Name: Réalisation de myographie d’impédance électrique in vivo et ex vivo chez les rongeurs (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-08T13:10:00.000+00:00
Duration: 5 min 44 s
Description: Découvrez la myographie d'impédance électrique in vivo et ex vivo chez les rongeurs. Cette technique non invasive évalue quantitativement la santé musculaire et sert de biomarqueur diagnostique pour les pathologies neuromusculaires.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail a été soutenu par Charley’s Fund et NIH R01NS055099.

Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvées par le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux du Beth Israel Deaconess Medical Center sous les numéros de protocole (031-2019; 025-2019). Portez un équipement de protection individuelle approprié pour manipuler les animaux et respectez les directives de l’IACUC pour tous les travaux sur les animaux.
1. EIM de surface in vivo
<ol><li>Placez l’animal dans une boîte d’anesthésie pour induire l’anesthésie. NOTA : Pour les rats, 1,5 % à 3,5 % d’isoflurane et 2 O 2 L·min-1 ont été utilisés, et pour les souris, 2 % d’isoflurane et 1 O2 L·min-1 ont été utilisés.</li>
	<li>Une fois complètement anesthésié, comme indiqué par l’absence de réponse après avoir pincé le pied de l’animal, placez la souris sur le banc en position couchée et utilisez le cône nasal pour maintenir l’anesthésie en utilisant 1,5% d’isoflurane et un débit d’oxygène de 1 L·min-1.</li>
	<li>Placez la patte de l’animal à analyser à un angle de 45° avec l’articulation de la hanche (genou tendu) et fixez le pied avec du ruban médical.</li>
	<li>Utilisez une tondeuse à cheveux pour couper la fourrure recouvrant le muscle gastrocnémien.</li>
	<li>Appliquez une épaisse couche de crème dépilatoire sur la peau de l’animal et laissez-le reposer pendant 1 min. Ensuite, utilisez de la gaze saturée de solution saline pour éliminer l’agent dépilatoire. Répétez ce processus jusqu’à trois fois jusqu’à ce que toute la fourrure recouvrant le muscle gastrocnémien soit enlevée. REMARQUE: Placez un tampon de gaze imbibé de solution saline sur la peau lorsque les mesures ne sont pas acquises pour prévenir la déshydratation de la peau.</li>
	<li>Connectez le réseau de surface (Figure 1) au dispositif EIM et laissez les électrodes reposer sur un morceau de gaze imbibé d’une solution saline.</li>
	<li>Placez le réseau de surfaces directement sur la peau au-dessus du muscle gastrocnémien, orienté longitudinalement vers les fibres musculaires.</li>
	<li>Après avoir vérifié le contact approprié, qui est indiqué par toutes les barres apparaissant en vert sur le logiciel montrant la stabilité de la résistance, de la réactance et des valeurs de phase de 50 kHz, obtenez les mesures EIM. REMARQUE: Les courbes doivent être vérifiées en temps réel pour assurer une bonne acquisition des données.</li>
	<li>Faire pivoter la matrice de surface de 90° et la repositionner sur la peau au-dessus du gastrocnémien pour obtenir les mesures transversales (vérifier les barres vertes indiquant la stabilité).</li>
	<li>Répétez les étapes 1.7, 1.8 et 1.9 pour obtenir un total de quatre mesures par muscle: deux longitudinales et deux transversales. REMARQUE : N’utilisez pas d’agent dépilatoire plus d’une fois (c.-à-d. jusqu’à trois applications dans le même cas) toutes les deux semaines pour prévenir une irritation et une blessure cutanées excessives. Il est important d’effectuer les mesures dans les 5 à 10 minutes suivant le retrait de la crème dépilatoire, car le développement d’un œdème cutané localisé induit par l’agent dépilatoire peut avoir un impact sur les données d’impédance collectées. La récupération de l’animal est immédiate après l’arrêt de l’anesthésie à l’isoflurane et la procédure ne nécessite pas de traitement analgésique.</li>
</ol>2. EIM in vivo du réseau d’aiguilles
<ol><li>Anesthésier l’animal et préparer la cuisse en suivant la même procédure que celle décrite aux étapes 1.1 à 1.4. Cependant, il n’est pas nécessaire d’utiliser un agent dépilatoire lors de la réalisation d’EIM in vivo à l’aide d’un réseau d’aiguilles.</li>
