Name: Application de la tomographie par cohérence optique à un modèle murin de rétinopathie (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-01-12T14:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 22 s
Description: Découvrez l'application de la tomographie par cohérence optique pour diagnostiquer la rétinopathie chez la souris. Cette technique d'imagerie non invasive permet des mesures quantitatives de l'épaisseur rétinienne et l'identification des lésions en temps réel.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Source du projet : Fondation des sciences naturelles de la province du Guangdong (2018A0303130306). Les auteurs tiennent à remercier le Laboratoire de recherche en ophtalmologie, le Centre international de l’œil conjoint Shantou de l’Université de Shantou et l’Université chinoise de Hong Kong pour le financement et le matériel.

Les opérations ont été effectuées à la suite de la Déclaration sur l’utilisation des animaux dans la recherche en ophtalmologie et en vision de l’Association for Research in Vision and Ophthalmology. La conception expérimentale a été approuvée par le comité institutionnel d’éthique animale (comité d’éthique médicale du JSIEC, EC 20171213(4)-P01). Des souris C57BL / 6J âgées de deux mois et des souris knockout Vldlr ont été utilisées dans cette étude. Il y avait 7 souris dans chaque groupe, toutes femelles et pesant de 20 g à 24 g.
1. Conditions expérimentales
<ol><li>Assignez les souris à deux groupes: un groupe expérimental composé de souris knockout Vldlr et un groupe témoin composé de souris C57BL / 6J.</li>
	<li>Nourrissez les souris avec de la nourriture et de l’eau de manière conventionnelle.</li>
	<li>Élever les souris dans le laboratoire animalier dans des conditions stables de température ambiante (22 °C), d’humidité (50-60%), de cycle lumière-obscurité (12 h-12 h) et d’intensité lumineuse ambiante (350-400 lux).</li>
	<li>Préparer l’équipement expérimental : tomographie par cohérence optique avec ophtalmoscope laser à balayage confocal (cSLO) pour petits animaux (Figure 1A).</li>
	<li>Préparer tout le matériel nécessaire à l’expérience (Figure 1B) et peser les souris (Figure 1C).</li>
</ol>2. Dossiers d’information
<ol><li>Notez les informations : groupe, code, date de naissance, âge, sexe, poids et dosage anesthésique.</li>
</ol>3. Démarrage et test de l’instrument
<ol><li>Allumez l’ordinateur et démarrez le logiciel.</li>
	<li>Cliquez sur le bouton Programme de test pour terminer le programme de test.</li>
	<li>Allumez le thermostat et préchauffez-le à une température de 37 °C.</li>
	<li>Démarrez la procédure du module OPO après le test du programme.</li>
	<li>Créez un nouvel objet et remplissez les informations de la souris.</li>
	<li>Préchauffez la couverture électrique et couvrez-la de serviettes chirurgicales.</li>
</ol>4. Anesthésie
<ol><li>Utilisez une poudre anesthésique lyophilisée contenant de la tiletamine et du zolazépam pour préparer le mélange anesthésique. REMARQUE: Suivez les recommandations du comité local d’éthique animale pour le choix, la posologie et la voie d’administration de l’anesthésie. Anesthésiez l’animal avec un anesthésique qui procurera une immobilité et une perte de perception de la douleur pendant au moins 1 heure, après quoi l’animal récupère rapidement. La posologie doit être basée sur la durée de l’expérience, le poids de l’animal et d’autres facteurs.</li>
	<li>Anesthésiez l’animal à l’aide du mélange anesthésique préparé. Assurez-vous de garder l’animal au chaud pendant toute la procédure jusqu’à sa récupération.</li>
</ol>5. Application de gouttes mydriatiques
<ol><li>Obtenez une retenue manuelle de la souris par la peau, faites légèrement saillir le globe oculaire et faites pivoter la tête de la souris avec un œil tourné vers le haut.</li>
	<li>Appliquer les gouttes mydriatiques pour dilater les pupilles (Figure 2A).</li>
	<li>Vérifiez la dilatation de la pupille après 10 min.</li>
</ol>6. Placement de la souris
<ol><li>Placez une souris sur une plate-forme de couverture électrique.</li>
	<li>Enduisez les deux yeux de gel médical d’hyaluronate de sodium (figure 2B).</li>
	<li>Vissez une lentille double sphérique 60D (objectif préréglé) sur le dispositif cSLO (Figure 1A-5, 6).</li>
	<li>Placer une lentille de contact 100 D sur la cornée de la souris, la face concave touchant le gel d’hyaluronate de sodium sur la surface cornéenne (Figure 2C, D et Figure 3A-II).</li>
	<li>Placez la souris sur la petite plate-forme animale à température constante et gardez l’œil à une distance de 1 à 2 mm de la lentille du dispositif cSLO (Figure 3A).</li>
	<li>Ajustez l’angle de la lentille de contact avec une pince pour maintenir la pupille au centre de la lentille.</li>
	<li>Ajustez les ajustements de la tête pour que l’œil soit droit devant.</li>
</ol>7. Ophtalmoscope laser confocale à balayage (cSLO)
<ol><li>Cliquez sur le bouton OPO , choisissez le module de souris et démarrez le programme cSLO (Figure 4B).</li>
	<li>Sélectionnez le mode IR (source lumineuse : lumière rouge) et réglez le paramètre (plage : 2047, Figure 4D).</li>
	<li>Sélectionnez l’œil à examiner (œil droit : figure 4C-1; œil gauche : figure 4C-2). </li>
	<li>Contrôlez le levier et déplacez lentement la lentille préréglée vers la lentille de contact.</li>
	<li>Ajustez la valeur dioptrique jusqu’à ce que l’imagerie du pôle postérieur soit dégagée (figure 4E).</li>
	<li>Faites d’autres ajustements pour aligner l’image du pôle postérieur rétinien, en le centrant sur la tête du nerf optique.</li>
</ol>8. Tomographie par cohérence optique (TCO)
<ol><li>Démarrez le programme de l’OPO (Figure 4G).</li>
	<li>Cliquez sur la barre de progression vers le haut et vers le bas jusqu’à ce que l’image de l’OPO s’affiche (Figure 4H).</li>
	<li>Ajuster les paramètres : Plage Min (Figure 4I) = 0-20, Plage Max (Figure 4J) = 40-60.</li>
	<li>Ajustez la distance et la direction de position de l’objectif prédéfinies jusqu’à l’obtention d’une image OCT idéale.</li>
