Name: Quantification de la motilité de l’essaimage de surface bactérienne sur les plaques de gradient inducteur (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-01-05T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 57 s
Description: Découvrez une technique de criblage à haut débit utilisant des plaques à gradient d'inducteurs pour quantifier la motilité d'essaimage bactérienne sur gélose semi-solide. Cette méthode permet d'étudier la chimiotaxie et le développement de médicaments.

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Le développement de cette technique a été soutenu par les fonds du plan national de R&D clé du ministère de la Science et de la Technologie (2018YF0902604), du Fonds de recherche de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine pour les jeunes scientifiques internationaux (22050410270) et des fonds externes des Instituts de technologie avancée de Shenzhen (DWKF20190001). Nous tenons à exprimer notre sincère gratitude à Mlle Chen Xinyi pour son aide dans la relecture du document et la gestion du laboratoire.

1. Préparation des plaques d’essaim gradient
<ol><li>Préparation du milieu d’essaim NOTE: Voir la section de discussion pour une brève comparaison des différentes viscosités moyennes; Une concentration de 0,7 % (p/v) de gélose dans le milieu de l’essaim a été utilisée dans ce protocole.<ol>
<li>Préparer le bouillon de lysogénie (LB) en poudre avec de la gélose dans deux flacons coniques; chaque flacon contient 2 g de tryptone, 2 g de chlorure de sodium, 1 g d’extrait de levure et 1,4 g de gélose. Ajouter l’eau double distillée (ddH2O) et remuer la suspension à l’aide d’une barre d’agitation magnétique. Réglez le volume final à 200 mL en ajoutant du ddH2O supplémentaire.</li>
		<li>Autoclaver la solution à 121 °C pendant 20 min. Utilisez un bouchon perméable à l’air ou un film d’étanchéité de bouteille avec une bouche d’aération. REMARQUE: La gélose se dissout lorsqu’elle est chauffée dans l’autoclave.</li>
		<li>Lorsque la température tombe à 65 °C, mélanger la solution pour assurer l’homogénéité et transférer le milieu dans un incubateur ou un bain-marie à 65 °C pour une utilisation à court terme.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparation du milieu d’essaim de la couche inférieure REMARQUE: Le milieu de la couche inférieure est le mélange de milieu d’essaim et de solutions mères inductrices. La formulation des plaques d’essaim à gradient inducteur est présentée dans le tableau 1.<ol>
<li>Préparer une solution mère de resvératrol de 100 mM en dissolvant 114,12 mg de poudre de resvératrol lyophilisée dans 5 mL de sulfoxyde de diméthyle (DMSO) et conserver la solution à -20 °C.</li>
		<li>Préparer une solution mère d’arabinose à 20 % (p/v) en dissolvant 6 g de poudre d’arabinose dans 30 mL de ddH2O; attendre 10-15 min pour permettre à l’arabinose de se dissoudre; et conservez la solution à température ambiante.</li>
		<li>Retirez le milieu de l’incubateur à 65 °C et placez-le à température ambiante; laisser refroidir le milieu de l’essaim jusqu’à ce que la fiole d’Erlenmeyer soit suffisamment froide pour tenir (~50 °C). Ne placez pas le milieu de l’essaim à température ambiante pendant de longues périodes, car cela entraînerait la solidification de la gélose.</li>
		<li>Ajouter le volume requis de la solution mère inductrice au milieu de l’essaim à 50 °C (tableau 1). Utilisez une pipette pour distribuer la solution inductrice au lieu de la verser. Tourbillonnez doucement pour mélanger l’inducteur avec le milieu de l’essaim. REMARQUE: Cette étape concerne les inducteurs qui ne peuvent pas être autoclavés. Veillez à ne pas introduire de bulles dans le milieu.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparation de plaques d’essaim à gradient double couche REMARQUE: Le milieu de la couche supérieure est un milieu LB contenant 0,7% (p / v) de gélose.<ol>
<li>Étiquetez les boîtes de Petri carrées de 13 x 13 cm avec le nom de l’inducteur et les souches, et soutenez les plats sur le bord des couvercles (Figure 1B).</li>
		<li>Ajouter 40 mL de milieu chaud de couche inférieure (50 °C) à l’aide d’une pipette de 50 mL ou d’un tube de centrifugeuse de 50 mL. REMARQUE: Alternativement, pour les boîtes de Petri carrées de 13 x 13 cm, la couche inférieure de 40 mL et le milieu de couche supérieure conviennent; pour les boîtes de Petri carrées de 10 x 10 cm, la couche inférieure de 25 mL et le milieu de couche supérieure conviennent.</li>
		<li>Laissez le milieu de la couche inférieure durcir à découvert pendant 1 h à l’intérieur d’une hotte à écoulement laminaire. Ne pas déranger les boîtes de Petri carrées pendant que le milieu se solidifie. REMARQUE: Lors du durcissement de la couche inférieure, le milieu d’essaim ne contenant pas d’inducteurs doit être maintenu dans un incubateur ou un bain-marie à 65 ° C.</li>