	<li>Connectez le réseau d’aiguilles (Figure 2A-F) au dispositif EIM et laissez-le reposer dans un bateau de pesée contenant une solution saline. Vérifiez la connectivité et la stabilité du signal (indiquées par des barres vertes).</li>
	<li>Désinfectez la peau et les aiguilles avec de l’alcool. Placez le réseau d’aiguilles dans une position longitudinale par rapport aux myofibres et appuyez fermement dans la peau jusqu’à ce que toutes les aiguilles pénètrent dans la peau et le muscle sous-jacent jusqu’à la protection en plastique sur le réseau. Acquérir des données.</li>
	<li>Retirez doucement le tableau et réinsérez-le à travers la peau et dans le muscle à un angle de 90° par rapport à la première mesure, dans le sens transversal. Acquérir des données. REMARQUE: Lors de l’utilisation de réseaux d’aiguilles, les mesures ne doivent être acquises qu’une seule fois dans chaque direction pour réduire l’impact des électrodes d’aiguille sur la peau et le tissu musculaire. En cas de saignement, essuyez doucement le sang avant d’effectuer la deuxième mesure. La récupération de l’animal est immédiate après l’arrêt de l’anesthésie à l’isoflurane et la procédure ne nécessite pas de traitement analgésique.</li>
</ol>3. EIM ex vivo 
<ol><li>Préparer la cellule diélectrique ex vivo (Figure 2G,H), ajouter une solution saline à la chambre et connecter la cellule au dispositif EIM pour obtenir les valeurs de référence. REMARQUE : Les valeurs de phase et de réactance de la solution saline doivent demeurer constantes à zéro ou près de zéro et les valeurs de résistance de la solution saline doivent demeurer constantes à environ 100 ± 25 Ω sur la gamme de fréquences de 1 kHz à 1 MHz.</li>
	<li>Euthanasier l’animal conformément aux directives respectives de l’IACUC.</li>
	<li>À l’aide d’une paire de ciseaux, coupez la peau près du tendon d’Achille. À l’aide d’une pince à épiler, tirez la peau dans un mouvement ascendant pour révéler les muscles sous-jacents et le fascia. Disséquez doucement le biceps fémoral recouvrant le muscle gastrocnémien et sectionnez le nerf sciatique.</li>
	<li>Coupez le tendon d’Achille pour libérer l’extrémité distale des muscles gastrocnémiens et soléaires et tirez doucement le tendon vers le haut tout en utilisant des ciseaux pour enlever les attaches. Une fois que tous les accessoires sont retirés, utilisez des ciseaux pour couper l’extrémité rostrale du muscle soléaire et l’enlever.</li>
	<li>Utilisez des ciseaux pour disséquer la tête du muscle gastrocnémien autour de la rotule. REMARQUE: Après l’ablation du muscle gastrocnémien, il est important de se rappeler l’orientation originale des myofibres.</li>
	<li>Placez le muscle gastrocnémien sur une feuille de cire dentaire et sectionnez-le à l’aide d’une lame de rasoir et d’une règle pour obtenir une section de 10 mm x 10 mm à partir du centre du muscle gastrocnémien. REMARQUE: La taille de la cellule diélectrique peut être personnalisée. Pour les rats, une cellule de 10 mm x 10 mm a été utilisée et pour les souris, une cellule de 5 mm x 5 mm a été utilisée.</li>
	<li>À l’aide d’une pince à épiler, placez doucement le gastrocnémien dans les cellules diélectriques, en vous assurant que les fibres sont orientées longitudinalement (c.-à-d. que les extrémités caudales et rostrales doivent toucher les électrodes). Assurez-vous que le muscle est complètement en contact avec les électrodes métalliques.</li>
	<li>Fixez la partie supérieure de la cellule diélectrique et insérez deux aiguilles monopolaires (26 G) dans les deux trous. Connectez les fils du dispositif EIM à la cellule ex vivo dans l’ordre suivant : (1 : I+, 2 : V+, 3 : V-, 4 : I-, où I représente les électrodes de courant et V représente les électrodes de tension). Acquérir la mesure longitudinale.</li>
	<li>Ouvrez la cellule diélectrique et réorientez le muscle dans le sens transversal en le faisant pivoter de 90°. Refixez le dessus de la cellule diélectrique. Acquérir la mesure transversale.</li>
</ol>