	<li>Sélectionnez la position de numérisation en déplaçant la ligne standard dans le cSLO (Figure 4M).</li>
	<li>Commencez à scanner à partir de la tête du nerf optique.</li>
	<li>Collectez des images dans le même ordre pour chaque œil : ligne horizontale : tête du nerf optique → supérieure → inférieure ; Ligne verticale: tête du nerf optique → nasale → temporel.</li>
	<li>Collectez des images dans quatre directions.</li>
	<li>Cliquez sur Moyenne pour superposer les signaux d’image cSLO et OPO (Figure 4F et Figure 4O).</li>
	<li>Cliquez sur le bouton de prise de vue pour acquérir l’image SLO-OCT (Figure 4P).</li>
	<li>Enregistrez et exportez toutes les images (Figure 4Q, R).</li>
</ol>9. La fin de l’expérience (après l’examen de l’OCT)
<ol><li>Placez la souris sur la couverture chauffante pour la garder au chaud jusqu’à ce qu’elle se réveille. REMARQUE: La souris doit être surveillée jusqu’à ce qu’elle retrouve suffisamment de conscience pour maintenir la position couchée sternale. L’exposition postopératoire à la lumière vive doit être minimisée.</li>
	<li>Retirez la lentille de contact 100 D.</li>
	<li>Appliquez le gel pour les yeux à la lévofloxacine pour protéger la cornée.</li>
	<li>Replacez la souris dans la cage après son réveil. REMARQUE: Assurez-vous que la souris examinée n’est pas retournée à la compagnie d’autres souris jusqu’à ce qu’elle soit complètement rétablie.</li>
	<li>Éteignez le logiciel et éteignez l’ordinateur.</li>
	<li>Nettoyez la lentille de contact 100 D avec de l’eau; Sécher la lentille.</li>
	<li>Nettoyez et désinfectez l’environnement.</li>
</ol>10. Analyse d’images
<ol><li>Comparez les images OCT des souris knockout Vldlr avec celles des souris C57BL/6J.</li>
	<li>Observer plusieurs positions : balayages verticaux et horizontaux passant par la papille optique ; scintigraphies supérieures, inférieures, nasales et temporales; et les scintigraphies anormales du site de réflexion.</li>
	<li>Observez l’épaisseur, la forme, la superposition et les lésions de réflectance anormales de la rétine dans chaque image, ainsi que l’interface vitrée de la rétine et du corps vitré.</li>
	<li>Notez les emplacements, les caractéristiques et le nombre de lésions.</li>
</ol>11. Correction de la stratification rétinienne
<ol><li>Cliquez sur Load Examination (Examiner la charge) dans l’interface de l’OPO (Figure 5A).</li>
	<li>Appelez les images de l’OPO d’une souris à partir d’une fenêtre contextuelle.</li>
	<li>Sélectionner des images : numérisation d’images OCT à travers la papille optique, horizontalement ou verticalement.</li>
	<li>Double-cliquez sur l’image dans le conteneur multimédia pour l’afficher à l’écran (Figure 5C).</li>
	<li>Cliquez sur Détection de couche pour effectuer la superposition automatique sur la rétine (Figure 5D).</li>
	<li>Sélectionnez les lignes de séparation des deux côtés de la couche préparée pour l’analyse (Figure 6D-10).</li>
	<li>Sélectionnez une ligne de séparation distincte (Figure 6B-6) et cliquez sur Modifier le calque (Figure 6A-1) pour activer la ligne lorsqu’un cercle rouge apparaît (Figure 6B-7).</li>
	<li>Ajustez l’espacement (figure 6A-4, p. ex., 50) et la plage limite (figure 6A-5, p. ex., 50).</li>
	<li>Modifier la ligne de démarcation en déplaçant le cercle rouge (comparer la ligne de démarcation verte de la figure 6B et de la figure 6C; La figure 6C montre le résultat modifié).</li>
</ol>12. Épaisseur de la stratification rétinienne
<ol><li>Cliquez sur le bouton Marqueur de mesure (Figure 6D-9).</li>
	<li>Sélectionnez la ligne de séparation de la couche à analyser (p. ex., dans la couche nucléaire externe, sélectionnez la 4eet la 5e lignede division dans la liste) pour afficher la limite de la couche sur l’image de la TCO (figure 6D-10).</li>
	<li>Sélectionnez Connect with Layer (Figure 6D-11) et Stay Connected on Move (Connexion avec la couche) (Figure 6D-12).</li>
	<li>Sélectionnez la zone pour afficher les résultats (la colonne sélectionnée est colorée, Figure 6D-13). </li>
	<li>Cliquez sur la position à analyser sur l’image de l’OPO pour faire apparaître la ligne de mesure (perpendiculaire à l’axe horizontal et cohérente avec la couleur de la zone résultante) (Figure 6D-14).</li>
	<li>Cliquez sur la colonne suivante pour la mesure suivante et affichez les données précédentes (Figure 6E-15).</li>
	<li>Lire la valeur Vert (épaisseur de la position mesurée) dans la ligne Longueur en μm (tissu) (Figure 6E, rectangle rouge).</li>
	<li>Cliquez sur Supprimer le marqueur (Figure 6E-16) et le Nouveau marqueur (Figure 6E-17) pour effectuer un nouveau test afin que les résultats couvrent les données d’origine (si une nouvelle mesure est nécessaire).</li>
	<li>Appuyez sur Print Scr ( Imprimer Scr) sur le clavier pour enregistrer des captures d’écran ou cliquez sur Save Examination (Enregistrer l’examen ) pour enregistrer directement (Figure 5H).</li>
	<li>Entrez les données dans une feuille de calcul ou un logiciel statistique pour l’analyse statistique.</li>
</ol>13. Mesure de l’épaisseur totale de la rétine
<ol><li>Sélectionnez la ligne 1 (ILM, membrane limitante interne, figure 7B) et la ligne 7 (OS-RPE, OS : segments photorécepteurs externes; EPR : couche épithéliale pigmentaire rétinienne, figure 7C) dans la liste dans le coin supérieur droit. REMARQUE: L’épaisseur rétinienne complète signifie l’épaisseur de la couche de neurépithélium rétinien, qui est la rétine entre ILM et OS-RPE sur OCT).</li>
	<li>Mesurer l’épaisseur rétinienne des deux côtés de la papille optique à un intervalle spécifique.<ol><li>Par exemple : à partir de l’aspect de la structure rétinienne au bord de la papille optique, mesurer 4 valeurs avec un espacement de 200 μm de la règle horizontale (Figure 7G, H).</li>
	</ol></li>
	<li>Enregistrez toutes les valeurs mesurées dans une feuille de calcul.</li>
	<li>Utilisez plusieurs tests t (un par ligne) pour comparer les valeurs mesurées de chaque position correspondante dans les deux groupes.</li>
</ol>