		<li>Une fois la couche inférieure complètement solidifiée, retirez les couvercles et posez les boîtes de Petri carrées à l’intérieur d’une hotte à flux laminaire.</li>
		<li>Ajouter 40 mL de milieu chaud de couche supérieure (50 °C) à l’aide d’une pipette de 50 mL ou d’un tube de centrifugeuse de 50 mL. REMARQUE: Le milieu de la couche supérieure ne contient pas d’inducteurs.</li>
		<li>Durcir les plaques à double couche sur la paillasse couvertes et non dérangées pendant 1 h. Conserver les plaques préparées à 4 °C jusqu’à 24 h. REMARQUE: Des temps de durcissement plus longs réduiraient la teneur en humidité et limiteraient la motilité de l’essaimage.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Croissance d’E. coli K12 et de P. aeruginosa PAO1
<ol><li>Préparer 500 mL de milieu LB en ajoutant 5 g de tryptone, 5 g de NaCl et 2,5 g d’extrait de levure dans du ddH2O, et compléter la solution à 500 mL. Autoclaver la solution en cycle liquide pendant 20 min à 121 °C et la conserver à 4 °C.</li>
	<li>Préparer 100 mL de milieu LB-agar à 1,5 % (p/v) en ajoutant 1 g de tryptone, 1 g de NaCl, 0,5 g d’extrait de levure et 1,5 g de gélose dans du ddH2O et compléter la solution à 100 mL. Autoclaver la solution en cycle liquide pendant 20 min à 121 °C. Transférer le milieu dans un bain-marie à 50 °C pour empêcher la gélose de se solidifier.</li>
	<li>Lorsque la fiole de milieu LB-agar est confortable à tenir, ajouter 20 mL de milieu LB-gélose dans une boîte de Petri (10 cm de diamètre) à l’aide d’une pipette de 25 mL. Laissez la plaque à température ambiante pendant la nuit et conservez la plaque de gélose LB à 4 °C.</li>
	<li>Prenez des cultures d’inventaire stockées à -80 °C, des souches E. coli K12, E. coli K12-YdeH, P. aeruginosa PAO1 et P. aeruginosa PAO1-YdeH sur des boîtes de Petri LB-agar à l’aide de boucles d’inoculation jetables. Incuber les boîtes de Petri inversées pendant la nuit à 37 °C.</li>
	<li>Choisissez des colonies individuelles pour différentes souches dans les boîtes de Pétri, inoculez chaque colonie dans 5 mL de milieu LB et incubez la culture à 37 °C dans un agitateur orbital de laboratoire réglé à 220 tr / min.</li>
	<li>Lorsque la densité de culture atteint OD600nm ~ 1.0, retirez la culture du shaker et placez-la à température ambiante. Ajustez la densité de culture à OD600nm = 1,0, comme décrit à l’étape 3.2.1.</li>
</ol>3. Inoculation et incubation de plaques d’essaim gradient
<ol><li>Préparation des puits d’inoculation REMARQUE: Des modèles de couverture d’impression 3D capables de générer des puits séparés par une distance standard peuvent être utilisés à la place de la méthode décrite ci-dessous (figure supplémentaire S1).<ol>
<li>Marquez les positions des puits sur le papier A4 illustré à la figure 1C. Définissez trois concentrations d’essai dans une boîte de Petri carrée avec deux ou trois répétitions.</li>
		<li>Placez le papier A4 marqué sous une plaque dégradée solidifiée. Poussez le côté plus large d’une pointe de pipette de 100 μL dans la surface du milieu semi-solide à la position marquée. Appuyez sur la pointe de la pipette jusqu’à ce qu’elle atteigne le fond du milieu de la couche supérieure.</li>
		<li>Lorsque la pointe touche le fond, n’appliquez aucune force verticale à la pointe; faire pivoter doucement la pointe pour isoler le contenu du puits cylindrique.</li>
		<li>Déplacez horizontalement les extrémités de la pipette sur une très petite distance pour permettre à l’air de circuler dans l’endroit étroit mis de côté. Appuyez sur la pointe avec l’index pour bloquer le flux de gaz à l’intérieur de la pointe tout en tenant la pipette à l’aide du pouce et du majeur.</li>
		<li>Retirez la pointe verticalement, en gardant le contenu du puits dans la pointe tout en la retirant. REMARQUE: Si le contenu du puits glisse, appliquez un peu plus de pression avec l’index pour sceller complètement la pointe.</li>
		<li>Répétez les étapes 3.1.2 à 3.1.5 dans toutes les positions marquées. Couvrir la plaque d’essaim avant l’inoculation.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Inoculation et incubation sur plaque de gradient<ol>
<li>Ajuster la densité de culture de croissance pendant la nuit à OD600nm = 1,0.</li>
		<li>Pipette 80 μL de la culture de croissance pendant la nuit dans chaque puits. Ne renversez pas la culture bactérienne à l’extérieur des puits.</li>
		<li>Enveloppez les plaques avec un film d’étanchéité. Pour une observation à long terme (3-5 jours), enveloppez les plaques avec du ruban en caoutchouc de laboratoire stérile. REMARQUE: Le ruban en caoutchouc est moins susceptible de se casser.</li>
		<li>Placez un bécher rempli de ddH2O dans l’incubateur pour maintenir l’humidité à l’intérieur de l’incubateur. Incuber les plaques d’essaim de gradient à 37 °C. REMARQUE: Ne pas incuber les plaques d’essaim à l’envers; cela entraînera la fuite de la culture bactérienne des puits.</li>
