Optrode Array pour la modulation optogénétique simultanée et l’enregistrement neuronal électrique

Ce protocole comprend la fabrication sur un système optrode pour la stimulation optogénétique simultanée et l’enregistrement électrophysiologique. Le système à base de LED proposé améliore l’efficacité du couplage de la lumière grâce à un réseau de microlentilles. Une source de lumière LED a une configuration d’éclairage simple qu’une source de lumière laser afin que le système soit facilement applicable au système sans fil.

L’optogénétique est une technique de chemin pour comprendre la pathologie des maladies neurologiques et les mécanismes de traitement. L’optogénétique peut être appliquée pour traiter les lésions de la moelle épinière, l’épilepsie, la maladie de Parkinson et la maladie d’Alzheimer. Notre appareil à base de LED peut être mis en œuvre en tant que système sans fil avec plusieurs avantages, tels qu’une faible complexité du système, une rentabilité et une faible consommation d’énergie.

Tout d’abord, connectez le connecteur femelle à pas de 1,27 millimètre au préamplificateur de l’étage principal. Placez la LED dans le boîtier imprimé en 3D. Mesurez l’intensité lumineuse à l’extrémité de la pointe de la fibre optique à l’aide d’une photodiode.

Immergez les électrodes de tungstène et les fibres optiques dans de l’alcool pendant 15 minutes et séchez-les à l’air. Rasez la peau de la tête et placez la souris anesthésiée dans le cadre stéréotaxique. Placez la tête dans le cadre stéréotaxique et insérez des barres d’oreille dans le méat.

Allumez le coussin chauffant thermique intégré dans le cadre stéréotaxique et maintenez la température corporelle à 37 degrés Celsius tout au long des interventions chirurgicales. Ajustez la barre d’incision pour régler la hauteur de la barre d’incision et serrez la pince du nez contre le museau. Couvrez les yeux avec de la vaseline pour éviter la sécheresse.

Soulevez la peau de la tête avec une pince, fixez un espace d’injection et injectez 1% de lidocaïne sous le cuir chevelu. Effectuez une incision sagittale à l’aide d’un scalpel et de ciseaux fins. Tenez la peau incisée avec un micro-poil pour élargir la visibilité de la zone chirurgicale.

Retirez le périoste à l’aide de cotons-tiges. S’il y a des saignements, cautérisé le crâne à l’aide d’un bovie pour sceller les vaisseaux sanguins. Nettoyez le crâne avec une solution saline et marquez les sites de craniotomie à l’aide d’un bras manipulateur.

Percez un trou au-dessus du cervelet et insérez une vis pour le sol. À l’aide d’une vis de précision, placez la vis de terre à 0,5 millimètre de profondeur jusqu’à ce qu’elle atteigne le sommet du cervelet. Percez la zone marquée et retirez un morceau du crâne avec une pince.

Pliez une pointe d’aiguille de calibre 26 dans le sens des aiguilles d’une montre à un angle de 120 degrés et exposez la zone du cerveau en insérant le côté biseauté de l’aiguille tourné vers le haut. Fixez le réseau d’optrode dans le bras manipulateur et rapprochez-vous de la zone exposée. Insérez lentement le réseau optrode et connectez la vis de terre au fil d’argent fixé au système.

Insérez de la mousse de gel entre le cerveau exposé et l’appareil pour protéger les produits chimiques du contact direct avec le cerveau. Appliquez soigneusement du ciment dentaire sur le crâne pour fixer l’appareil et couvrir la mousse de gel. Avant que le ciment dentaire ne soit complètement durci, séparez le cuir chevelu s’il est attaché au ciment dentaire.

Tirez la peau incisée avec une pince pour couvrir le ciment dentaire durci et suturer le cuir chevelu. Placez la souris anesthésiée dans le cadre stéréotaxique. Réglez la recette d’impulsion lumineuse sur un rapport cyclique de 4 % en fréquence de 10 Hertz.

Configurez la stimulation lumineuse pendant deux secondes pendant l’enregistrement neuronal. Retirez le couvercle en plastique et fixez la partie supérieure des systèmes de distribution de lumière avec la LED réutilisable dans les circuits. Connectez le préamplificateur de l’étage de tête au connecteur à cinq broches implanté.

Ouvrez le logiciel et configurez les filtres logiciels. Ensuite, cliquez et réglez la fréquence d’échantillonnage de l’amplificateur. Cliquez ensuite sur Modifier la bande passante.

Réglez la bande passante inférieure de l’amplificateur et la bande passante supérieure de l’amplificateur. Vérifiez le filtre passe-haut DAC du logiciel. Ouvrez Spike Scope et vérifiez les signaux neuronaux à l’aide du seuil de tension.

Cliquez sur Arrêter et enregistrer. Chargez les données acquises à l’aide de MATLAB et vérifiez les données brutes. Exécutez ensuite le code de tri des pics qui contient l’algorithme wave clust.

Vérifiez les pics triés dans le tracé raster. Maintenant, tracez les pics de comptage et vérifiez les pics évoqués lors de la stimulation lumineuse. La figure montre des formes d’ondes entières enregistrées avec des conditions exactes, y compris une lumière de deux secondes sur la période au milieu.

Le nombre de pics neuronaux individuels évoqués après chaque impulsion de stimulation lumineuse a considérablement augmenté par rapport à la ligne de base avec différents bacs temporels de deux secondes et 0,2 seconde. La figure montre un histogramme de pointe pour chaque canal avant, pendant et après la stimulation lumineuse. La figure en médaillon indique l’emplacement du réseau d’optrode implanté.

De plus, la version zoomée montre un histogramme de pointe avec un bac temporel de 100 millisecondes. La barre bleue représente la période pendant laquelle le voyant LED était allumé pour enregistrer la réponse. Pour minimiser le bruit d’artefact du processus de courant d’entraînement LED, le système doit être conçu pour assurer une distance suffisante entre la voie de signal électrique et le circuit LED.

Le système optrode à base de LED proposé peut étudier les différentes signaux neurologiques liés aux comportements des animaux, car il peut fournir une stimulation optogénétique et enregistrer les réponses neurologiques évoquées. Un réseau d’optrode LED est compatible avec l’interface optogénétique sans fil, qui peut être utilisée dans la recherche sur les animaux en mouvement libre.