<ol><li>Frombach, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serine+protease-mediated+cutaneous+inflammation%3A+characterization+of+an+ex+vivo+skin+model+for+the+assessment+of+dexamethasone-loaded+core+multishell-nanocarriers%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Serine protease-mediated cutaneous inflammation: characterization of an ex vivo skin model for the assessment of dexamethasone-loaded core multishell-nanocarriers.</a> Pharmaceutics. 12 (9), 862(2020).</li>
<li>Osiac, E., Săftoiu, A., Gheonea, D. I., Mandrila, I., Angelescu, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+coherence+tomography+and+Doppler+optical+coherence+tomography+in+the+gastrointestinal+tract%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Optical coherence tomography and Doppler optical coherence tomography in the gastrointestinal tract.</a> Journal of Gastroenterology. 17 (1), 15-20 (2011).</li>
<li>Xiong, Y. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diagnostic+accuracy+of+optical+coherence+tomography+for+bladder+cancer%3A+A+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Photodiagnosis+and+Photodynamic+Therapy%22%5BJournal%5D)">Diagnostic accuracy of optical coherence tomography for bladder cancer: A systematic review and meta-analysis.</a> Photodiagnosis and Photodynamic Therapy. 27, 298-304 (2019).</li>
<li>Andrews, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+coherence+tomography+of+the+aging+kidney%5BTitle%5D)+AND+%22%26+Clinical+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Optical coherence tomography of the aging kidney.</a> & Clinical Transplantation. 14 (6), 617-622 (2016).</li>
<li>Terashima, M., Kaneda, H., Suzuki, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+optical+coherence+tomography+in+coronary+intervention%5BTitle%5D)+AND+%22The+Korean+Journal+of+Internal+Medicine%22%5BJournal%5D)">The role of optical coherence tomography in coronary intervention.</a> The Korean Journal of Internal Medicine. 27 (1), 1-12 (2012).</li>
<li>Avital, Y., Madar, A., Arnon, S., Koifman, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+coronary+calcifications+in+optical+coherence+tomography+imaging+using+deep+learning%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Identification of coronary calcifications in optical coherence tomography imaging using deep learning.</a> Scientific Reports. 11 (1), 11269(2021).</li>
<li>Huang, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+coherence+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Optical coherence tomography.</a> Science. 254 (5035), 1178-1181 (1991).</li>
<li>Tsai, T. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+coherence+tomography+in+gastroenterology%3A+a+review+and+future+outlook%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Optics%22%5BJournal%5D)">Optical coherence tomography in gastroenterology: a review and future outlook.</a> Journal of Biomedical Optics. 22 (12), 1-17 (2017).</li>
<li>Chen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relationship+between+optical+intensity+on+optical+coherence+tomography+and+retinal+ischemia+in+branch+retinal+vein+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Relationship between optical intensity on optical coherence tomography and retinal ischemia in branch retinal vein occlusion.</a> Scientific Reports. 8 (1), 9626(2018).</li>
<li>Chen, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+analysis+of+retinal+layer+optical+intensities+on+three-dimensional+optical+coherence+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Opthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Quantitative analysis of retinal layer optical intensities on three-dimensional optical coherence tomography.</a> Investigative Opthalmology & Visual Science. 54 (10), 6846-6851 (2013).</li>
<li>Cruz-Herranz, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+retinal+changes+with+optical+coherence+tomography+predicts+neuronal+loss+in+experimental+autoimmune+encephalomyelitis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroinflammation%22%5BJournal%5D)">Monitoring retinal changes with optical coherence tomography predicts neuronal loss in experimental autoimmune encephalomyelitis.</a> Journal of Neuroinflammation. 16 (1), 203(2019).</li>
<li>Podoleanu, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+coherence+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Microscopy%22%5BJournal%5D)">Optical coherence tomography.</a> Journal of Microscopy. 247 (3), 209-219 (2012).</li>
<li>Augustin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+coherence+tomography+findings+in+the+retinas+of+SOD1+knockout+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Vision+Science+%26+Technology%22%5BJournal%5D)">Optical coherence tomography findings in the retinas of SOD1 knockout mice.</a> Translational Vision Science & Technology. 9 (4), 15(2020).</li>
<li>Berger, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectral-domain+optical+coherence+tomography+of+the+rodent+eye%3A+highlighting+layers+of+the+outer+retina+using+signal+averaging+and+comparison+with+histology%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Spectral-domain optical coherence tomography of the rodent eye: highlighting layers of the outer retina using signal averaging and comparison with histology.</a> PLoS One. 9 (5), 96494(2014).</li>