		<li>Imagez la plaque de l’essaim immédiatement après l’inoculation, en l’enregistrant comme le point de temps de 0 h .</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Imagerie de l’essaimage de surface bactérienne
<ol><li>Sortez les plaques d’essaim, une à la fois, de l’incubateur toutes les 12 heures, en tenant la plaque horizontalement, et placez-les dans le système d’imagerie en gel (voir le tableau des matériaux). REMARQUE: Ne laissez pas d’empreintes digitales sur la surface des plaques; tenez le côté de la plaque d’essaim avec des gants propres.</li>
	<li>Sélectionnez le mode d’imagerie du gel ; exposer la plaque d’essaim à la lumière blanche; et ajustez la distance focale pour donner la vue la plus claire des essaims. REMARQUE: Utilisez la même distance focale pour toutes les plaques d’un lot donné.</li>
	<li>Améliorez la luminosité des essaims pour une observation claire en ajustant le temps d’exposition à 300 ms. Ajustez le seuil pour minimiser les interférences de la lumière de fond. REMARQUE: Le seuil est ajusté sur l’interface de fonctionnement du système d’imagerie par gel. Augmenter les valeurs sur la gauche pour minimiser les interférences de la lumière de fond; diminuer les valeurs à droite pour améliorer la luminosité des essaims. Dans ce protocole, la région se situe généralement entre 6 000 et 50 000.</li>
	<li>Enregistrez le fichier image pour une analyse plus approfondie. Enregistrez le temps d’imagerie, le type d’inducteur, l’orientation du gradient et les déformations dans un fichier .txt .</li>
</ol>5. Quantifiez la zone de l’essaim à l’aide du logiciel ImageJ
<ol><li>Importez le fichier image acquis à l’aide du système d’imagerie par gel.</li>
	<li>Définissez la barre d’échelle à l’aide du logiciel ImageJ et appliquez-la à toutes les images.<ol>
<li>Créez un segment de ligne marquant la longueur du tableau en cliquant sur l’outil de ligne.</li>
		<li>Cliquez sur Analyser | Définissez l’échelle pour ouvrir la fenêtre Définir l’échelle .</li>
		<li>Tapez la longueur réelle dans Distance connue et Unité de longueur. REMARQUE: Étant donné que des boîtes de Petri carrées de 13 x 13 cm ont été utilisées dans ce travail, la longueur réelle est « 130 » et l’unité de longueur est « mm ».</li>
		<li>Cochez la case Global .</li>
		<li>Insérez une barre d’échelle en cliquant sur Analyser | Outils | Barre d’échelle, tapez Largeur en mm, Hauteur en pixels, Taille de police, puis sélectionnez Couleur, Arrière-plan et Emplacement dans le menu déroulant. Vous pouvez également choisir Texte en gras, Masquer le texte, Serif Font et Superposition en cochant les cases. REMARQUE: Le choix de ces paramètres est déterminé par les utilisateurs et les propriétés des images. Dans ce protocole, la largeur en mm a été définie sur 25, la hauteur en pixels sur 20, la taille de la police sur 80 et la barre d’échelle a été placée dans le coin inférieur droit en sélectionnant Emplacement | En bas à droite. D’autres paramètres peuvent être choisis par l’utilisateur.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Cliquez sur | de processus Ombres pour améliorer la netteté de l’image, en particulier les limites (Figure supplémentaire S2A). Cliquez sur | de processus Batch pour traiter les images. REMARQUE : Le but de cette étape est de fournir une démarcation des limites plus précise.<ol>
<li>Traitez une image comme référence en cliquant sur Traiter | Ombres | Sud.</li>
		<li>Cliquez sur | de processus | par lots Macro pour ouvrir la fenêtre Traitement par lots . Recherchez les commandes suivantes affichées dans la fenêtre : run(« Sud »); run(« Enregistrer »); fermer();</li>
		<li>Tapez l’adresse du dossier des images d’origine et l’adresse du fichier de sortie en cliquant sur Processus dans la fenêtre Traitement par lots . REMARQUE: Il est recommandé d’exporter des images avec des ombres vers un autre dossier et de conserver une copie des images d’origine.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Utilisez l’outil Baguette (tracé) pour sélectionner les essaims individuellement et ajuster la tolérance (double-cliquez sur l’outil Baguette (tracé)) jusqu’à ce que la ligne générée s’adapte correctement à la limite de l’essaim (Figure supplémentaire S2B). REMARQUE: Tout d’abord, cliquez sur l’outil Wand (traçage) et sélectionnez un essaim sur une image. Si les limites n’ont pas été représentées correctement, double-cliquez sur l’outil Baguette (tracé) pour ouvrir les fenêtres de l’outil Baguette , où la tolérance peut être ajustée.</li>
	<li>Cliquez sur Analyser | Mesure pour exporter la valeur de la surface.</li>
	<li>Répétez les étapes 5.1.1 à 5.1.5 jusqu’à ce que tous les essaims soient mesurés, enregistrez les résultats dans un fichier .csv pour une analyse plus approfondie.</li>
</ol>