<ol><li>Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+methods+in+neuromuscular+assessment%3A+An+overview%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Perspectives+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance methods in neuromuscular assessment: An overview.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 9 (10), 034405(2019).</li>
<li>Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography%3A+Background%2C+Current+State%2C+and+Future+Directions%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography: Background, Current State, and Future Directions.</a> Muscle & Nerve. 40, 936-946 (2009).</li>
<li>Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Present+uses%2C+future+applications%2C+and+technical+underpinnings+of+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Neurology+and+Neuroscience+Reports%22%5BJournal%5D)">Present uses, future applications, and technical underpinnings of electrical impedance myography.</a> Current Neurology and Neuroscience Reports. 17 (11), 86(2017).</li>
<li>Garmirian, L. P., Chin, A. B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Discriminating+neurogenic+from+myopathic+disease+via+measurement+of+muscle+anisotropy%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Discriminating neurogenic from myopathic disease via measurement of muscle anisotropy.</a> Muscle & Nerve. 39 (1), 16-24 (2009).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Loss+of+electrical+anisotropy+is+an+unrecognized+feature+of+dystrophic+muscle+that+may+serve+as+a+convenient+index+of+disease+status%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Loss of electrical anisotropy is an unrecognized feature of dystrophic muscle that may serve as a convenient index of disease status.</a> Clinical Neurophysiology. 127 (12), 3546-3551 (2016).</li>
<li>Wang, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+alterations+in+the+electrical+impedance+of+muscle+after+experimental+nerve+injury+via+finite-element+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Assessment of alterations in the electrical impedance of muscle after experimental nerve injury via finite-element analysis.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 58 (6), 1585-1591 (2011).</li>
<li>Katirji, B., Ruff, R. L., Kaminski, H. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKatirji%2C+B+%22Neuromuscular+Disorders+in+Clinical+Practice%22">Neuromuscular Disorders in Clinical Practice</a>. , Springer New York. New York, NY. (2014).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+assessment+of+Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for assessment of Duchenne muscular dystrophy.</a> Annals of Neurology. 81 (5), 622-632 (2017).</li>
<li>Semple, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+electrical+impedance+myography+as+a+biomarker+of+muscle+deconditioning+in+rats+exposed+to+micro-+and+partial-gravity+analogs%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Using electrical impedance myography as a biomarker of muscle deconditioning in rats exposed to micro- and partial-gravity analogs.</a> Frontiers in Physiology. 11, 557796(2020).</li>
<li>Kortman, H. G. J., Wilder, S. C., Geisbush, T. R., Narayanaswami, P., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-+and+gender-associated+differences+in+electrical+impedance+values+of+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Age- and gender-associated differences in electrical impedance values of skeletal muscle.</a> Physiological Measurement. 34 (12), 1611-1622 (2013).</li>
<li>Clark, B. C., Rutkove, S., Lupton, E. C., Padilla, C. J., Arnold, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potential+utility+of+electrical+impedance+myography+in+evaluating+age-related+skeletal+muscle+function+deficits%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Potential utility of electrical impedance myography in evaluating age-related skeletal muscle function deficits.</a> Frontiers in Physiology. 12, 666964(2021).</li>
<li>Kapur, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predicting+myofiber+size+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+immature+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Predicting myofiber size with electrical impedance myography: A study in immature mice.</a> Muscle and Nerve. 58 (1), 106-113 (2018).</li>
<li>Kapur, K., Nagy, J. A., Taylor, R. S., Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+myofiber+size+with+electrical+impedance+myography%3A+a+study+in+amyotrophic+lateral+sclerosis+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Estimating myofiber size with electrical impedance myography: a study in amyotrophic lateral sclerosis mice.</a> Muscle and Nerve. 58 (5), 713-717 (2018).</li>
<li>Mortreux, M., Semple, C., Riveros, D., Nagy, J. A., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+the+detection+of+muscle+inflammation+induced+by+%CE%BB-carrageenan%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for the detection of muscle inflammation induced by λ-carrageenan.</a> PLoS ONE. 14 (10), 0223265(2019).</li>
<li>Pandeya, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predicting+myofiber+cross-sectional+area+and+triglyceride+content+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+db%2Fdb+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Predicting myofiber cross-sectional area and triglyceride content with electrical impedance myography: A study in db/db mice.</a> Muscle and Nerve. 63 (1), 127-140 (2021).</li>
<li>Pandeya, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+myofiber+cross-sectional+area+and+connective+tissue+deposition+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+D2-mdx+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Estimating myofiber cross-sectional area and connective tissue deposition with electrical impedance myography: A study in D2-mdx mice.</a> Muscle & Nerve. 63 (6), 941-950 (2021).</li>
