représente le gène rapporteur PROM lors de l’ajout et de l’induction d’un DSB, ce qui entraîne une suppression de la transcription pour le temps d’observation restant. Le graphe du gène rapporteur EX2 en (C) montre une suppression de la transcription de la transcription canonique pilotée par le promoteur lors de l’addition de TA. Plus tard dans le même laps de temps, seule l’activité transcriptionnelle étiquetée PP7-RFP émerge. Dans le graphique en (D), la transcription du gène rapporteur EX2-AS à partir du promoteur canonique dans la direction des sens est supprimée de la même manière lors de l’ajout de TA au gène rapporteur EX2 en (C). Cependant, l’apparition de transcriptions étiquetées MS2-RFP provenant de la séquence de boucle de tige MS2 insérée inversement indique une transcription antisens absente pendant l’activité de transcription sensorielle avant l’ajout d’AT. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62968/62968fig4v2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Lignée cellulaire rapporteure</td>
			<td>EX2 et EX2-AS</td>
			<td>BAL</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="3">Plasmides à transfecter</td>
			<td>1,5 μg pI-SceI-GR-iRFP</td>
			<td>1,5 μg pI-SceI-GR-iRFP</td>
		</tr>
<tr>
<td>0,65 μg pUBC-mCherry-nls-tdPP7-mCherry</td>
			<td>0,5 μg pUBC-GFP-nls-tdMS2-GFP</td>
		</tr>
<tr>
<td>0,35 μg pUBC-GFP-nls-tdMS2-GFP</td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 1 : Transfection des lignées cellulaires du gène rapporteur. Le tableau décrit les schémas de transfection et les quantités des différents plasmides utilisés pour transfecter transitoirement les différentes lignées cellulaires du gène rapporteur.

Ce protocole présente un nouveau système de gène rapporteur et la configuration expérimentale pour détecter la transcription aux ruptures double brin de l’ADN avec une sensibilité à une seule molécule.

Imagerie par cellules vivantes de l’activité transcriptionnelle lors de ruptures double brin d’ADN

DNA double-strand breaks (DSB) are the most severe type of DNA damage. Despite the catastrophic consequences on genome integrity, it remains so far ...