<ol><li>Morales-Soto, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation%2C+imaging%2C+and+quantification+of+bacterial+surface+motility+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Preparation, imaging, and quantification of bacterial surface motility assays.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (98), e52338(2015).</li>
<li>Kaiser, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+swarming%3A+a+re-examination+of+cell-movement+patterns%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Bacterial swarming: a re-examination of cell-movement patterns.</a> Current Biology. 17 (14), 561-570 (2007).</li>
<li>Mattingly, A. E., Kamatkar, N. G., Morales-Soto, N., Borlee, B. R., Shrout, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+environmental+factors+influence+the+importance+of+the+phosphodiesterase+DipA+upon+Pseudomonas+aeruginosa+swarming%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Multiple environmental factors influence the importance of the phosphodiesterase DipA upon Pseudomonas aeruginosa swarming.</a> Applied and Environmental Microbiology. 84 (7), 02847(2018).</li>
<li>Venieraki, A., Tsalgatidou, P. C., Georgakopoulos, D. G., Dimou, M., Katinakis, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swarming+motility+in+plant-associated+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Hellenic+Plant+Protection+Journal%22%5BJournal%5D)">Swarming motility in plant-associated bacteria.</a> Hellenic Plant Protection Journal. 9 (1), 16-27 (2016).</li>
<li>Jones, H. E., Park, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+medium+composition+on+the+growth+and+swarming+of+Proteus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+General+Microbiology%22%5BJournal%5D)">The influence of medium composition on the growth and swarming of Proteus.</a> Journal of General Microbiology. 47 (3), 369-378 (1967).</li>
<li>Su, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+the+viscosity+of+healthy+and+diseased+human+mucins+on+the+motility+of+Helicobacter+pylori%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+reports%22%5BJournal%5D)">Influence of the viscosity of healthy and diseased human mucins on the motility of Helicobacter pylori.</a> Scientific reports. 8 (1), 9710(2018).</li>
<li>Kearns, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+field+guide+to+bacterial+swarming+motility%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews.+Microbiology%22%5BJournal%5D)">A field guide to bacterial swarming motility.</a> Nature Reviews. Microbiology. 8 (9), 634-644 (2010).</li>
<li>Funfhaus, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swarming+motility+and+biofilm+formation+of+Paenibacillus+larvae%2C+the+etiological+agent+of+American+Foulbrood+of+honey+bees+%28Apis+mellifera%29%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Swarming motility and biofilm formation of Paenibacillus larvae, the etiological agent of American Foulbrood of honey bees (Apis mellifera).</a> Scientific Reports. 8 (1), 8840(2018).</li>
<li>Armbruster, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Testing+the+ability+of+compounds+to+induce+swarming%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Testing the ability of compounds to induce swarming.</a> Methods in Molecular Biology. 2021, 27-34 (2019).</li>
<li>Julkowska, D., Obuchowski, M., Holland, I. B., Seror, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+analysis+of+the+development+of+swarming+communities+of+Bacillus+subtilis+168+and+a+natural+wild+type%3A+critical+effects+of+surfactin+and+the+composition+of+the+medium%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bacteriology%22%5BJournal%5D)">Comparative analysis of the development of swarming communities of Bacillus subtilis 168 and a natural wild type: critical effects of surfactin and the composition of the medium.</a> Journal of Bacteriology. 187 (1), 65-76 (2005).</li>
<li>Ingham, C. J., Ben Jacob, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swarming+and+complex+pattern+formation+in+Paenibacillus+vortex+studied+by+imaging+and+tracking+cells%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Swarming and complex pattern formation in Paenibacillus vortex studied by imaging and tracking cells.</a> BMC Microbiology. 8, 36(2008).</li>
<li>Shimada, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dependence+of+local+cell+density+on+concentric+ring+colony+formation+by+bacterial+species+Bacillus+subtilis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Physical+Society+of+Japan%22%5BJournal%5D)">Dependence of local cell density on concentric ring colony formation by bacterial species Bacillus subtilis.</a> Journal of the Physical Society of Japan. 73 (4), 1082-1089 (2004).</li>
<li>Brahmachari, P. V., et al. Quorum sensing regulated swarming motility and migratory behavior in bacteria. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBrahmachari%2C+PV+%22Implication+of+quorum+sensing+system+in+biofilm+formation+and+virulence%22">Implication of quorum sensing system in biofilm formation and virulence</a>. Brahmachari, P. V., et al. , Springer. Singapore. 49-66 (2018).</li>
<li>Lindum, P. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((N-Acyl-L-homoserine+lactone+autoinducers+control+production+of+an+extracellular+lipopeptide+biosurfactant+required+for+swarming+motility+of+Serratia+liquefaciens+MG1%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bacteriology%22%5BJournal%5D)">N-Acyl-L-homoserine lactone autoinducers control production of an extracellular lipopeptide biosurfactant required for swarming motility of Serratia liquefaciens MG1.</a> Journal of Bacteriology. 180 (23), 6384-6388 (1998).</li>
<li>Wang, W. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+swarming+and+virulence+factor+expression+in+Proteus+mirabilis+by+resveratrol%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Inhibition of swarming and virulence factor expression in Proteus mirabilis by resveratrol.</a> Journal of Medical Microbiology. 55, Pt 10 1313-1321 (2006).</li>
<li>Zahringer, F., Massa, C., Schirmer, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+enzymatic+production+of+the+bacterial+second+messenger+c-di-GMP+by+the+diguanylate+cyclase+YdeH+from+E.+coli%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Biochemistry+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Efficient enzymatic production of the bacterial second messenger c-di-GMP by the diguanylate cyclase YdeH from E. coli.</a> Applied Biochemistry and Biotechnology. 163 (1), 71-79 (2011).</li>
<li>Kuchma, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclic+di-GMP-mediated+repression+of+swarming+motility+by+Pseudomonas+aeruginosa+PA14+requires+the+MotAB+stator%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bacteriology%22%5BJournal%5D)">Cyclic di-GMP-mediated repression of swarming motility by Pseudomonas aeruginosa PA14 requires the MotAB stator.</a> Journal of Bacteriology. 197 (3), 420-430 (2015).</li>
<li>Heering, J., Alvarado, A., Ringgaard, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+cellular+differentiation+and+single+cell+imaging+of+Vibrio+parahaemolyticus+swimmer+and+swarmer+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Induction of cellular differentiation and single cell imaging of Vibrio parahaemolyticus swimmer and swarmer cells.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (123), e55842(2017).</li>
<li>Bru, J. L., Siryaporn, A., Høyland-Kroghsbo, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-lapse+imaging+of+bacterial+swarms+and+the+collective+stress+response%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Time-lapse imaging of bacterial swarms and the collective stress response.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (159), e60915(2020).</li>
<li>Hölscher, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+spatial+segregation+in+surface+colonizing+microbial+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Monitoring spatial segregation in surface colonizing microbial populations.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (116), e54752(2016).</li>
<li>Yeung, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swarming+of+Pseudomonas+aeruginosa+is+controlled+by+a+broad+spectrum+of+transcriptional+regulators%2C+including+MetR%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bacteriology%22%5BJournal%5D)">Swarming of Pseudomonas aeruginosa is controlled by a broad spectrum of transcriptional regulators, including MetR.</a> Journal of Bacteriology. 191 (18), 5592-5602 (2009).</li>
<li>Delprato, A. M., Samadani, A., Kudrolli, A., Tsimring, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swarming+ring+patterns+in+bacterial+colonies+exposed+to+ultraviolet+radiation%5BTitle%5D)+AND+%22Physical+Review+Letters%22%5BJournal%5D)">Swarming ring patterns in bacterial colonies exposed to ultraviolet radiation.</a> Physical Review Letters. 87 (15), 158102(2001).</li>
<li>Araujo Neto, L. A., Pereira, T. M., Silva, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+behavior%2C+growth%2C+and+swarming+formation+of+Escherichia+coli+and+Staphylococcus+aureus+in+culture+medium+modified+with+silver+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22Microbial+Pathogenesis%22%5BJournal%5D)">Evaluation of behavior, growth, and swarming formation of Escherichia coli and Staphylococcus aureus in culture medium modified with silver nanoparticles.</a> Microbial Pathogenesis. 149, 104480(2020).</li>
<li>Kearns, D. B., Losick, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swarming+motility+in+undomesticated+Bacillus+subtilis%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Swarming motility in undomesticated Bacillus subtilis.</a> Molecular Microbiology. 49 (3), 581-590 (2003).</li>
<li>Kearns, D. B., Chu, F., Rudner, R., Losick, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genes+governing+swarming+in+Bacillus+subtilis+and+evidence+for+a+phase+variation+mechanism+controlling+surface+motility%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Genes governing swarming in Bacillus subtilis and evidence for a phase variation mechanism controlling surface motility.</a> Molecular Microbiology. 52 (2), 357-369 (2004).</li>
<li>Wang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coordination+of+swarming+motility%2C+biosurfactant+synthesis%2C+and+biofilm+matrix+exopolysaccharide+production+in+Pseudomonas+aeruginosa%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Coordination of swarming motility, biosurfactant synthesis, and biofilm matrix exopolysaccharide production in Pseudomonas aeruginosa.</a> Applied and Environmental Microbiology. 80 (21), 6724-6732 (2014).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