<li>Burns, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+developments+in+murine+imaging+for+assessing+photoreceptor+degeneration+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Experimental+Medicine+%26+Biology%22%5BJournal%5D)">New developments in murine imaging for assessing photoreceptor degeneration in vivo.</a> Advances in Experimental Medicine & Biology. 854, 269-275 (2016).</li>
<li>Jagodzinska, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+coherence+tomography%3A+imaging+mouse+retinal+ganglion+cells+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+Jove%22%5BJournal%5D)">Optical coherence tomography: imaging mouse retinal ganglion cells in vivo.</a> Journal of Visualized Experiments: Jove. (127), e55865(2017).</li>
<li>Kocaoglu, O. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+fundus+imaging+and+optical+coherence+tomography+of+the+mouse+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Opthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Simultaneous fundus imaging and optical coherence tomography of the mouse retina.</a> Investigative Opthalmology & Visual Science. 48 (3), 1283-1289 (2007).</li>
<li>Tode, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermal+stimulation+of+the+retina+reduces+Bruch%27s+membrane+thickness+in+age+related+macular+degeneration+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Vision+Science+%26+Technology%22%5BJournal%5D)">Thermal stimulation of the retina reduces Bruch's membrane thickness in age related macular degeneration mouse models.</a> Translational Vision Science & Technology. 7 (3), 2(2018).</li>
<li>Wang, R., Jiang, C., Ma, J., Young, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+morphological+changes+in+the+retina+of+rhodopsin-%2F-+mice+with+spectral+domain+optical+coherence+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Monitoring morphological changes in the retina of rhodopsin-/- mice with spectral domain optical coherence tomography.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (7), 3967-3972 (2012).</li>
<li>Xie, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+spectral-domain+optical+coherence+tomographic+analysis+of+Rdh5-%2F-+mice+retina%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">A spectral-domain optical coherence tomographic analysis of Rdh5-/- mice retina.</a> PLoS ONE. 15 (4), 0231220(2020).</li>
<li>Li, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+imaging+by+optical+coherence+tomography+to+monitor+retinal+degeneration+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Noninvasive imaging by optical coherence tomography to monitor retinal degeneration in the mouse.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 42 (12), 2981-2989 (2001).</li>
<li>Horio, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progressive+change+of+optical+coherence+tomography+scans+in+retinal+degeneration+slow+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Progressive change of optical coherence tomography scans in retinal degeneration slow mice.</a> Archives of Ophthalmology. 119 (9), 1329-1332 (2001).</li>
<li>Hu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+VLDLR+in+the+retina+and+evolution+of+subretinal+neovascularization+in+the+knockout+mouse+model%27s+retinal+angiomatous+proliferation%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Opthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Expression of VLDLR in the retina and evolution of subretinal neovascularization in the knockout mouse model's retinal angiomatous proliferation.</a> Investigative Opthalmology & Visual Science. 49 (1), 407-415 (2008).</li>
<li>Wyne, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+the+VLDL+receptor+in+endothelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">Expression of the VLDL receptor in endothelial cells.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 16 (3), 407-415 (1996).</li>
<li>Augustin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+characterization+of+spontaneous+retinal+neovascularization+in+the+mouse+eye+by+multifunctional+optical+coherence+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Opthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">In vivo characterization of spontaneous retinal neovascularization in the mouse eye by multifunctional optical coherence tomography.</a> Investigative Opthalmology & Visual Science. 59 (5), 2054-2068 (2018).</li>
<li>Fang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fundus+autofluorescence%2C+spectral-domain+optical+coherence+tomography%2C+and+histology+correlations+in+a+Stargardt+disease+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+FASEB+Journal%22%5BJournal%5D)">Fundus autofluorescence, spectral-domain optical coherence tomography, and histology correlations in a Stargardt disease mouse model.</a> The FASEB Journal. 34 (3), 3693-3714 (2020).</li>
</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts potentiel.