<li>Stålberg, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standards+for+quantification+of+EMG+and+neurography%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Standards for quantification of EMG and neurography.</a> Clinical Neurophysiology. 130 (9), 1688-1729 (2019).</li>
<li>Theodorou, D. J., Theodorou, S. J., Kakitsubata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+muscle+disease%3A+Patterns+of+MRI+appearances%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Radiology%22%5BJournal%5D)">Skeletal muscle disease: Patterns of MRI appearances.</a> British Journal of Radiology. 85 (1020), 1298-1308 (2012).</li>
<li>Simon, N. G., Noto, Y., Zaidman, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+muscle+imaging+in+neuromuscular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Skeletal muscle imaging in neuromuscular disease.</a> Journal of Clinical Neuroscience. 33, 1-10 (2016).</li>
<li>Kwon, H., Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+characteristics+of+electrical+impedance+myography+needle+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Recording characteristics of electrical impedance myography needle electrodes.</a> Physiological Measurement. 38 (9), 1748-1765 (2017).</li>
<li>Kwon, H., Di Cristina, J. F., Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+characteristics+of+electrical+impedance-electromyography+needle+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Recording characteristics of electrical impedance-electromyography needle electrodes.</a> Physiological Measurement. 39 (5), 055005(2018).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterizing+spinal+muscular+atrophy+with+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Characterizing spinal muscular atrophy with electrical impedance myography.</a> Muscle and Nerve. 42 (6), 915-921 (2010).</li>
<li>Schwartz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+electrical+impedance+myography+measurements+by+using+a+multifrequency+ratio%3A+A+study+in+Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Optimizing electrical impedance myography measurements by using a multifrequency ratio: A study in Duchenne muscular dystrophy.</a> Clinical Neurophysiology. 126 (1), 202-208 (2015).</li>
<li>Li, J., Pacheck, A., Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+and+modeled+multifrequency+electrical+impedance+myography+parameters+and+their+relationship+to+force+production+in+the+ALS+SOD1G93A+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Amyotrophic+Lateral+Sclerosis+and+Frontotemporal+Degeneration%22%5BJournal%5D)">Single and modeled multifrequency electrical impedance myography parameters and their relationship to force production in the ALS SOD1G93A mouse.</a> Amyotrophic Lateral Sclerosis and Frontotemporal Degeneration. 17 (5-6), 397-403 (2016).</li>
<li>Hu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antisense+oligonucleotide+and+adjuvant+exercise+therapy+reverse+fatigue+in+old+mice+with+myotonic+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Therapy+-+Nucleic+Acids%22%5BJournal%5D)">Antisense oligonucleotide and adjuvant exercise therapy reverse fatigue in old mice with myotonic dystrophy.</a> Molecular Therapy - Nucleic Acids. 23, 393-405 (2021).</li>
<li>Sanchez, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+assessment+of+muscle+injury+in+healthy+and+dystrophic+animals+with+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Non-invasive assessment of muscle injury in healthy and dystrophic animals with electrical impedance myography.</a> Muscle & Nerve. 56 (6), 85-94 (2017).</li>
<li>Sanchez, B., Li, J., Bragos, R., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+of+the+intracellular+structure+of+slow-+versus+fast-twitch+muscle+fibers+through+evaluation+of+the+dielectric+properties+of+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Physics+in+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Differentiation of the intracellular structure of slow- versus fast-twitch muscle fibers through evaluation of the dielectric properties of tissue.</a> Physics in Medicine and Biology. 59 (10), 2369-2380 (2014).</li>
<li>Shefner, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+ALS+progression+with+a+dedicated+electrical+impedance+myography+system%5BTitle%5D)+AND+%22Amyotrophic+Lateral+Sclerosis+%26+Frontotemporal+Degeneration%22%5BJournal%5D)">Assessing ALS progression with a dedicated electrical impedance myography system.</a> Amyotrophic Lateral Sclerosis & Frontotemporal Degeneration. 19 (7-8), 555-561 (2018).</li>
<li>Lungu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantifying+muscle+asymmetries+in+cervical+dystonia+with+electrical+impedance%3A+a+preliminary+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Quantifying muscle asymmetries in cervical dystonia with electrical impedance: a preliminary assessment.</a> Clinical Neurophysiology. 122 (5), 1027-1031 (2011).</li>
<li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+assessing+paraspinal+muscles+of+patients+with+low+back+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Electrical+Bioimpedance%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for assessing paraspinal muscles of patients with low back pain.</a> Journal of Electrical Bioimpedance. 10 (1), 103-109 (2019).</li>
<li>Leitner, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+reducing+sample+size+in+Duchenne+muscular+dystrophy+trials%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Clinical+and+Translational+Neurology%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for reducing sample size in Duchenne muscular dystrophy trials.</a> Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (1), 4-14 (2020).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+ALS+clinical+trials+through+frequent+at-home+self-assessment%3A+a+proof+of+concept+study%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Clinical+and+Translational+Neurology%22%5BJournal%5D)">Improved ALS clinical trials through frequent at-home self-assessment: a proof of concept study.</a> Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (7), 1148-1157 (2020).</li>
</ol>