L’étude de la motilité de l’essaimage bactérien sur les plaques de gradient semi-solides peut être une tâche difficile18,19,20, car elle implique de multiples facteurs tels que la viscosité du substrat, l’humidité et les composants du milieu. Parmi ces facteurs, la concentration de gélose joue un rôle décisif dans la détermination de la réversion microbienne vers la motilité de nage ou d’essaimage. Au fur et à mesure que la conc...

La motilité d’essaimage bactérien fait référence à la migration collective de cellules bactériennes à travers la surface d’une substance. Outre les plaques de gélose semi-solides spécialement préparées en laboratoire1, ce phénotype est également observé sur certains substrats mous tels que les tissus animaux2, les surfaces hydratées3 et les racines végétales4. Alors qu’une surface semi-solide est considérée comme l’une des conditions fondamentales de l’essaimage bactérien, certaines espèces ont également besoin d’un milieu riche en énergie pour soutenir leur motilité d’essaimage5. La rotation des flagelles alimente à la fois la nage et l’essaimage, la nage de motilité décrit la motilité unicellulaire dans un environnement liquide, tandis que l’essaimage est le mouvement synchrone d’une population microbienne sur des surfaces semi-solides.
La viscosité du substrat influence la motilité bactérienne; des études sur des microbes pathogènes, tels que Helicobacter pylori, ont montré que la motilité de l’agent pathogène change en fonction de la viscosité de la couche de mucine, qui est influencée par l’acidification environnementale chez l’hôte humain6. Pour reproduire ces environnements, des études antérieures utilisant une concentration de gélose supérieure à 0,3% (p / v) limitent la motilité de nage bactérienne pour effectuer un déplacement progressif vers l’essaimage de surface. L’utilisation d’une concentration de gélose supérieure à 1 % (p/v) empêche la motilité d’essaimage de nombreuses espèces7. Les motifs de colonie formés à la surface sont divers, y compris mat8 sans caractéristiques, œil de taureau9, dendrites10 et vortex11.
Bien que la pertinence de ces modèles reste incertaine, ces modèles semblent dépendre d’indices environnementaux et chimiques12. Les indices environnementaux couvrent différents aspects, y compris la température, la salinité, la lumière et le pH, tandis que les indices chimiques comprennent la présence de molécules microbiennes de détection du quorum, de sous-produits biochimiques et de nutriments. Les molécules de signalisation de détection de quorum auto-inducteurs telles que l’AHL (N-hexanoyl-L homosérine lactone) peuvent avoir un impact sur l’essaimage de surface en régulant la production de tensioactif13,14. Le resvératrol, un composé phytoalexine, pourrait limiter la motilité de l’essaimage bactérien15.
Dans le présent travail, nous étudions l’effet des concentrations de gradient de resvératrol sur la souche Escherichia coli K12 de type sauvage et étudions la motilité d’essaimage inductible à l’arabinose des espèces E. coli K12-YdeH et Pseudomonas aeruginosa PAO1-YdeH. La production de l’enzyme YdeH est induite par l’arabinose via le promoteur araBAD, ce qui entraîne une perturbation cellulaire c-di-GMP et affecte la motilité de l’essaimage bactérien16,17. Ce comportement d’essaimage inductible est étudié à l’aide de plaques d’essaim à gradient arabinose avec des souches E. coli K12-YdeH et P. aeruginosa PAO1-YdeH.
Les plaques d’essaim gradient sont préparées en solidifiant successivement un milieu à double couche (Figure 1B). La couche inférieure comprend le milieu ajouté avec l’inducteur, versé sur un côté d’une boîte de Petri soutenue. Lors de la solidification de la couche inférieure, la boîte de Petri est renvoyée sur une surface plane, où la couche supérieure contenant le milieu sans inducteur est ajoutée de l’autre côté de la plaque. Une fois les plaques d’essaim complètement solidifiées, des puits de rétention disposés isométriquement sont produits en forant des trous sur les plaques d’essaim suivant une disposition fixe (figure 1C) ou en imprimant les puits à l’aide d’un modèle imprimé en 3D du couvercle de la plaque contenant des chevilles pendant le processus de durcissement du milieu (figure supplémentaire S1). Un système d’imagerie sur gel est utilisé pour capturer les morphologies d’essaimage à différents moments (Figure 2). L’analyse de l’essaimage de surface à l’aide du logiciel ImageJ (figure supplémentaire S2) fournit des résultats quantitatifs du processus d’essaimage de surface (figure 3).
Ainsi, nous proposons une méthode simple pour tester la motilité de l’essaimage de surface dans une plage de concentration d’inducteurs. Cette méthode peut être utilisée pour tester les réponses de concentration multiples d’autres inducteurs en mélangeant l’inducteur dans le milieu de la couche inférieure et peut être appliquée à d’autres espèces mobiles (par exemple, Bacillus subtilis, Salmonella enterica, Proteus mirabilis, Yersinia enterocolitica). Cette approche pourrait fournir des résultats qualitatifs et quantitatifs fiables pour le criblage d’un seul inducteur chimique, et des plaques séparées pourraient être utilisées pour évaluer davantage d’inducteurs chimiques.