Dans cette étude, l’imagerie OCT à l’aide d’un système d’imagerie rétinienne de petits animaux a été appliquée pour évaluer les changements rétiniens chez les souris knockout Vldlr , qui démontrent un décollement postérieur du vitré incomplet, une néovascularisation sous-rétinienne et un amincissement de l’épaisseur rétinienne. L’OCT est une méthode d’imagerie non invasive permettant d’examiner l’état de la rétine in vivo. La plupart des appareils OCT sont conçus pour l’examen de la vue humaine. La tail...

La tomographie par cohérence optique (TCO) est une technique d’imagerie qui permet de fournir in vivo une imagerie à haute résolution et en coupe transversale pour les tissus 1,2,3,4,5,6,7,8, en particulier pour l’examen non invasif de la rétine 9,10,11,12 . Il peut également être utilisé pour quantifier certains biomarqueurs importants, tels que l’épaisseur rétinienne et l’épaisseur de la couche de fibres nerveuses rétiniennes. Le principe de l’OCT est la réflectométrie par cohérence optique, qui obtient des informations de tissu transversal à partir de la cohérence de la lumière réfléchie par un échantillon et la convertit en une forme graphique ou numérique grâce à un système informatique7. La TCO est largement utilisée dans les cliniques d’ophtalmologie comme outil essentiel pour le diagnostic, le suivi et la prise en charge des patients atteints de troubles rétiniens. Il peut également fournir un aperçu de la pathogenèse des maladies de la rétine.
En plus des applications cliniques, l’OCT a également été utilisée dans les études animales. Bien que la pathologie soit l’étalon-or de la caractérisation morphologique, la TCO présente l’avantage de l’imagerie in vivo non invasive et du suivi longitudinal. De plus, il a été démontré que la TCO est bien corrélée à l’histopathologie dans les modèles animauxde rétinopathie 11,13,14,15,16,17,18,19,20. La souris est l’animal le plus couramment utilisé dans les études biomédicales. Cependant, ses petits globes oculaires posent un défi technique à la réalisation de l’imagerie OCT chez la souris.
Par rapport à l’OCT utilisé pour la première fois pour l’imagerie rétinienne chez la souris21,22, l’OCT chez les petits animaux a maintenant été optimisé en ce qui concerne les systèmes matériels et logiciels. Par exemple, l’OCT, en combinaison avec le tracker, réduit considérablement le rapport signal/bruit; Les mises à niveau du système logiciel OCT permettent de détecter automatiquement un plus grand nombre de couches rétiniennes; et le projecteur DLP intégré aide à réduire les artefacts de mouvement.
Le récepteur des lipoprotéines de très basse densité (Vldlr) est une protéine transmembranaire présente dans les cellules endothéliales. Il est exprimé sur les cellules endothéliales vasculaires rétiniennes, les cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes et autour de la membrane limite externe23,24. La néovascularisation sous-rétinienne est le phénotype des souris knockout Vldlr 23. Par conséquent, les souris knockout Vldlr sont utilisées pour étudier la pathogenèse et le traitement potentiel de la néovascularisation sous-rétinienne. Cet article démontre l’application de l’imagerie OCT pour détecter les lésions rétiniennes chez les souris knockout Vldlr, dans l’espoir de fournir une référence technique pour la recherche sur la rétinopathie dans de petits modèles animaux.