S. B. Rutkove détient une participation et agit à titre de consultant et de conseiller scientifique auprès de Myolex, Inc., une société qui conçoit des dispositifs d’impédance à des fins cliniques et de recherche, et du système mView utilisé ici. Il est également membre du conseil d’administration de la société. La société a également une option pour concéder sous licence une technologie d’impédance brevetée dont S. B. Rutkove est nommé comme inventeur. Les autres auteurs n’ont aucune autre affiliation ou implication financière pertinente avec une organisation ou une entité ayant un intérêt financier ou un conflit financier avec le sujet ou les documents discutés dans le manuscrit en dehors de ceux divulgués.

Cet article fournit les méthodes de base pour effectuer l’EIM chez les rongeurs, à la fois in vivo et ex vivo. Pour acquérir des mesures fiables, il est essentiel d’effectuer une série d’étapes. Tout d’abord, il faut bien identifier le muscle d’intérêt, car chaque muscle aura des réponses différentes aux maladies, au traitement et à la pathologie. Il faut garder à l’esprit que les données acquises sur un muscle (par exemple, gastrocnémien) ne fourniront pas les mêmes informations que sur un autre muscle...

La myographie d’impédance électrique (MIE) fournit une méthode puissante pour évaluer l’état musculaire, permettant potentiellement le diagnostic des troubles neuromusculaires, le suivi de la progression de la maladie et l’évaluation de la réponse au traitement 1,2,3. Il peut être appliqué de manière analogue aux modèles de maladies animales et aux humains, ce qui permet une traduction relativement transparente des études précliniques aux études cliniques. Les mesures EIM sont facilement obtenues à l’aide de quatre électrodes placées linéairement, les deux électrodes externes appliquant un courant électrique faible et indolore sur une gamme de fréquences (généralement entre 1 kHz et environ 2 MHz), et les deux électrodes internes enregistrant les tensions résultantes1. À partir de ces tensions, les caractéristiques d’impédance du tissu peuvent être obtenues, y compris la résistance (R), une mesure de la difficulté pour le courant de traverser le tissu, et la réactance (X) ou « chargeabilité » du tissu, une mesure liée à la capacité du tissu à stocker la charge (capacité). À partir de la réactance et de la résistance, l’angle de phase (θ) est calculé via l’équation suivante: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/63513/63513eq01.jpg" style="margin: auto;">, fournissant une seule mesure d’impédance sommative. De telles mesures peuvent être obtenues à l’aide de n’importe quel dispositif de bioimpédance multifréquence. Comme les myofibres sont essentiellement de longs cylindres, le tissu musculaire est également très anisotrope, le courant circulant plus facilement le long des fibres qu’à travers elles 4,5. Ainsi, l’EIM est souvent effectuée dans deux directions: avec le réseau placé le long des fibres de telle sorte que le courant leur soit parallèle, et à travers le muscle de telle sorte que le courant circule perpendiculairement à elles. De plus, dans les mesures ex vivo, où un volume connu de tissu est mesuré dans une cellule de mesure d’impédance, les propriétés électriques inhérentes du muscle (c’est-à-dire la conductivité et la permittivité relative) peuvent être déduites6.
Le terme « troubles neuromusculaires » définit un large éventail de maladies primaires et secondaires qui entraînent une altération et un dysfonctionnement musculaire structurel. Cela comprend la sclérose latérale amyotrophique et diverses formes de dystrophie musculaire, ainsi que des changements plus simples liés au vieillissement (p. ex. sarcopénie), à l’atrophie de la désuétude (p. ex. en raison d’un alitement prolongé ou de la microgravité) ou même à une blessure7. Bien que les causes soient nombreuses et puissent provenir du motoneurone, des nerfs, des jonctions neuromusculaires ou du muscle lui-même, l’EIM peut être utilisée pour détecter les altérations précoces du muscle dues à bon nombre de ces processus et pour suivre la progression ou la réponse au traitement. Par exemple, chez les patients atteints de dystrophie musculaire de Duchenne (DMD), il a été démontré que l’EIM détecte la progression de la maladie et la réponse aux corticostéroïdes8. Des travaux récents ont également montré que l’EIM est sensible à divers états de désuétude, y compris la gravité fractionnée9, comme ce serait le cas sur la Lune ou Mars, et les effets du vieillissement10,11. Enfin, en appliquant des algorithmes prédictifs et d’apprentissage automatique à l’ensemble de données obtenues à chaque mesure (données multifréquences et directionnellement dépendantes), il devient possible de déduire les aspects histologiques du tissu, y compris la taille des myofibres 12,13, les changements inflammatoires et l’œdème 14, et la teneur en tissu conjonctif et en graisse 15,16.
Plusieurs autres méthodes non invasives ou mini-invasives sont également utilisées pour évaluer la santé musculaire chez les humains et les animaux, y compris l’électromyographie à l’aiguille17 et les technologies d’imagerie telles que l’imagerie par résonance magnétique, la tomographie informatisée et l’échographie18,19. Cependant, EIM présente des avantages distincts par rapport à ces technologies. Par exemple, l’électromyographie enregistre uniquement les propriétés électriques actives des membranes myofibreuses et non les propriétés passives, et ne peut donc pas fournir une véritable évaluation de la composition ou de la structure musculaire. À certains égards, les méthodes d’imagerie sont plus étroitement liées à l’EIM, car elles fournissent également des informations sur la structure et la composition des tissus. Mais dans un certain sens, ils fournissent trop de données, nécessitant une segmentation détaillée des images et une analyse d’experts plutôt que de simplement fournir une sortie quantitative. De plus, compte tenu de leur complexité, les techniques d’imagerie sont également grandement influencées par les spécificités du matériel et des logiciels utilisés, ce qui nécessite idéalement l’utilisation de systèmes identiques afin que les ensembles de données puissent être comparés. En revanche, le fait que l’EIM soit beaucoup plus simple signifie qu’il est moins impacté par ces problèmes techniques et ne nécessite aucune forme de traitement d’image ou d’expertise.
Le protocole suivant montre comment effectuer une EIM in vivo chez le rat et la souris, en utilisant à la fois des techniques non invasives (réseau de surface) et mini-invasives (réseau d’aiguilles sous-cutanées), ainsi que des EIM ex vivo sur des muscles fraîchement excisés.