<table><tbody><tr><td>Agar</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>V900500</td><td>500 g</td></tr><tr><td>Ampicilline</td><td>Solarbio</td><td>A8180</td><td>25 g, &ge ; 85 % (GC)</td></tr><tr><td>Tube à centrifuger</td><td>Corning</td><td>430790</td><td>15 mL</td></tr><tr><td>Flacon cryogénique</td><td>Corning</td><td>430488</td><td>2 mL</td></tr><tr><td>Dimethyl sulfoxyde (DMSO)</td><td>Aladdin</td><td>D103272</td><td>AR, > 99 % (GC)</td></tr><tr><td>L(+)-Arabinose</td><td>Aladdin</td><td>A106195</td><td>98 % (GC), 500 g</td></tr><tr><td>Boîtes de Pétri</td><td>Bkman</td><td>B-SLPYM90-15</td><td>Boîtes de Pétri en plastique, circulaires, 90 mm x 15 mm</td></tr><tr><td>Resvératrol</td><td>Aladdin</td><td>R107315</td><td>99 % (GC), 25 g</td></tr><tr><td>Chlorure de sodium</td><td>Macklin</td><td>S805275</td><td>AR, 99,5 % (GC), 500 g</td></tr><tr><td>Boîtes de Pétri carrées</td><td>Bkman</td><td>B-SLPYM130F</td><td>Boîtes de Pétri en plastique, carrées, 13 mm x 13 mm</td></tr><tr><td>Tryptone</td><td>Thermo Scientific Oxoid</td><td>LP0042</td><td>500 g</td></tr><tr><td>Extrait de levure</td><td>Thermo Scientific Oxoid</td><td>LP0021</td><td>500 g</td></tr><tr><td>Equipments</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Incubateur biochimique</td><td>Blue pard</td><td>LRH-70</td><td></td></tr><tr><td>Tanon 5200système multi-imagerie</td><td>Tanon</td><td>5200CE</td><td></td></tr><tr><td>Eau thermostatique bain</td><td>Jinghong</td><td>DK-S28</td><td></td></tr></tbody></table>

quantification de la motilité de l’essaimage de surface bactérienne sur les plaques de gradient inducteur

Quantifying Bacterial Surface Swarming Motility on Inducer Gradient Plates

La motilité d’essaimage bactérien est un phénotype microbiologique commun que les communautés bactériennes utilisent pour migrer sur les surfaces semi-solides. Dans les études de la motilité d’essaimage induite, la concentration spécifique d’un inducteur peut ne pas être en mesure de signaler des événements se produisant dans la plage de concentration optimale pour obtenir les réponses souhaitées d’une espèce. Les plaques semi-solides contenant plusieurs concentrations sont couramment utilisées pour étudier la réponse dans une plage de concentration d’inducteur. Cependant, les plaques semi-solides séparées augmentent les variations de viscosité moyenne et de teneur en humidité à l’intérieur de chaque plaque en raison du temps de solidification non uniforme.
Cet article décrit une méthode en une étape pour tester simultanément la motilité de l’essaimage de surface sur une seule plaque de gradient, où les puits d’essai disposés isométriquement permettent l’acquisition simultanée de réponses multiconcentrations. Dans les présents travaux, l’essaimage de surface d’Escherichia coli K12 et de Pseudomonas aeruginosa PAO1 a été évalué en réponse à un gradient de concentration d’inducteurs tels que le resvératrol et l’arabinose. Périodiquement, les morphologies de l’essaim ont été imagées à l’aide d’un système d’imagerie pour capturer l’ensemble du processus d’essaimage de surface.
La mesure quantitative des morphologies de l’essaim a été acquise à l’aide du logiciel ImageJ, fournissant des informations analysables sur la zone de l’essaim. Cet article présente une méthode simple de plaque d’essaim à gradient qui fournit des informations qualitatives et quantitatives sur les effets des inducteurs sur l’essaimage de surface, qui peut être étendue pour étudier les effets d’autres inducteurs sur un plus large éventail d’espèces bactériennes mobiles.