<table><tbody><tr><td>Lentille de contact 100-Dpt</td><td>Volk Optical,Inc, Mentor, OH</td><td></td><td>Accessoire appartenant au RETImap</td></tr><tr><td>Lentille en verre double asphérique 60-Dpt</td><td>Volk Optical,Inc, Mentor, OH</td><td></td><td>Accessoire appartenant au RETImap</td></tr><tr><td>Couverture chauffante électrique</td><td>POPOCOLA</td><td>CW-DRT-01</td><td>50 x 35 cm</td></tr><tr><td>Seringue d’injection (1 mL)</td><td>Kaile</td><td></td><td>0.45 x 16RWLB</td></tr><tr><td>Chlorhydrate de lévofloxacine Eye Gel</td><td>EBE PHARMACEUTICAL Co.LTD</td><td></td><td>5 g : 0,015 g</td></tr><tr><td>Gel médical d’hyaluronate de sodium</td><td>Alcon</td><td>16H01E</td><td></td></tr><tr><td>Seringues de microlitre</td> Shanghai <td>high pigeon industry and trade co., LTD</td><td>Q31/0113000236C001-2017</td><td>50 &micro ; L</td></tr><tr><td>Povidone solution iodée</td><td>Guangdong medihealth pharmaceutical Co.,LTD</td><td></td><td>100 mL</td></tr><tr><td>RETImap</td><td>ROLAND CONSULT</td><td>19-99_50-2.1_1.2E</td><td>cSLO/ERG/VEP/FA/OCT/GFP</td></tr><tr><td>Clous d’oreilles pour petits animaux</td><td>OSMO POCKET OT110</td><td>INS1005-1S</td><td></td></tr><tr><td>Tropicamide Phényléphrine Gouttes ophtalmiques</td><td>Santen Pharmaceutical Co.,LTD</td><td></td><td>5 mg/mL</td></tr><tr><td>Xylazin</td><td>Sigma</td><td>X1251-5G</td><td>5 g</td></tr><tr><td>Zoletil 50</td><td>Virbac.S.A</td><td>7FRPA</td><td>Tiletamine 125 mg + Zolazépam 125 mg</td></tr></tbody></table>

application de la tomographie par cohérence optique à un modèle murin de rétinopathie

Application of Optical Coherence Tomography to a Mouse Model of Retinopathy

La tomographie par cohérence optique (TCO) offre une méthode non invasive pour le diagnostic de la rétinopathie. La machine OCT peut capturer des images en coupe transversale rétinienne à partir desquelles l’épaisseur rétinienne peut être calculée. Bien que la TCO soit largement utilisée dans la pratique clinique, son application en recherche fondamentale n’est pas aussi répandue, en particulier chez les petits animaux tels que les souris. En raison de la petite taille de leurs globes oculaires, il est difficile de mener des examens d’imagerie du fond d’œil chez la souris. Par conséquent, un système d’imagerie rétinienne spécialisé est nécessaire pour permettre l’imagerie OCT sur les petits animaux. Cet article présente un système spécifique aux petits animaux pour les procédures d’examen OCT et une méthode détaillée pour l’analyse d’images. Les résultats de l’examen OCT rétinien de souris knockout du récepteur des lipoprotéines de très basse densité (Vldlr) et des souris C57BL / 6J sont présentés. Les images OCT de souris C57BL / 6J montraient des couches rétiniennes, tandis que celles de souris knockout Vldlr présentaient une néovascularisation sous-rétinienne et un amincissement de la rétine. En résumé, l’examen OCT pourrait faciliter la détection et la mesure non invasives de la rétinopathie dans des modèles murins.

Grâce aux scans haute résolution de l’OCT, les couches de la rétine de la souris peuvent être observées et les réflexions anormales et leurs emplacements exacts peuvent être identifiés. Les images OCT rétiniennes de souris knockout Vldlr et de souris C57BL / 6J ont été comparées dans cette étude. Les images OCT de toutes les souris C57BL/6J montraient différentes couches rétiniennes avec une réflectivité différente, et la démarcation était claire (Figure 8D). En revanche, toutes les...

Nous décrivons ici une technique d’imagerie in vivo utilisant la tomographie par cohérence optique pour faciliter le diagnostic et la mesure quantitative de la rétinopathie chez la souris.

Application de la tomographie par cohérence optique à un modèle murin de rétinopathie

Optical coherence tomography (OCT) offers a noninvasive method for the diagnosis of retinopathy. The OCT machine can capture retinal crosssectional images ...