<table><tbody><tr><td>Imprimante 3D</td><td>Formlabs Inc.</td><td>Form 2 Imprimante</td><td>3D</td>de bureau</tr><tr><td>Imprimante 3D</td><td>Shenzhen Creality 3D Technology Co. LTD</td><td>Creality Ender 3 V2</td><td>Imprimante 3D</td></tr><tr><td>Ruban chirurgical 3M Micropore</td><td>Fisher</td><td>19-027761 et 19-061655</td><td>modèles 1530-0 et 1530-1</td></tr><tr><td>Ruban chirurgical 3M TRANSPORE</td><td>Fisher</td><td>18-999-380 et 18-999-381</td><td>modèles 1527-0 et 1527-1</td></tr><tr><td>En-tête de connecteur vertical 10 POS espacement de</td> <td>1 mmDigi-Key (solution de connecteur Sullins)</td><td>S9214-ND (SMH100-LPSE-S10-ST-BK)</td><td>Entretoise en plastique Trous de 1 mm pour le réseau in vivo de rat représenté sur la figure 2A</td></tr><tr><td>Applicateurs à embout de coton</td><td>Fisher</td><td>22-363-172</td><td></td></tr><tr><td>Cire dentaire</td><td>Fisher</td><td>NC9377103</td><td></td></tr><tr><td>Agent dépilatoire</td><td>NAIR</td><td>NA</td><td>Lotion décapante à l’huile pour bébé adoucissante</td></tr><tr><td>Dumont #7b Forceps</td><td>Fine Outils scientifiques</td><td>n° 11270-20</td><td>Utilisé pour la dissection, Style : #7b, Forme de l’embout : Courbé, Pointes : Standard, Dimensions de l’embout : 0,17 mm x 0,1 mm, Alliage/Matériau : Inox, Longueur : 11 cm</td></tr><tr><td>Pied à coulisse numérique électronique</td><td>Fisher</td><td>14-648-17</td><td>Utilisé pour mesurer les dimensions du muscle gastrocnémien</td></tr><tr><td>Cartouche double adhésive époxy 4 min de vie de travail</td><td>Devcon</td><td>série 14265, modèle 2217</td><td>Colle utilisée dans le réseau in vivo de rat illustré à la figure 2A</td></tr><tr><td>Cellule d’impédance diélectrique ex vivo</td><td>NA Les</td><td></td><td>cellules diélectriques NA personnalisées ont été imprimées en 3D dans le laboratoire de Rutkove</td></tr><tr><td>Graefe Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>n° 11051-10</td><td>Utilisé pour le muscle à placer et à ajuster, Longueur : 10 cm, Forme de l’embout : Courbé, Pointes : Dentelées, Largeur de l’embout : 0,8 mm, Dimensions de l’embout : 0,8 mm x 0,7 mm, alliage/matériau</td></tr><tr><td>Tondeuse à cheveux</td><td>Amazon</td><td>NA</td><td>Wahl animal professionnel BravMini+</td></tr><tr><td>Impédance Dispositif animal</td><td>Myolex</td><td>EIM1103</td><td>système mView - appareil de myographie d’impédance électrique expérimentale pour une utilisation dans la recherche animale</td></tr><tr><td>Réseaux d’aiguilles in vivo Personnalisé</td><td></td><td>NA</td><td>Matrices personnalisées utilisant des aiguilles sous-cutanées 27 G d’Ambu. La construction a été finalisée à l’aide d’une imprimante 3D dans le laboratoire de Rutkove</td></tr> Réseau de <tr><td>surface in vivo</td><td>NA personnalisé</td><td></td><td>Le réseau de surface in vivo a été imprimé et assemblé dans le laboratoire de Rutkove</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Patterson Veterinary Supplies</td><td>07-893-8441 (NDC : 46066-755-04)</td><td>Pivetal - Bouteille de 250 mL</td></tr><tr><td>Gaze non tissée</td><td>Fisher</td><td>22-028-559</td><td>2 x 2 pouces</td></tr><tr><td>Polystyrène Pesée Plats</td><td>Fisher</td><td>S67090A</td><td>Dimensions (L x l x H) : 88,9 mm x 88,9 mm x 25,4 mm</td></tr><tr><td>Lames de rasoir</td><td>Fisher</td><td>12-640</td><td>Utilisées pour couper les muscles aux bonnes dimensions, Lames en acier au carbone à un seul tranchant Ciseaux</td></tr><tr><td>fins pour étudiants</td><td>Outils scientifiques</td><td>fins n° 91460-11</td><td>Utilisés pour la dissection, Pointes : Tranchantes-tranchantes, Alliage/Matériau : Acier inoxydable pour étudiants, Dentelées : Non, Forme de la pointe : Droite, Tranchant : 20 mm, Longueur : 11,5 cm, Caractéristique</td></tr><tr><td> : Aiguilles sous-cutanées de qualité étudiante 27 G Neuroline</td><td>Ambu</td><td>745 12-50/24</td><td>Aiguilles utilisées dans le réseau in vivo de rat présenté sur la figure 2A</td></tr><tr><td>Ciseaux chirurgicaux - Outils</td><td>scientifiques fins</td><td>tranchants n° 14002-13</td><td>Utilisés pour couper la peau, Pointes : Sharp-Sharp, Alliage/Matériau : Acier inoxydable, Dentelé : Non, Forme de la pointe : Droit, Tranchant : 42 mm, Longueur : Électrodes</td></tr><tr><td>à aiguille monopolaires TECA ELITE</td> de 13 cm <td>Natus</td><td>902-DMG50-S</td><td>de 0,46 mm de diamètre (26 G). Blue hub</td></tr><tr><td>Teknova 0,9 % solution saline</td><td>Fisher</td><td>S5815</td><td>1000 mL stérile</td></tr></tbody></table>

réalisation de myographie d’impédance électrique in vivo et ex vivo chez les rongeurs

Performing In Vivo and Ex Vivo Electrical Impedance Myography in Rodents

La myographie d’impédance électrique (MIE) est une technique pratique qui peut être utilisée dans les études précliniques et cliniques pour évaluer la santé et la maladie des tissus musculaires. L’EIM est obtenue en appliquant un courant électrique de faible intensité, focalisé directionnellement, à un muscle d’intérêt sur une gamme de fréquences (c.-à-d. de 1 kHz à 10 MHz) et en enregistrant les tensions résultantes. À partir de ceux-ci, plusieurs composants d’impédance standard, y compris la réactance, la résistance et la phase, sont obtenus. Lors de la réalisation de mesures ex vivo sur un muscle excisé, les propriétés électriques passives inhérentes du tissu, à savoir la conductivité et la permittivité relative, peuvent également être calculées. L’EIM a été largement utilisée chez les animaux et les humains pour diagnostiquer et suivre les altérations musculaires dans diverses maladies, en relation avec une simple atrophie de désuétude, ou comme mesure d’intervention thérapeutique. Sur le plan clinique, l’EIM offre la possibilité de suivre la progression de la maladie au fil du temps et d’évaluer l’impact des interventions thérapeutiques, offrant ainsi la possibilité de raccourcir la durée des essais cliniques et de réduire les exigences relatives à la taille des échantillons. Parce qu’il peut être réalisé de manière non invasive ou peu invasive dans des modèles animaux vivants ainsi que chez l’homme, EIM offre le potentiel de servir de nouvel outil translationnel permettant à la fois le développement préclinique et clinique. Cet article fournit des instructions étape par étape sur la façon d’effectuer des mesures EIM in vivo et ex vivo chez la souris et le rat, y compris des approches pour adapter les techniques à des conditions spécifiques, telles que l’utilisation chez les chiots ou les animaux obèses.

L’EIM peut être obtenue dans de nombreuses conditions, y compris les réseaux in vivo de surface (Figure 1), les réseaux in vivo à aiguilles (Figure 2A-F) et les cellules diélectriques ex vivo (Figure 2G,H).
EIM fournit un instantané quasi instantané de l’état musculaire basé sur les valeurs d’impédance mesurées. Les mesures sont...