Ce protocole permet d’observer et de détecter les événements de transcription et donne un aperçu des effets des ruptures double brin d’ADN sur la transcription en cours d’un gène. Le principal avantage de la technique est l’observation de transcriptions d’ARN marquées individuellement dans des cellules individuelles à des intervalles de temps de secondes sur une période totale d’une heure ou plus. Cette méthode fournit un aperçu de la réponse aux dommages à l’ADN pour étudier la diaphonie entre la transcription et les processus cellulaires, tels que la réplication de l’ADN et les lésions de l’ADN.Notre conseil est d’observer les cellules à l’aide de doxycycline et d’effectuer des mesures d’étalonnage pour entraîner la détection du site de transcription et des molécules d’ARN marquées. Dans un tube de microcentrifugation de 1,5 millilitre, préparer la solution A contenant 150 microlitres d’ADN plasmatique MEM sérique réduit et 2,5 microgrammes par microlitre d’ADN dans le réactif d’aide à la transfection. En parallèle, préparer la solution B contenant 150 microlitres de MEM sérique réduit et 1,5 microgramme par microlitre d’ADN dans un réactif de transfection à base de lipides.Incuber les deux solutions à température ambiante pendant cinq minutes, puis ajouter doucement la solution A à la solution B et incuber pendant 20 minutes à température ambiante. Pour transfecter les cellules, ajoutez 300 microlitres de solution mélangée A et B goutte à goutte à chaque plat et répartissez-les doucement. Conservez le plat à fond de verre dans un plat de culture cellulaire standard de 100 millimètres et incurez-le à 37 degrés Celsius dans une atmosphère humidifiée avec 5% de dioxyde de carbone.Préparer un tube de microcentrifugation de 1,5 millilitre avec 200 microlitres de DMEM avec HEPES sans rouge phénol et complété par du sérum fœtal bovin dépouillé à 10% de charbon de bois, puis ajouter TA. Environ une heure avant le début de l’observation microscopique, induire la transcription des gènes rapporteurs en ajoutant de la doxycycline au milieu de croissance et mélanger doucement en pipetant de haut en bas avec une micropipette de 200 microlitres. Transportez les cellules au microscope au moins 30 minutes avant de commencer l’observation et placez la parabole de 100 millimètres avec les cellules à l’intérieur de la chambre d’incubation du grand microscope préchauffé. Placez le tube de microcentrifugation avec le TA pré-dilué à l’intérieur de la grande chambre environnementale du microscope pour le réchauffer à 37 degrés Celsius.Remplacez le couvercle du plat inférieur en verre par un couvercle percé de trois millimètres de diamètre. Sélectionnez l’objectif d’immersion dans l’huile 100X dans le panneau de commande du microscope et appliquez une goutte d’huile d’immersion sur l’objectif. Placez le plat inférieur en verre avec les cellules à l’intérieur de la chambre d’incubation de l’étage du microscope et verrouillez-le en place, puis fermez le couvercle de l’incubateur de la scène et toutes les portes du boîtier du microscope.Démarrez le logiciel d’utilisation et de contrôle du microscope, ouvrez la fenêtre de contrôle de mise au point et cliquez sur le volet de la portée. Dans le volet de sélection des émissions, cliquez sur la case 100 % œil pour définir la trajectoire du faisceau oculaire pour l’observation directe de l’échantillon à l’œil. Dans le menu Jeu de filtres, passez à Jeu de filtres oculaires et cliquez sur Brightfield, puis appuyez sur le bouton Ouvrir Brightfield.Déplacez l’objectif du microscope vers le plat inférieur en verre jusqu’à ce que l’huile touche le verre. Regardez à travers les oculaires et concentrez-vous manuellement sur le plan des cellules, puis éteignez le bouton Brightfield ouvert. Laissez les cellules pendant 30 minutes avant de commencer les observations expérimentales pour leur permettre de s’adapter aux conditions environnementales et d’éviter la dérive focale pendant l’imagerie en raison des gradients de température.Installez une micropipette de 200 microlitres et des pointes de filtre de 200 microlitres à température ambiante. Dans la fenêtre de contrôle de la mise au point du logiciel de contrôle du microscope, réglez l’intensité du laser sur 5% et entrez une valeur de 50 millisecondes pour le temps d’exposition. Ouvrez la fenêtre de capture pour ajuster les paramètres afin d’effectuer une acquisition d’image automatisée de timelapses tridimensionnels.Sélectionnez le type d’acquisition de capture 3D et définissez 12 à 16 tranches optiques séparées par 0,4 micromètre. Cochez les cases plage autour du courant et revenez à la position actuelle après la capture. Dans le volet de capture timelapse, entrez la valeur 120 pour le nombre de points temporels et 30 secondes pour l’intervalle.Sélectionnez le jeu de filtres confocaux en fonction des étiquettes de protéines fluorescentes transectées mentionnées dans le manuscrit textuel et réglez le temps d’exposition pour chaque canal à 50 millisecondes. Utilisez le courant de réglage de la puissance laser pour utiliser la valeur de 5 % sélectionnée dans la fenêtre de mise au point. Dans la fenêtre de contrôle de la mise au point, accédez au volet de l’appareil photo, sélectionnez le contrôle d’affichage de l’image à l’échelle et choisissez le bouton manuel pour configurer une plage fixe d’intensités d’image à afficher.Sélectionnez les cellules pour l’imagerie timelapse 3D des sites de transcription lors de l’induction d’une rupture double brin d’ADN. Filtrez les cellules et sélectionnez trois champs de vision en fonction des conditions décrites dans la discussion du texte. Focalisez chaque cellule sélectionnée précédemment située au centre du champ de vision avec le site de transcription dans le plan central de la pile Z.Marquez chaque position XYZ dans le plan XY de la fenêtre de contrôle du focus en cliquant sur le point de consigne. Ajoutez 200 microlitres de l’AT pré-dilué aux cellules et démarrez l’imagerie de séries chronologiques 3D en cliquant sur Démarrer dans la fenêtre de capture. Enregistrez les données d’imagerie dans le format de données du logiciel de contrôle du microscope sur le disque dur de l’ordinateur de contrôle du microscope.Ajouter 0,5 microgramme par millilitre de doxycycline au milieu de croissance des cellules une heure avant de commencer l’acquisition d’images microscopiques. Montez la cuve en verre à l’intérieur de la chambre d’incubation de l’étage du microscope et préparez l’acquisition de l’image comme démontré précédemment. Utilisez les mêmes paramètres d’intensité et d’exposition laser qu’auparavant.Définissez les paramètres de capture pour les séries chronologiques 2D et définissez 120 points temporels à des intervalles de 500 millisecondes dans le panneau de capture timelapse. Acquérir des dizaines de séries chronologiques d’étalonnage à partir de plusieurs positions afin de générer des ensembles de données pour compter plusieurs centaines de mesures TFI à transcription unique. En utilisant ce protocole, un graphique est obtenu affichant le nombre de transcriptions de gènes rapporteurs marquées par fluorescence au fil du temps avec une résolution temporelle de secondes sur des périodes allant jusqu’à quelques heures.L’évolution temporelle des valeurs TFI d’un site de transcription du gène rapporteur PROM marqué par l’accumulation de protéine de couche MS2 marquée avec les molécules de protéine fluorescente verte sur les transcriptions naissantes est montrée ici. L’induction d’un seul DSB dans les gènes rapporteurs permet d’étudier son impact sur la transcription en cours du gène rapporteur et le suivi des événements de transcription émergeant du site DSB, à savoir la transcription induite par rupture. L’ajout d’AT et l’induction d’un DSB entraînent une suppression de la transcription du gène rapporteur PROM après environ 11 minutes qui n’est restaurée qu’à 60 minutes.La récupération complète du signal PP7-RFP montre une initiation de transcription induite par la rupture. Le gène rapporteur antisens EXON 2 montre la terminaison des transcriptions pilotée par le promoteur, qui est ensuite remplacée par une transcription induite par la rupture antisens, révélée par l’accumulation de protéine de couche MS2 marquée par une protéine fluorescente rouge se liant à l’ARN généré à partir de séquences de boucles de tige MS2 antisens. Sélection des cellules pour l’imagerie, configurer l’imagerie timelapse traitée en ajustant la position Z du site de transcription marqué sur chaque position XY au centre de la pile Z à acquérir.Et enfin, l’ajout de l’AT dilué dans le milieu de croissance doit être exécuté avec un soin extrême pour éviter tout déplacement des positions présélectionnées avec des cellules à imager. L’imagerie de transcriptions d’ARN uniques en 3D au fil du temps dans des cellules vivantes peut être appliquée pour étudier la transcription de l’ARN pendant la réplication de l’ADN ou les changements de transcription au cours de la progression du cycle cellulaire.