La tomographie par cohérence optique est largement utilisée dans le diagnostic clinique de différentes maladies de la rétine, mais elle est encore difficile à appliquer dans des modèles murins. Ce protocole décrit comment gérer la technique OCT chez les animaux. Cette technologie peut être appliquée à des animaux de différentes tailles de globes oculaires.Il permet une imagerie transversale rétinienne non invasive, à haute résolution et en temps réel, ainsi que des mesures quantitatives de l’épaisseur de la rétine. OCT aide au diagnostic de la rétinopathie en identifiant les caractéristiques de la lésion telles que l’emplacement, la gamme, la forme et la taille des lésions, ainsi que toutes les anomalies rétiniennes suspectées telles que la néovascularisation rétinienne. Ce protocole est applicable aux études animales ou aux maladies du fond d’œil, y compris les maladies de la rétine.Avant de commencer la procédure, préparez-vous et suivez le protocole étape par étape. Effectuez l’expérience lorsque l’animal est anesthésié. On devrait être en mesure d’obtenir des images OCT de bonne qualité après un peu de pratique.Pour commencer, allumez l’ordinateur et démarrez le logiciel. Cliquez sur le bouton du programme de test pour terminer le programme de test. Ensuite, allumez le thermostat et préchauffez-le à 37 degrés Celsius.Après le test du programme, démarrez la procédure du module OPO. Créez un nouvel objet et remplissez les informations de la souris. Ensuite, préchauffez la couverture électrique et couvrez-la de serviettes chirurgicales.Placez la souris anesthésiée sur la plate-forme de couverture électrique et enduisez immédiatement les deux yeux de gel médical d’hyaluronate de sodium. Ensuite, placez une lentille de contact 100D sur la cornée de la souris avec le côté concave touchant le gel d’hyaluronate de sodium sur la surface cornéenne. Ensuite, placez la souris sur la petite plate-forme animale à température constante du dispositif cSLO.Ajustez l’angle de la lentille de contact avec une pince pour maintenir la pupille au centre de la lentille. Ajustez les ajustements de la tête pour que l’œil soit droit devant. Cliquez sur le bouton OPO, choisissez le module souris et démarrez le programme cSLO.Ensuite, utilisez le levier de commande pour déplacer lentement la lentille préréglée vers la lentille de contact. Faites d’autres ajustements pour aligner l’image du pôle antéro-postérieur, en le centrant sur la tête du nerf optique. Ensuite, démarrez le programme de l’OPO et cliquez sur la barre de progression vers le haut et vers le bas jusqu’à ce que l’image de l’OPO s’affiche.Ajustez la plage minimale entre 0 et 20 et la plage maximale entre 40 et 60. Ensuite, ajustez la distance et la direction de position de l’objectif prédéfinies jusqu’à ce qu’une image OCT idéale soit obtenue. Sélectionnez la position de numérisation en déplaçant la ligne standard dans le cSLO.Ensuite, cliquez sur moyenne pour superposer le signal d’image cSLO et OCT et cliquez sur le bouton de prise de vue pour acquérir l’image SLO OCT. Après l’expérience, retirez la lentille de contact 100D et appliquez le gel pour les yeux à la lévofloxacine pour protéger la cornée. Pour la correction de la stratification rétinienne, cliquez sur Examen de charge sur l’interface de l’OPO et appelez les images de l’OPO à partir d’une fenêtre contextuelle.Ensuite, double-cliquez sur l’image dans le conteneur multimédia pour l’afficher à l’écran. Ensuite, cliquez sur détection de couche pour terminer la superposition automatique sur la rétine. Après avoir sélectionné la ligne de séparation des deux côtés du calque préparée pour l’analyse, cliquez sur Modifier le calque pour ajuster l’espacement et la plage limite.Ensuite, modifiez la ligne en déplaçant le cercle rouge. Pour mesurer l’épaisseur de la stratification rétinienne, cliquez sur le bouton de mesure et sélectionnez la ligne de séparation du calque à analyser pour afficher la limite du calque sur l’image de l’OPO. Ensuite, sélectionnez se connecter à la couche et rester connecté en déplacement.Ensuite, sélectionnez la zone pour afficher les résultats et cliquez sur la position à analyser sur l’image de l’OPO pour faire apparaître la ligne de mesure. Cliquez sur la colonne suivante pour les mesures suivantes et pour afficher les données précédentes. Pour mesurer l’épaisseur totale de la rétine, sélectionnez la ligne un et la ligne sept dans la liste dans le coin supérieur droit.Ensuite, à partir de l’apparition de la structure rétinienne au bord de la papille optique, mesurez quatre valeurs à des intervalles d’espacement de 200 micromètres sur la règle horizontale. Les images OCT de souris C57BL/6 ont montré diverses couches rétiniennes avec une démarcation claire. En revanche, les souris knockout Vldlr présentaient des lésions hyperréfléchissantes anormales.Les images OCT ont montré des bandes réfléchissantes moyennes sur les surfaces rétiniennes des souris knockout Vldlr. Ces bandes adhéraient au vaisseau rétinien, ce qui correspondait aux caractéristiques OCT d’un décollement incomplet du vitré. Une lésion hyperréfléchissante est apparue sur l’espace sous-rétinien et s’est propagée à la couche nucléaire externe, mais n’a pas percé la couche plexiforme externe.L’apparition de cette lésion en TCO correspondait à des résultats pathologiques. La section pathologique a montré que la néovascularisation a percé la couche d’épithélium pigmentaire rétinien, les segments interne-externe du photorécepteur et la membrane limitante externe, envahissant la couche nucléaire externe, mais pas la couche plexiforme externe. Une autre bande de lésion hyperréfléchissante, située dans l’espace sous-rétinien, n’impliquait pas la couche nucléaire externe.Conformément aux résultats pathologiques, cette néovascularisation sous-rétinienne n’a pas percé la membrane limitante externe. La comparaison de l’épaisseur rétinienne de l’œil droit dans les directions temporel, nasale, supérieure et inférieure de la polaire postérieure entre les deux groupes a révélé que l’épaisseur rétinienne des souris knockout Vldlr était significativement inférieure à celle des souris C57BL / 6J. Lors de l’exécution du protocole, placez correctement une lentille de contact 100D sur la cornée, puis ajustez la position de l’image.Sélectionnez l’emplacement de numérisation et superposez l’image avant la prise de vue. Suite à cette procédure, l’OCT du segment antérieur est réalisable, nécessitant une modification de la distance entre le cristallin préréglé et la cornée. Il peut montrer la cornée, la chambre antérieure, l’iris, le corps ciliaire et le cristallin.Cette technique fournit un outil important pour la recherche sur la rétinopathie dans des modèles de petits animaux, favorisant la détection et la mesure non invasives de la rétinopathie en recherche fondamentale.

application-optical-coherence-tomography-to-mouse-model

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Cette vidéo présente une technique d’imagerie in vivo pour détecter et quantifier l’inflammation oculaire dans un modèle murin d’uvéite post-infectieuse. Cette technique, connue sous le nom de tomographie par cohérence optique (OCT), génère des images en coupe transversale à haute résolution de l’œil pour évaluer la progression de la maladie.