Cet article explique comment effectuer une myographie d’impédance électrique in vivo (à l’aide de réseaux d’électrodes de surface et à aiguilles) et ex vivo (à l’aide d’une cellule diélectrique) sur le muscle gastrocnémien du rongeur. Il démontrera la technique chez les souris et les rats et détaillera les modifications disponibles (c.-à-d. animaux obèses, petits).

Réalisation de myographie d’impédance électrique in vivo et ex vivo chez les rongeurs

Electrical impedance myography (EIM) is a convenient technique that can be used in preclinical and clinical studies to assess muscle tissue health and ...

La myographie d’impédance électrique est une technique invasive ou peu invasive pour évaluer l’état musculaire. Il fournit un indice quantitatif de la santé musculaire servant d’outil de diagnostic ou de biomarqueur. La technique est donc quantitative, rapide et ne nécessite pas d’analyse détaillée de l’image, de sorte qu’elle peut servir de biomarqueur pratique de l’état de la maladie dans une étude thérapeutique.Un autre aspect utile de la myographie d’impédance électrique est qu’elle est sensible à la plupart des types de pathologie musculaire squelettique. Les valeurs anormales de myographie d’impédance électrique peuvent révéler des altérations histologiques sous-jacentes. Pour les mesures de surface, la peau doit être bien préparée.Il faut se familiariser avec l’apparence des artefacts d’impédance de contact et remesurer si nécessaire. Pour commencer, placez la souris sur le banc en position couchée après avoir confirmé l’absence de réponse lors du test de pincement des orteils. Placez la patte de l’animal à analyser à un angle de 45 degrés avec le genou étendu et fixez le pied avec du ruban médical.Coupez la fourrure recouvrant le muscle gastrocnémien à l’aide d’une tondeuse à cheveux et appliquez une épaisse couche de crème dépilatoire sur la peau de l’animal pendant une minute. Retirez l’agent dépilatoire à l’aide de la gaze saturée saline et répétez ce processus jusqu’à trois fois jusqu’à ce que toute la fourrure recouvrant le muscle gastrocnémien soit enlevée. Connectez le réseau de surface au dispositif de myographie d’impédance électrique et laissez les électrodes reposer sur un morceau de gaze imbibé d’une solution saline.Placez le réseau de surface directement sur la peau, sur le muscle gastrocnémien orienté longitudinalement vers les fibres musculaires. Vérifiez le contact approprié en vérifiant que toutes les barres apparaissent en vert sur le logiciel avec la stabilité de la résistance, de la réactance et des valeurs de phase de 50 kilohertz. Acquérir ensuite les mesures de myographie d’impédance électrique.Faites pivoter le réseau de surface de 90 degrés et repositionnez-le sur la peau au-dessus du gastrocnémien pour obtenir les mesures transversales. Connectez le réseau d’aiguilles à l’appareil de myographie à impédance électrique et laissez le réseau d’électrodes reposer dans un bateau de pesée contenant une solution saline. Vérifiez ensuite la connectivité et la stabilité du signal.Placez le réseau d’aiguilles dans une position longitudinale par rapport aux fibres et appuyez fermement dans la peau jusqu’à ce que toutes les aiguilles pénètrent dans la peau et le muscle sous-jacent jusqu’à la protection en plastique sur le réseau. Acquérir les données. Retirez doucement le tableau et réinsérez-le à travers la peau et dans le muscle à un angle de 90 degrés par rapport à la première mesure dans le sens transversal.Acquérir ensuite ces données. Pour la myographie d’impédance électrique ex vivo, préparer la cellule diélectrique ex vivo, ajouter une solution saline à la chambre et connecter la cellule au dispositif de myographie d’impédance électrique pour obtenir les valeurs de référence. Placez le muscle gastrocnémien sur une feuille de cire dentaire et sectionnez-le à l’aide d’une lame de rasoir dans une règle pour obtenir une section de 10 millimètres sur 10 millimètres pour les rats.Et une section de cinq millimètres par cinq millimètres pour les souris du centre du muscle gastrocnémien. Placez délicatement le gastrocnémien dans les cellules dialectiques à l’aide d’une pince à épiler, en vous assurant que les fibres sont orientées longitudinalement et que le muscle est entièrement en contact avec les électrodes métalliques. Fixez la partie supérieure de la cellule dialectique et insérez deux aiguilles monopolaires de calibre 26 dans les deux trous.Connectez les fils du dispositif de myographie d’impédance électrique à la cellule ex vivo dans l’ordre mentionné dans le manuscrit. Acquérir ensuite la mesure longitudinale. Ouvrez la cellule dialectique et réorientez le muscle dans la direction transversale en le faisant pivoter de 90 degrés.Rattacher le sommet de la cellule dialectique et acquérir la mesure transversale. La myographie d’impédance électrique peut être obtenue dans de nombreuses conditions avec des réseaux in vivo de surface, des réseaux in vivo à aiguilles et des cellules dialectiques ex vivo. Des courbes représentatives pour la surface E I M sont montrées pour la phase, la réactance et la résistance pour les mesures longitudinales transversales.Certaines irrégularités, qui sont généralement liées à des problèmes de contact, peuvent entraîner des valeurs extrêmes observées à de basses fréquences. Un graphique montrant la réactance en tant que fonction de résistance et les directions longitudinales et transversales est affiché. Une bonne préparation de la peau est cruciale pour les mesures de surface.Il ne peut rester aucune fourrure. Répéter l’enlèvement de la fourrure, l’application de solution saline et la mesure si l’artefact de contact est identifié. La myographie à impédance électrique permet une meilleure évaluation de l’état de la maladie et des effets thérapeutiques dans des modèles de rongeurs, ce qui contribue à accélérer l’identification de nouvelles thérapies prometteuses pour le traitement des maladies neuromusculaires.

performing-vivo-ex-vivo-electrical-impedance-myography

Research

Recherche

JoVE Journal

Biology

Biologie

Cette vidéo montre la procédure d’enregistrement du potentiel d’action musculaire composé (CMAP) chez le rat en appliquant des stimuli électriques au nerf cubital, en ajustant les électrodes pour un signal optimal et en augmentant la stimulation pour évaluer la fonctionnalité nerveuse. Cette méthode permet d’étudier in vivo les fonctions nerveuses périphériques dans les troubles neurologiques.