Le flux de travail consistant en la préparation de plaques d’essaim de gradient, l’inoculation et l’incubation est illustré à la figure 1B. Pour générer des plaques de nage en dégradé, le milieu de la couche inférieure est versé dans des plats appuyés à environ 4,3 ° du plan horizontal (figure supplémentaire S3), puis verse le milieu de la couche supérieure une fois la couche inférieure complètement solidifiée. La composition du milieu à double couche est présentée dans <str...

Ici, nous décrivons l’utilisation de plaques de gradient inducteur pour évaluer la motilité de l’essaimage bactérien tout en obtenant simultanément plusieurs réponses de concentration.

Quantification de la motilité de l’essaimage de surface bactérienne sur les plaques de gradient inducteur

Bacterial swarming motility is a common microbiological phenotype that bacterial communities use to migrate over semisolid surfaces. In investigations of ...

Le protocole suit simultanément les réponses d’essaimage bactérien à différentes concentrations d’inducteurs sur une gélose semi-solide. Ceci est réalisé de manière rentable. Cette technique de criblage à haut débit annule le besoin d’une gélose avec diverses concentrations inductrices pour observer les réponses microchimiotactiques.La technique est conçue pour le dépistage de drogues et aussi pour observer les réponses SD micropathogènes. En outre, il peut être utilisé pour étudier les microréponses à divers indices biochimiques chez l’hôte humain. Cette méthode peut fournir un aperçu de la chimiotaxie bactérienne.Les bactéries réagiront à diverses concentrations d’attractifs chimiques connus sous le nom de chimiotaxie positive ou de répulsifs chimiques connus sous le nom de chimiotaxie négative. Une configuration soigneusement préparée est essentielle pour éviter les variations entre l’angle de gel de la couche inférieure afin d’éviter le problème de reproductibilité. Pour commencer, étiquetez des boîtes de Petri carrées de 13 par 13 centimètres avec des taches et des noms d’inducteurs.Ensuite, soutenez la vaisselle sur le bord des couvercles. Ajouter la solution d’arabinose au milieu de la couche inférieure chaude. Ajouter 40 millilitres de milieu de couche inférieure chaud.Laissez le milieu de la couche inférieure durcir à découvert pendant une heure à l’intérieur d’une hotte à écoulement laminaire sans être dérangé. Une fois la couche inférieure complètement solidifiée, retirez les couvercles et posez les boîtes de Petri à l’intérieur d’une hotte à écoulement laminaire. Ajouter 40 millilitres de milieu chaud de la couche supérieure à l’aide d’un filtre à pipette motorisé.Durcissez les plaques à double couche couvertes et non perturbées pendant une heure, puis conservez-les à quatre degrés Celsius pendant 24 heures. Placez le papier A4 marqué sous une plaque dégradée bien solidifiée. Poussez le côté plus large d’une pointe de pipette de 100 microlitres dans la surface du milieu semi-solide à la position marquée et appuyez sur la pointe de la pipette jusqu’à ce qu’elle atteigne le bas du milieu de la couche supérieure.Lorsque la pointe touche le fond, arrêtez d’appliquer une force verticale sur la pointe et faites pivoter doucement la pointe pour isoler le contenu du puits cylindrique. Déplacez horizontalement l’embout de la pipette le long d’une petite distance pour permettre à l’air de circuler dans l’endroit étroit mis de côté. Appuyez sur la pointe avec l’index pour bloquer le flux de gaz à l’intérieur de la pointe.Retirez la pointe verticalement, en gardant le contenu du puits dans la pointe tout en la retirant. Ajoutez 80 microlitres de la culture de croissance du jour au lendemain dans chaque puits. Sortez les plaques d’essaim de l’incubateur une à la fois toutes les 12 heures et placez-les dans le système d’imagerie en gel.Sélectionnez le mode d’imagerie sur gel, exposez la plaque d’essaim à la lumière blanche et ajustez la distance focale pour obtenir une vue claire des essaims. Améliorez la luminosité des essaims pour une observation précise en ajustant le temps d’exposition à 300 millisecondes. Ajustez le seuil pour minimiser les interférences de la lumière de fond.Enregistrez le fichier image pour une analyse plus approfondie. Enregistrez le temps d’imagerie, le type d’inducteur, l’orientation du gradient et les déformations dans un fichier txt. Cliquez sur Processus, puis sur Ombres pour améliorer la netteté de l’image.Cliquez sur Processus suivi de Batch pour traiter l’image. Ensuite, traitez une image comme référence en cliquant sur Processus, Ombres et Sud. Cliquez sur Processus, Lot, Macro pour ouvrir la fenêtre Traitement par lots.Recherchez les commandes affichées dans la fenêtre. Tapez l’adresse du dossier des images d’origine dans l’adresse du fichier de sortie en cliquant sur Processus dans la fenêtre Traitement par lots. Utilisez l’outil de traçage de baguette pour sélectionner les essaims individuellement et double-cliquez sur l’outil de traçage de baguette pour ajuster la tolérance jusqu’à ce que la ligne générée s’adapte correctement à la limite de l’essaim.Cliquez sur Analyser, puis sur Mesurer pour exporter la valeur de la zone. E. coli K12 YdeH a été testé sur des plaques de gradient arabinose utilisées pour démontrer le processus d’essaimage de surface avec chevauchement se produisant entre les puits adjacents. Une plaque avec trois puits d’essai a permis la formation de limites qui ne se chevauchaient pas.La motilité d’essaimage de P.aeruginosa PAO1 YdeH a été favorisée par une augmentation de la concentration d’arabinose à partir de la concentration la plus faible, mais progressivement limitée avec des concentrations plus élevées d’arabinose. Les souches de type sauvage E. coli K12 testées sur des plaques de gradient de resvératrol dans la plage de concentration de zéro à 400 microlitres ont montré une restriction modeste de la motilité d’essaimage avec une concentration croissante de resvératrol. Les zones d’essaim ont été quantifiées par le logiciel ImageJ.La courbe d’essaimage affichait les multiples réponses de concentration. La partie la plus cruciale de cette procédure consiste à fabriquer une plaque d’essaim à double couche avec une plage de concentration spécifique d’inducteurs. Cette méthode permet aux chercheurs d’étudier l’essaimage de surface induit dans une plage de concentration spécifique et de quantifier les effets d’autres inducteurs et composants sur l’essaimage.