Imagerie par tomographie par cohérence optique pour l’évaluation de l’uvéite dans un modèle murin

Source : Jagodzinska, J., et. al., Tomographie par cohérence optique : imagerie des cellules ganglionnaires rétiniennes de souris In Vivo. J. Vis. Exp. (2017)  Dans cette vidéo, nous démontrons l’utilisation de la tomographie par cohérence optique dans le domaine spectral (SD-OCT) pour imager les couches rétiniennes et évaluer les changements structurels dans un modèle de souris génétiquement modifié avec neuropathie optique.

Imagerie in vivo de la rétine de souris par tomographie par cohérence optique

Ce manuscrit décrit un protocole pour l’imagerie in vivo de la rétine de souris avec tomographie à cohérence optique haute résolution de domaine spectral (SD-OCT). Il se concentre sur les cellules ganglionnaires rétiniennes (RGC) dans la région péripapillaire, avec plusieurs de numérisation et de quantifier les approches décrites.

Tomographie par cohérence optique : Imagerie souris ganglionnaires rétiniennes cellules In Vivo

Nous démontrons une nouvelle approche à l’utilisation de tomographie à cohérence optique domaine spectral haute résolution (HR-SD-OCT) pour aider l’administration d’agents de thérapie génique dans l’espace sous-rétinienne, évaluer sa couverture areal et caractériser la vitalité des photorécepteurs.

Tomographie à cohérence optique souris ultra haute résolution pour faciliter l’Injection intraoculaire dans la recherche de la thérapie génique rétinienne

Ce protocole décrit comment haute résolution techniques d’imagerie comme la tomographie par cohérence optique de domaine spectral et numérisation laser ophtalmologique peut être utilisé dans les petits rongeurs, à l’aide d’un système de plate-forme d’imagerie ophtalmique, pour obtenir des informations sur épaisseur de la rétine et microgliales cellulaire distribution, respectivement.

In Vivo Imagerie des souris journaliste Cx3cr1gfp/gfp avec domaine Spectral Optical Coherence Tomography et numérisation Laser ophtalmologique

Un protocole détaillé pour l’évaluation des afficheurs structurels et visuelles chez les rongeurs par réaction d’optocinétique et de tomographie par cohérence optique est présenté. Les résultats fournissent des indications précieuses pour la recherche ophtalmologique ainsi que neurologique.

Utilisant la tomographie par cohérence optique et réponse optocinétique comme lectures structurale et fonctionnelle de système visuel chez les souris et les Rats

Ici, nous décrivons l’utilisation de la tomographie par cohérence optique dans le domaine spectral (SD-OCT) pour visualiser les structures rétiniennes et oculaires in vivo dans des modèles de dégénérescence rétinienne, de glaucome, de rétinopathie diabétique et de myopie.

Évaluations structurales in vivo des maladies oculaires dans des modèles de rongeurs utilisant la tomographie par cohérence optique

Ici, nous décrivons un modèle de souris de l’ischémie rétinienne par occlusion commune transitoire d’artère carotide utilisant des sutures simples et une pince. Ce modèle peut être utile pour comprendre les mécanismes pathologiques de l’ischémie rétinienne provoquées par des anomalies cardio-vasculaires.

Un modèle murin des dommages rétiniens ischémiques induits par occlusion commune transitoire d’artère carotide

Ici, nous décrivons un protocole optimisé pour l’occlusion veineuse rétinienne à l’aide de rose bengale et un système de microscope d’imagerie rétinienne guidé par laser avec des recommandations pour maximiser sa reproductibilité dans les souches génétiquement modifiées.

Optimisation du modèle murin d’occlusion veineuse rétinienne pour limiter la variabilité

Le présent protocole décrit les étapes de l’alignement des images in vivo de la tomographie par cohérence optique en lumière visible (vis-OCTF) avec des images confocales ex vivo de la même rétine de souris dans le but de vérifier la morphologie observée des faisceaux axonaux des cellules ganglionnaires de la rétine dans les images in vivo.

Alignement de fibrogrammes de tomographie par cohérence optique en lumière visible avec des images confocales de la même rétine de souris

Découvrez l'application de la tomographie par cohérence optique pour diagnostiquer la rétinopathie chez la souris. Cette technique d'imagerie non invasive permet des mesures quantitatives de l'épaisseur rétinienne et l'identification des lésions en temps réel.

Application de la tomographie par cohérence optique à un modèle murin de rétinopathie

Explorer plus de vidéos