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Cet article décrit la GFP basée sur la...

L&#39;analyse de l&#39;ADN double-brin Break (ORD) de réparation dans les cellules de mammifères

Ce protocole décrit une méthode pour visualiser un ADN de protéine cassures double-brin de signalisation activées en réponse aux dommages de l'ADN ainsi que sa localisation au cours de la mitose.

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Dans cette vidéo, nous décrivons la technique de microscopie par immunofluorescence pour détecter des protéines spécifiques de réponse aux dommages de l’ADN localisées sur les sites de cassures double brin de l’ADN dans les cellules mononucléées humaines. Les protéines sont reconnues par des anticorps primaires spécifiques, qui à leur tour se lient à des anticorps secondaires marqués au fluorophore qui deviennent fluorescents lors de la visualisation microscopique, permettant de visualiser les...

Microscopie d’immunofluorescence pour l’analyse des cassures double brin de l’ADN

L’imagerie spectroscopique électronique permet d’imager et de distinguer l’acide nucléique de la protéine à une résolution nanométrique. Il peut être combiné avec le système miniSOG, qui est capable de marquer spécifiquement les protéines marquées dans des échantillons de microscopie électronique à transmission. Nous illustrons l’utilisation de ces technologies en utilisant des foyers de réparation de cassures double brin à titre d’exemple.

Visualisation des miniSOG protéines marquées de réparation d&#39;ADN en combinaison avec Electron imagerie spectroscopique (ESI)

Confocal fluorescence microscopie et laser micro-irradiation offre des outils pour induisant des dommages à l’ADN et le suivi de la réponse des protéines de réparation d’ADN dans certaines zones Sub nucléaires. Cette technique a grandement avancer nos connaissances sur la détection des dommages causés, de signalisation et de recrutement. Ce manuscrit montre ces technologies afin d’examiner la réparation de rupture de brins simples et doubles.

Application de Micro-irradiation Laser pour examen du Single et Double brin pause réparation dans les cellules de mammifères

Étude cinétique de réparation des dommages ADN nécessite un système d’induire des lésions à des régions sub nucléaires définies. Les auteurs décrivent une méthode pour créer des sauts de double-brin localisées à l’aide d’un microscope confocal à balayage laser équipé d’un laser à 405 nm et fournir des procédures automatisées afin de quantifier la dynamique des facteurs de réparation à ces lésions.

Enquête sur le recrutement de protéines aux lésions de l’ADN à l’aide de 405 Nm Laser Micro-irradiation

Réparation des cassures double brin de l’ADN est un processus dynamique, qui exige non seulement la formation de complexes de réparation sur les sauts, mais également leur résolution après que la lésion est adressée. Ici, nous utilisons la microscopie d’immunofluorescence pour les pauses bicaténaire transitoires et de longue durée comme outil de disséquer ce mécanisme de maintenance du génome.

Caractériser les processus de réparation de l’ADN à des cassures de l’ADN bicaténaires durables et transitoires de la microscopie par Immunofluorescence

Suite à des dommages à l’ADN, les cellules humaines activent des voies de réparation essentielles pour restaurer l’intégrité de leur génome. Ici, nous décrivons la méthode de l’immunofluorescence indirecte comme un moyen de détecter les protéines de réparation de l’ADN, d’analyser leur recrutement spatial et temporel, et d’aider à interroger l’interaction protéine-protéine sur les sites de dommages à l’ADN.

Visualisation de l’ADN Réparation des protéines Interaction par immunofluorescence

Cet article présente les étapes essentielles de immunoprecipitation d’immunostaining et de chromatine. Ces protocoles sont couramment utilisés pour étudier les processus cellulaires liés aux dommages à l’ADN et pour visualiser et quantifier le recrutement des protéines impliquées dans la réparation de l’ADN.

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