Mesure in vivo du potentiel d’action musculaire composé chez un rat

Source : Jensen, V. N., et al. Mesure répétée de l’activité des muscles respiratoires et de la ventilation dans des modèles murins de maladies neuromusculaires. J. Vis. Exp. (2017). Cette vidéo montre la méthode d’enregistrement simultané de signaux de pléthysmographie et d’électromyographie dans un modèle de souris SLA en mouvement libre. La procédure consiste à utiliser des électrodes implantées et un émetteur pour capturer l’activité musculaire, ainsi qu’une chambre de pléthysmographie pour...

Enregistrement simultané de pléthysmographie et d’électromyographie dans un modèle de souris SLA

Les mesures de propriétés de conduction nerveuses in vivo illustrent un outil puissant pour caractériser différents modèles animaux de maladies neuromusculaires. Ici, nous présentons un protocole simple et fiable qui analyse électrophysiologique sur les nerfs sciatiques des souris anesthésiées peut être effectuée.

En Vivo mesures électrophysiologiques sur les nerfs sciatiques souris

Techniques de l’excitabilité axonale fournissent un outil puissant pour étudier la physiopathologie et les changements biophysiques qui précèdent les événements dégénératives irréversibles. Ce manuscrit illustre l’utilisation de ces techniques sur le nerf cubital de rats anesthésiés.

In Vivo Mesures électrophysiologiques du nerf cubital Rat avec test d’excitabilité axonale

La mesure de la conduction nerveuse est un outil utile pour évaluer les modèles murins de la neurodégénérescence, mais il est fréquemment appliqué seulement pour stimuler le nerf sciatique dans les membres postérieurs. Nous décrivons ici une technique pour mesurer les composés muscle potentiel d’action (CMAP) in vivo dans les muscles des membres antérieurs de souris innervés par le plexus brachial.

In Vivo Électrophysiologique mesure du potentiel d’Action musculaire composé de membres antérieurs dans des modèles murins de la dégénérescence des motoneurones

L’évaluation clinique de la spasticité basée sur le réflexe de Hoffmann (réflexe H) et utilisant la stimulation électrique des nerfs périphériques est une méthode établie. Ici, nous fournissons un protocole pour une stimulation nerveuse terminale et directe pour la quantification du réflexe H dans la patte avant de la souris.

Mesures terminales du réflexe H chez la souris

Cet article détaille la méthodologie d’émulation de la production de force musculaire in vivo lors d’expériences de boucle de travail ex vivo à l’aide d’un muscle « avatar » d’un rongeur de laboratoire pour évaluer les contributions des transitoires de tension et de l’activation à la réponse de la force musculaire.

« Avatar », une boucle de travail ex vivo modifiée utilisant une déformation et une activation in vivo

Dans cette étude, nous démontrons un protocole d’électromyographie à fibre unique (SFEMG) affiné pour permettre la mesure in vivo de la transmission de la jonction neuromusculaire (JNM) dans des modèles de rongeurs. Une approche étape par étape de la technique SFEMG est décrite pour permettre la quantification de la variabilité et de l’échec de la transmission de la JNM dans le muscle gastrocnémien du rat.

Électromyographie monofibre stimulée (SFEMG) pour l’évaluation de la transmission des jonctions neuromusculaires dans des modèles de rongeurs

Ce protocole décrit la fabrication à la main et l’implantation chirurgicale d’électrodes électromyographiques (EMG) dans les muscles des membres antérieurs de souris pour enregistrer l’activité musculaire pendant les expériences de comportement fixe de la tête.

Enregistrement de l’activité musculaire des membres antérieurs chez des souris fixées à la tête avec des électrodes EMG implantées de manière chronique

Notre objectif était de fournir un guide mis à jour et facile à suivre sur la fabrication et les tests d’électrodes d’électromyographie épimysiale. À cette fin, nous fournissons des instructions pour l’approvisionnement en matériaux et une présentation détaillée du processus de fabrication et de test.

Développement d’une électrode d’électromyographie épimysiale à faible coût : un flux de travail simplifié pour la fabrication et les tests

Un protocole est présenté pour l’installation et la préparation d’électrodes intramusculaires, ainsi qu’un appareil de mesure miniaturisé montable sur un animal pour l’analyse électromyographique (EMG) dans les études de locomotion. Ce système permet la transmission sans fil de données EMG en temps réel pour étudier la récupération de la locomotion chez des rats modèles d’AVC.

Un système portable de mesure par électromyographie en temps réel pour les petits animaux

Découvrez la myographie d'impédance électrique in vivo et ex vivo chez les rongeurs. Cette technique non invasive évalue quantitativement la santé musculaire et sert de biomarqueur diagnostique pour les pathologies neuromusculaires.

Réalisation de myographie d’impédance électrique in vivo et ex vivo chez les rongeurs

Explorer plus de vidéos