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Research

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JoVE Journal

Biochemistry

Biochimie

Ce protocole décrit le développement d'un dispositif microfluidique pour étudier la chimiotaxie bactérienne dans des gradients de concentration stable de chemoeffectors.

Un dispositif microfluidique pour quantifier chimiotactisme des bactéries dans des gradients de concentration stable

Source : Heering, J., et al. Induction de la différenciation cellulaire et imagerie unicellulaire des cellules nageuses et de l’essaim de Vibrio parahaemolyticus . J. Vis. Exp. (2017)Cette vidéo montre l’induction de la différenciation des cellules d’essaim chez Vibrio parahaemolyticus à l’aide d’un milieu gélosé spécialement préparé. En manipulant les signaux environnementaux tels que l’épuisement en fer, la supplémentation en calcium et le contact de surface, les bactéries sont stimulées pour...

Induction de la différenciation de Vibrio parahaemolyticus en cellules d’essaim

Source : Morales-Soto, N. et al., Préparation, imagerie et quantification des essais de motilité de surface bactérienne. J. Vis. Exp. (2015)Cette vidéo montre un test d’essaimage utilisant des bactéries qui expriment une protéine fluorescente verte pour observer la motilité de surface sur la gélose molle. L’imagerie en accéléré capture l’expansion coordonnée et la formation de vrilles, mettant en évidence la motilité de surface bactérienne.

Essai d’essaimage pour la visualisation de la motilité de surface bactérienne

Source : Guo, S., et al. Quantification de la motilité d’essaimage de surface bactérienne sur des plaques de gradient d’inducteur. J. Vis. Exp. (2022).Cette vidéo montre l’utilisation d’une plaque d’essaim à gradient à double couche pour étudier le comportement de l’essaimage bactérien sous différentes concentrations d’inhibiteurs. Une plaque avec un inhibiteur formant un gradient dans la couche inférieure est inoculée avec des bactéries et incubée. Des images sont capturées à intervalles...

Évaluation de l’essaimage bactérien à l’aide d’une plaque inhibitrice de gradient

Source : Scheidweiler, D., et al. Combiner des dispositifs fluidiques avec la microscopie et la cytométrie en flux pour étudier le transport microbien dans des milieux poreux à l’échelle spatiale. J. Vis. Exp. (2020).Cette vidéo démontre l’utilisation d’un dispositif microfluidique pour quantifier la motilité bactérienne via une matrice poreuse composée de piliers disposés aléatoirement. Des bactéries marquées par fluorescence sont introduites dans l’appareil, imagées au microscope au fur et à...

Évaluation de la motilité bactérienne à l’aide d’un dispositif microfluidique

La motilité de l’essaimage est influencée par des facteurs physiques et environnementaux. Nous décrivons un protocole en deux phases et des lignes directrices pour contourner les défis généralement associés à la préparation des essais en essaim et à la collecte de données. Une technique d’imagerie macroscopique est utilisée pour obtenir des informations détaillées sur le comportement de l’essaim qui ne sont pas fournies par les techniques d’analyse actuelles.

Préparation, imagerie, et la quantification de la surface bactérienne motilité dosages

Le rôle de l'assortiment (ségrégation spatiale) dans les scénarios d'évolution peut être examinée à l'aide des systèmes microbiens simples en laboratoire qui permettent le réglage de la distribution spatiale contrôlée. En modifiant la densité cellulaire fondateur, différents niveaux d' assortiment peuvent être visualisées en utilisant des souches bactériennes marquées par fluorescence dans les biofilms de colonies de Bacillus subtilis.

Surveillance spatiale Ségrégation en surface Colonizing populations microbiennes

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Induction de la différenciation cellulaire et de l&#39;imagerie cellulaire unique<emVibrio parahaemolyticus</em&gt; Swimmer and Swarmer Cells

Nous détaillons une méthode simple pour produire des films à time-lapse haute résolution d’essaims pseudomonas aeruginosa qui répondent à la bactériophage (phage) et au stress antibiotique à l’aide d’un scanner de documents à plat. Cette procédure est une méthode rapide et simple pour surveiller la dynamique des essaims et peut être adaptée pour étudier la motilité et la croissance d’autres espèces bactériennes.

Imagerie en accéléré des essaims bactériens et de la réponse collective au stress

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Quantification de la motilité de l’essaimage de surface bactérienne sur les plaques de gradient inducteur

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